Biz C. için nuIs25 ve CGC için, bir Drosophila kafes korumak için Drosophila stok, Tarjani Agarwal Peter Juo Dr Krishanu Ray ederim elegans suşları. SPK Michael Nonet laboratuvarında jsIs609 yaptı. Biz mikroakışkan cihazlar jsIs609 hayvanların mitokondri ulaşım time-lapse görüntüleme onun yardım Arpan Agnihotri (BITS Pilani) teşekkür ederim. Biz zebrafish embriyolar bize sağlamak için Dr Vatsala Thirumalai ve Surya Prakash minnettarız. Biz Nanoteknoloji (No SR/55/NM-36-2005) Bilim ve Teknoloji-Merkezi Başkanlığı tarafından desteklenen dönen diske konfokal mikroskop kullanımı için NCB&#39;ları Dr Krishna ve CIFF ederim. Biz de tartışmalar için Kaustubh Rau, V. Venkatraman ve Chetana Sachidanand ederim. Bu çalışma DBT doktora bursu (SM), DST fast-track düzeni (SM) ve bir DBT hibe (SPK) tarafından finanse edildi. SA SPK DST ve CSIR bağışları ile desteklenmiştir.

1. SU8 Usta Fabrikasyon <ol><li> Clewin yazılımını kullanarak mikroakışkan yapıları tasarlama ve devre filmi 8 mikron asgari özellik boyutu ile 65.024 DPI lazer plotter ile yazdırabilirsiniz. </li><li> Akış tabakası ve ilgili kontrol katmanı için bir gofret her; 1 dk ve deiyonize su ile durulayın için% 20 KOH yerli oksit ile 2 cm X 2 cm lik silikon gofret temizleyin. </li><li> Azot gazı ile parçaları kurulayın ve 4 saat boyunca 120 ° C&#39;de sıcak bir plaka üzerinde kurutmak üfleyin. Parçaları bir sonraki adıma geçmeden önce oda sıcaklığına kadar soğumasını bekleyiniz. </li><li> Sıra silikon parçaları eğiren mandren bir seferde bir ve vakum açın. ~ 20 ul heksametil-disilazane (HMDS) ve ceket onları kullanarak bir sn 30 sn için 3.000 rpm ardından 5 için 500 rpm&#39;de SPIN150 spinner. Sahip silisyum yüzeylerde Kapak </li><li> SU8-2025 ~ 1.5 ml (tamamen silikon gofret Kapak <a href="http://www.microchem.com/Prod-SU82000.htm" target="_blank">http://</a>www.microchem.com/Prod-SU82000.htm) ve 5 saniye boyunca 500 rpm&#39;de SPIN150 eğiren kullanarak kat gofret 30 sn 2.000 rpm izledi. Bu, iplik protokol C larva erken aşamaları için kontrol ve akış tabakalar için uygun olan ~ 40 um kalınlıkta bir fotorezist üretir elegans. </li><li> Spin ~ 5 için 500 rpm&#39;de SPIN150 eğiren kullanarak 1.5 ml SU8-2050 sn C. geç larva aşamaları için akış tabakası imalatı için uygundur ~ 80 mikron bir fotorezist kalınlık elde etmek için 30 sn 2.000 rpm izledi elegans, Drosophila / zebrafish larva ve bunlara karşılık gelen kontrol tabakaları için bazal akış katmanı. </li><li> Üstüne SU8 kaplı tabakası ile sıcak plaka üzerinde silikon parçalarını yerleştirin. Yumuşak fırında 65 silikon kaplanmış parçalar ° C&#39;de 10 dakika süreyle 95 ° C&#39;de, ardından 1 dakika için. Parçaları bir sonraki adıma geçmeden önce oda sıcaklığına kadar soğumasını bekleyiniz. </li><li> SU8-2025 kaplamalı sur ile pozlama sahnede yumuşak pişmiş silikon parçalarını yerleştirinUV lamba bakan üst yüzü. C. erken larva evreleri için sırasıyla akış katmanı ve kontrol katmanı desen tasarımı I (L1, Şekil 1B) ve tasarımı II (L2, Şekil 1B) ile fotoğraf maske kullanın elegans. SU8 tabakasının üstüne fotoğraf maske yerleştirin ve maske kaplamalı katmanı karşı düz olduğundan emin olun. UV lamba deklanşör açın ve 15 saniye boyunca fotoğraf maske ile 200 Watt UV lamba yumuşak pişmiş SU8 gofret maruz kalmaktadır. </li><li> C. geç larva evreleri için akış katmanı ve kontrol katmanı üretmek için (adım 1.6 hazırlanmış) SU8-2050 kaplı parçalar üzerinde tasarımı I (L1, Şekil 1B) ve tasarımı II (L2, Şekil 1B) ile fotoğraf maske kullanın elegans. (I hazırlanan SU8-2050 ile kaplı gofret üzerine Drosophila / zebrafish larvalar için sırasıyla bazal akış katmanı ve kontrol katmanı için tasarım I (L1, Şekil 1C) ve tasarımı II (L2, Şekil 1C) ile fotoğraf maske kullanınn adım 1.6). 15 sn için 200 Watt UV lamba fotoğrafı maske aracılığıyla SU8 yüzeyleri açığa. </li><li> Üstüne kaplı tabakası ile sıcak bir plaka üzerinde maruz silikon parçalarını yerleştirin. 10 dakika boyunca 95 ° C&#39;de, ardından 1 dakika süreyle 65 ° C &#39;de fırında gofret nakledin. Parçaları bir sonraki adıma geçmeden önce soğumasını bekleyin. </li><li> 20 dakika için SU8 geliştirici çözelti kullanılarak parçalar geliştirin. Izo-propil alkol (IPA) içinde parçalar durulayın ve kuru nitrojen gazı kullanılarak darbe. </li><li> Üst SU8 desen ile bir desikatör içinde silikon parçalarını yerleştirin. Tricholoro 50 ul (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) 2 saat için bir desikatör içinde silan buhar ile kaplayın adettir. </li></ol> Önlemler: KOH tedavisi, fotorezist kaplama ve gelişmekte sırasında kimyasal çalışmalar için güvenlik önlemleri alın. Silan buhar kaplama bir havalandırılan bir desikatör içinde yapılmalıdır. Koru SU8 ışığa maruz yerinden direnirler. Bir UV lig ile koruyucu gözlük kullanınht kaynağı. 2. PDMS Kalıp İmalatı <ol><li> Plastik bir kap içinde sertleştirici 5 g Sylgard 184 taban 50 g birleştirilmesi ile 10:01 PDMS hazırlayın. ~ 3 dakika boyunca elle içeriği karıştırın. Karıştırma sırasında oluşan tüm hava kabarcıklarını çıkarmak üzere bir desikatör içinde Degas karışımı. </li><li> Hava kabarcığı oluşumunu önlemek için yavaşça, kontrol katmanı için, tasarım II SU8 deseni ile silikon gofret üzerinde 5 mm kalınlığında PDMS karışımı dökün. Kabarcıklar halinde bütün kabarcıklarını çıkarmak için düşük vakum içinde SU8 model üzerinde, gazdan arındırmak PDMS dökme sırasında oluşur. </li><li> Spinner mandrenin, akış katmanı için, tasarım I SU8-2025 modeli ile silikon gofret yerleştirin ve onları tutmak için vakum açın. ~ 1 PDMS karışımı ml ve kat 5 için 500 rpm&#39;de SPIN150 eğiren kullanarak gofret gofret örtün sn 30 sn için 1.500 rpm izledi. </li><li> Coat ~ tasarımı I (L1, Şekil 1B) SU8-2050 model 80 mikron ile silikon gofret 1 ml PDMS karışımı içinC. geç larva aşamaları için akım katmanı 5 saniye için 500 rpm&#39;de SPIN150 eğiren kullanarak elegans 30 sn için 1.000 rpm izledi. Coat 35 sn için 500 rpm&#39;de SPIN150 eğiren kullanarak Drosophila / zebrafish larvalar için akış katmanlı tasarımı I (L1, Şekil 1C) SU8-2050 modeli ile silikon parçaları üzerinde PDMS karışımı kalın bir tabaka. </li><li> Tasarım Bake PDMS kaplamalı silikon parçaları I ve kontrol katmanı için uygun tasarım II ile gofret C için PDMS içeren 50 bir sıcak hava konveksiyon fırında elegans ve / veya Drosophila / zebrafish larva ° 6 saat boyunca C. </li><li> C. için SU8 desen II içeren silikon substrat PDMS parça kesip elegans ve / veya Drosophila / zebrafish larva keskin bir bıçak kullanarak. Harris bir zımba kullanarak PDMS kalıp içinde ana tutucu bağlantı rezervuar üzerinde ~ 1 mm çapında küçük bir delik. </li><li> Delikli PDMS blok (kontrol için 40 mikron kalınlığında kalıp içeren yerleştirinyukarı bakacak şekilde kontrol tabakası ile kalıplanmış yan tepsi üstünde bir plastik tabaka L2). PDMS kaplı yüzeyi yukarı bakacak şekilde, aynı tepsiye 40 mikron kalınlığında SU8 tasarımı I içeren PDMS kaplı silikon gofret yerleştirin. Plazma temizleyici hücresinde tepsisini takın ve 2 dakika süreyle vakum açın. Daha sonra, plazma gücü açın ve odanın rengi açık pembe olana kadar odasının basıncını düşürebilir. 2 dakika için düşük vakum altında 18 Watt hava plazma için her iki yüzey Açığa. </li><li> C. geç larva evreleri için kalın SU8 usta içeren deseni II 80 mikron kaldırılır yumrukladı PDMS blok yerleştir yukarı bakacak şekilde kontrol tabakası ile kalıplanmış yan tepsi üstünde bir plastik ya da elegans Drosophila / zebrafish larva. Daha sonra C. I 80 mikron kalınlığında tasarımı içeren silikon gofret üzerine kaplanmış gelen pişmiş PDMS katmanı sıkma yerleştirin elegans aşamalarında veya düz PDMS kaplı s ile aynı tepsiye aynı anda Drosophila / zebrafish larvaurface yukarı bakacak. Aynı protokolü kullanın plazma hava almaları için yukarıda. </li><li> C. için iki plazma muameleye tabi olan yüzeylerde yerleştirin elegans ve / ya da birlikte hafif bir basınç ve 2 saat boyunca 50 ° C &#39;de bu sıcak hava konveksiyon fırını içinde fırında ile Drosophila / zebrafish larvası. </li><li> C. için SU8 tasarımı ile silikon substrat gümrüklü cihazlar Kes elegans ve / veya Drosophila / zebrafish larva. Punch erişim akış kanal giriş ve çıkış depoları delikler. </li><li> C. için bir plastik tepsi üzerinde gümrüklü PDMS kalıp yerleştirin yukarı bakacak akış katmanlı tasarım kalıp tarafı elegans. Temiz cam kapak kayma (22 X 22 mm, No 1 kalınlığı) ve aynı plastik tepsi üzerine yerleştirin. PDMS kalıp ve plazma odasının iç cam kapak kayma içeren kaseti takın. Alt cihazın PDMS yüzey ve cam kapak slipi ila 18 2 dk için düşük basınç altında Vat hava plazma Açığa. Gen ile iki plazma muameleye tabi olan yüzeylerde yerleştirinTLE basınç ve 2 saat boyunca 50 ° C &#39;de bu sıcak hava konveksiyon fırını içinde fırında. </li><li> Ileride kullanmak üzere temiz bir ortamda cihazı saklayın. </li></ol> 3. Drosophila / Zebra balığı Cihaz için ek adımlar <ol><li> Temiz bir cam yüzey boyutu 2 cm tricholoro 50 ul ile x 2 cm (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) 2 saat için bir desikatör içinde silan buhar. Açığa </li><li> Spin ~ 35 sn için 500 rpm&#39;de SPIN150 eğiren kullanarak Silanlanmış cam yüzey üzerinde adım 2.1 &#39;de hazırlanan 10:01 PDMS karışımı 1 ml. Yukarı bakacak kaplamalı yüzey 6 saat boyunca 50 ° C sıcaklıkta sıcak hava fırında PDMS kaplı cam yüzeyler pişirin. PDMS katmanı sonraki adıma geçmeden önce oda sıcaklığına kadar soğumasını bekleyiniz. </li><li> Punch PDMS ayırıcı tabaka oluşturur, PDMS ortasında özel yapılmış bir keskin metal zımba kullanarak kaplı tabaka. Metal zımba şekli, Drosophila / zebrafish için akış tasarımı (L1, Şekil 1C benzer tasarlanmıştır </strong&gt;). </li><li> PDMS ara katman ve düşük vakumlu plazma temizleyici kullanarak tek gümrüklü blok (Drosophila / zebrafish larvaları için adım 2.9 &#39;da yapılan akışı katman ve kontrol katmanı), 18 Watt hava plazma maruz. Birlikte iki plazma muameleye tabi olan yüzeylerde yerleştirin ve 50 bir sıcak hava fırın ° C&#39;de 2 saat boyunca bunları fırında. </li><li> Cam gümrüklü cihaz kesin, giriş ve çıkış depoları ve adım 2.11 &#39;da belirtildiği gibi bir plazma temizleyici kullanarak cam bir kapak kayma (22 X 22 mm, 1 Nolu kalınlık) tahvil ona yumruk erişim delikleri. Bu ~ 500 mikron bir kanal yüksekliği ile ilk evre Drosophila larvaları için bir immobilizasyon cihaz üretecek. Zebra balığı larvaları için, ek bir bağ adım PDMS ara katman üretim süreci çoğaltabilirsiniz. PDMS-S ikili tabaka 30 HFP zebrafish larvaları için 900 um arasında bir kanal yüksekliğini üretir. </li></ol> Önlemler: Cihaz üretim sırasında toz parçacıkları kaçının. İki plazma yüzey temizliğilar uygun bağların için ücretsiz tamamen toz olması gerekir. Özel bir temiz oda cihazları içinde toz parçacıklarının birikimi en aza indirmek için uygun olmadığı durumlarda bir desikatör içinde cihazları saklayın. 4. PDMS membranı kullanılarak <ol><li> 18 gauge iğne (dış çap ~ 1,25 mm) sayesinde basınçlı azot gazı kaynağı regülatör ve ana tuzak rezervuar diğer ucunu bir mikro-flex boru (iç çapı ~ 1.6 mm, dış çapı ~ 4.8 mm) bir ucunu tüp yapıştırılmış. Boru bağlantısının orta kullanılan bir 3-yollu musluk zar üzerinde uygulama ya da basınç serbest bırakma sağlar. </li><li> Bir C. ana tuzak rezervuar bağlamadan önce distile su ile 10 cm kolon PDMS cihaza bağlanmış boru Dolgu elegans ve / veya Drosophila / zebrafish larva cihaz. </li><li> 14 psi ve okuma inci yönünde saptırma ana tuzak zar izlemek için azot tedarik vanayıbir inverted mikroskop düşük büyütmede e akış kanalı. Mikro-flex tüp içinde su kolonunun 3 yollu musluk açık olduğunda sıkıştırılır. Deflected membran kenarları iletilen ışık (Şekil 1I ve 1J) görülebilir. Membran saptırma PDMS membran altında toz parçacıkları / kabarcıklar değiştirme nedenleri ve kanal sınırları onları iter. </li><li> Sıvı ön sıkışan hava olmadan tamamen mikrokanal doldurur kadar bekleyin. </li><li> Onun dinlenme pozisyonu için zar rahatlamak için 3-yollu musluk kullanılarak basınç serbest bırakın. </li></ol> 5. C. takma elegans, Drosophila ve Zebra balığı Cihaz içine Larva ve Esnek PDMS Membran altında Onları Hareketsizleştirici <ol><li> M9 tampon ile akış kanalı doldurun [3 g KH 2 PO 4, 6 gr Na 2 HPO 4, 5 g NaCl, 1 ml 1 M MgSO4, 1 L H2O, aut ile sterilizeoclaving] C için elegans 18 ya da 1X PBS bir 10 dakika süreyle daha önce Drosophila / zebrafish larvaların 19 [8 g NaCl, 0.2 g KCI, 1.44 gr Na 2 HPO 4, 0.24 g KH 2 PO 4, H2O 1 L için, otoklav ile sterilize] deney. </li><li> Tek bir C. bulun düşük bir büyütme stereo mikroskop kullanılarak NGM plaka 18 gerekli sahne elegans (veya agar yumurta plaka veya sıvı ortamda 20 elle dechorionated 30 hpf zebrafish larva ilk evre Drosophila larvaları). Bir mikro ucu içine tampon solüsyonunun küçük hacimli kullanarak tek bir hayvan seçin. Sonuna bir mikro ucu kullanın büyük Drosophila veya arabellekte zebrafish larva karşılamak için kesti. </li><li> Akış kanalı giriş aracılığıyla tek bir organizma itin. Ana tuzak altında bireysel hayvan konumlandırmak için pipetleme basıncını ayarlayın. </li><li> Yavaş yavaş kanal karşı hayvan konumlandırmak için PDMS membran basınç artışınel sınır ve C için 14 psi basınç ile hareketsiz elegans, Drosophila ve zebrafish larvaları için 3 psi 7 psi. </li><li> Görüş mikroskobik alanının merkezinde immobilize hayvan yerleştirin. Yüksek çözünürlüklü parlak alan veya floresan görüntüleme için istenen ayarları bir inverted mikroskop kullanın. Önceden kare hızında tek veya time-lapse floresans görüntüler elde edin. </li><li> Tuzak basıncı bırakın ve düşük büyütmede 5-10 dakika süreyle hayvan lokomosyon izlemek. </li><li> Hayvan yıkayın ve yukarıdaki adımları tekrarlamanız taze hayvan yerleştirin. </li><li> Bir şırınga kullanılarak uygulanabilir distile su kullanılarak atık rezervuar tüm hayvanlar yıkayın. Gelecekte yeniden kullanım için bir şırınga kullanarak hava basarak kanal kurulayın. </li></ol> Önlemler: ana kanal içindeki akış yüksek pipetleme basınç gerektiren Hayvanlar tuzaktan yayımlanmasından sonra kötü lokomosyon / sağlık göstermek eğilimindedir ve ima için kaçınılmalıdırging. Kristaller tarafından kanalın tıkanmasını önlemek için tampon herhangi bir iz için akış kanalı temizleyin. Yağ, yüksek çözünürlüklü görüntüleme için kullanılması durumunda, daha sonraki deneyler için gürültü oranı iyi bir sinyal vermeye devam edebilmek için cam kapak slipi temizleyin.

<ol>
	<li>Whitesides, G. M., Ostuni, E., Takayama, S., Jiang, X., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+lithography+in+biology+and+biochemistry.">Soft lithography in biology and biochemistry.</a> Annu. Rev. Biomed. Eng. 3, 335-373 (2001).</li><li>Guo, S. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femtosecond+laser+nanoaxotomy+lab-on-a-chip+for+in+vivo+nerve+regeneration+studies.">Femtosecond laser nanoaxotomy lab-on-a-chip for in vivo nerve regeneration studies.</a> Nat. Methods. 5, 531-533 (2008).</li><li>Gilleland, C. L., Rohde, C. B., Zeng, F., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+immobilization+of+physiologically+active+Caenorhabditis+elegans.">Microfluidic immobilization of physiologically active Caenorhabditis elegans.</a> Nat. Protoc. 5, 1888-1902 (2010).</li><li>Mondal, S., Ahlawat, S., Rau, K., Venkataraman, V., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo+neuronal+transport+in+genetic+model+organisms+using+microfluidic+devices.">Imaging in vivo neuronal transport in genetic model organisms using microfluidic devices.</a> Traffic. 12, 372-385 (2011).</li><li>Chung, K., Crane, M. M., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+on-chip+rapid+microscopy,+phenotyping+and+sorting+of+C.+elegans.">Automated on-chip rapid microscopy, phenotyping and sorting of C. elegans.</a> Nat. Methods. 5, 637-643 (2008).</li><li>Allen, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-synapse+ablation+and+long-term+imaging+in+live+C.+elegans.">Single-synapse ablation and long-term imaging in live C. elegans.</a> J. Neurosci. Methods. 173, 20-26 (2008).</li><li>Chronis, N., Zimmer, M., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+for+in+vivo+imaging+of+neuronal+and+behavioral+activity+in+Caenorhabditis+elegans.">Microfluidics for in vivo imaging of neuronal and behavioral activity in Caenorhabditis elegans.</a> Nat. Methods. 4, 727-731 (2007).</li><li>Rohde, C. B., Zeng, F., Gonzalez-Rubio, R., Angel, M., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+system+for+on-chip+high-throughput+whole-animal+sorting+and+screening+at+subcellular+resolution.">Microfluidic system for on-chip high-throughput whole-animal sorting and screening at subcellular resolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13891-13895 (2007).</li><li>Hulme, S. E., Shevkoplyas, S. S., Apfeld, J., Fontana, W., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfabricated+array+of+clamps+for+immobilizing+and+imaging+C.+elegans.">A microfabricated array of clamps for immobilizing and imaging C. elegans.</a> Lab Chip. 7, 1515-1523 (2007).</li><li>Zeng, F., Rohde, C. B., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sub-cellular+precision+on-chip+small-animal+immobilization,+multi-photon+imaging+and+femtosecond-laser+manipulation.">Sub-cellular precision on-chip small-animal immobilization, multi-photon imaging and femtosecond-laser manipulation.</a> Lab Chip. 8, 653-656 (2008).</li><li>Chokshi, T. V., Ben-Yakar, A., Chronis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CO2+and+compressive+immobilization+of+C.+elegans+on-chip.">CO2 and compressive immobilization of C. elegans on-chip.</a> Lab Chip. 9, 151-157 (2009).</li><li>Krajniak, J., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+high-resolution+imaging+and+culture+of+C.+elegans+in+chip-gel+hybrid+microfluidic+device+for+developmental+studies.">Long-term high-resolution imaging and culture of C. elegans in chip-gel hybrid microfluidic device for developmental studies.</a> Lab Chip. 10, 1862-1868 (2010).</li><li>Goodman, M. B., Hall, D. H., Avery, L., Lockery, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+currents+regulate+sensitivity+and+dynamic+range+in+C.+elegans+neurons.">Active currents regulate sensitivity and dynamic range in C. elegans neurons.</a> Neuron. 20, 763-772 (1998).</li><li>Snow, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+anterograde+intraflagellar+transport+motors+cooperate+to+build+sensory+cilia+on+C.+elegans+neurons.">Two anterograde intraflagellar transport motors cooperate to build sensory cilia on C. elegans neurons.</a> Nat. Cell Biol. 6, 1109-1113 (2004).</li><li>Lewis, J. A., Wu, C. H., Berg, H., Levine, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+levamisole+resistance+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of levamisole resistance in the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 95, 905-928 (1980).</li><li>Richmond, J. E., Jorgensen, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One+GABA+and+two+acetylcholine+receptors+function+at+the+C.+elegans+neuromuscular+junction.">One GABA and two acetylcholine receptors function at the C. elegans neuromuscular junction.</a> Nat. Neurosci. 2, 791-797 (1999).</li><li>Badre, N. H., Martin, M. E., Cooper, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+effects+of+carbon+dioxide+on+Drosophila+melanogaster+larvae.">The physiological and behavioral effects of carbon dioxide on Drosophila melanogaster larvae.</a> Comp. Biochem. Physiol. A. Mol. Integr. Physiol. 140, 363-376 (2005).</li><li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+C.+elegans.">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook. , 1-11 (2006).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+book.">The zebrafish book.</a> A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2000).</li><li>Henn, K., Braunbeck, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dechorionation+as+a+tool+to+improve+the+fish+embryo+toxicity+test+(FET)+with+the+zebrafish+(Danio+rerio).">Dechorionation as a tool to improve the fish embryo toxicity test (FET) with the zebrafish (Danio rerio).</a> Comp. Biochem. Physiol. C. Toxicol. Pharmacol. 153, 91-98 (2011).</li><li>Fatouros, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+tau+aggregation+in+a+novel+Caenorhabditis+elegans+model+of+tauopathy+mitigates+proteotoxicity.">Inhibition of tau aggregation in a novel Caenorhabditis elegans model of tauopathy mitigates proteotoxicity.</a> Hum. Mol. Genet. , (2012).</li><li>Barkus, R. V., Klyachko, O., Horiuchi, D., Dickson, B. J., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+an+axonal+kinesin-3+motor+for+fast+anterograde+vesicle+transport+that+facilitates+retrograde+transport+of+neuropeptides.">Identification of an axonal kinesin-3 motor for fast anterograde vesicle transport that facilitates retrograde transport of neuropeptides.</a> Mol. Biol. Cell. 19, 274-283 (2008).</li><li>Craig, M. P., Gilday, S. D., Hove, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-dependent+effects+of+chemical+immobilization+on+the+heart+rate+of+embryonic+zebrafish.">Dose-dependent effects of chemical immobilization on the heart rate of embryonic zebrafish.</a> Lab. Anim. (NY). 35, 41-47 (2006).</li><li>Pardo-Martin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+in+vivo+vertebrate+screening.">High-throughput in vivo vertebrate screening.</a> Nat. Methods. 7, 634-636 (2010).</li><li>Stainier, D. Y., Lee, R. K., Fishman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+development+in+the+zebrafish.+I.+Myocardial+fate+map+and+heart+tube+formation.">Cardiovascular development in the zebrafish. I. Myocardial fate map and heart tube formation.</a> Development. 119, 31-40 (1993).</li><li>Hall, D. H., Hedgecock, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin-related+gene+unc-104+is+required+for+axonal+transport+of+synaptic+vesicles+in+C.+elegans.">Kinesin-related gene unc-104 is required for axonal transport of synaptic vesicles in C. elegans.</a> Cell. 65, 837-847 (1991).</li><li>Kumar, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Caenorhabditis+elegans+Kinesin-3+motor+UNC-104/KIF1A+is+degraded+upon+loss+of+specific+binding+to+cargo.">The Caenorhabditis elegans Kinesin-3 motor UNC-104/KIF1A is degraded upon loss of specific binding to cargo.</a> PLoS Genet. 6, e1001200 (2010).</li><li>Ou, G., Vale, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+signatures+of+cell+migration+in+C.+elegans+Q+neuroblasts.">Molecular signatures of cell migration in C. elegans Q neuroblasts.</a> J. Cell. Biol. 185, 77-85 (2009).</li><li>Levitan, E. S., Lanni, F., Shakiryanova, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+vesicle+motion+and+release+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction.">In vivo imaging of vesicle motion and release at the Drosophila neuromuscular junction.</a> Nat. Protoc. 2, 1117-1125 (2007).</li><li>Morris, R. L., Hollenbeck, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+regulation+of+bidirectional+mitochondrial+transport+is+coordinated+with+axonal+outgrowth.">The regulation of bidirectional mitochondrial transport is coordinated with axonal outgrowth.</a> J. Cell. Sci. 104, 917-927 (1993).</li><li>Louie, K., Russo, G. J., Salkoff, D. B., Wellington, A., Zinsmaier, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+imaging+conditions+on+mitochondrial+transport+and+length+in+larval+motor+axons+of+Drosophila.">Effects of imaging conditions on mitochondrial transport and length in larval motor axons of Drosophila.</a> Comp. Biochem. Physiol. A. Mol. Integr. Physiol. 151, 159-172 (2008).</li><li>Pilling, A. D., Horiuchi, D., Lively, C. M., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin-1+and+Dynein+are+the+primary+motors+for+fast+transport+of+mitochondria+in+Drosophila+motor+axons.">Kinesin-1 and Dynein are the primary motors for fast transport of mitochondria in Drosophila motor axons.</a> Mol. Biol. Cell. 17, 2057-2068 (2006).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

PDMS microfluidic cihazlar bu nedenle herhangi bir yarı saydam / şeffaf model organizma ve in vivo görüntüleme yüksek çözünürlük için kullanılan optik olarak transparan vardır. Bizim tasarım bozulmadan canlı hayvan hücresel ve alt hücresel olayların yüksek büyütme uzay-zamansal görüntüleme için uygundur. Yumuşak litografi teknikleri kullanarak Mikro ve model organizmaların çeşitli boyutlar için cihaz boyutları kolay manipülasyon sağlar. Çeşitli büyüklüklerde aygıtlar ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar (isteğe bağlı) </td></tr><tr><td> Silikon gofret </td><td> Üniversite gofret </td><td> 150 mm (100) Makine Sınıf SSP Si </td><td></td></tr><tr><td> Clewin Yazılım </td><td> WieWeb yazılım </td><td> Sürüm 2.90 </td><td></td></tr><tr><td> Lazer çizici </td><td> Güzel Hat Görüntüleme </td><td> 65024 DPI </td><td></td></tr><tr><td> HMDS </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 440191-100ML </td><td></td></tr><tr><td> SU8 </td><td> MICROCHEM </td><td> SU8-2025, SU8-2050 </td><td></td></tr><tr><td> Geliştirici </td><td> MICROCHEM </td><td> SU8 Geliştirici </td><td></td></tr><tr><td> Silan </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 448931-10G </td><td></td></tr><tr><td> PDMS </td><td> Dow Corning </td><td> Sylgard 184 </td><td></td></tr><tr><td> UV lamba </td><td> Cumba </td><td> 66943 </td><td> 200W Hg Oriel Işık </td></tr><tr><td> Sıcak hava fırını </td><td> Ultra Aletleri </td><td> Özel yapılmış </td><td> 50 ° C &#39;de ayarlama </td></tr><tr><td> Sıcak plaka </td><td> IKA Laboratuvar Cihazları </td><td> 3810000 </td><td> <a href="http://www.ika.com" target="_blank">http://www.ika.com</a> </td></tr><tr><td> Plazma temizleyici </td><td> Harrick Plazma </td><td> PDC-32G </td><td></td></tr><tr><td> Topaç </td><td> Yarıiletken Üretim Sistemleri </td><td> SPIN150-NPP </td><td> <a href="http://www.SPS-Europe.com" target="_blank">www.SPS-Europe.com</a> </td></tr><tr><td> Cam kapak kayma </td><td> Gold Seal </td><td> 22 X 22 mm, No 1 kalınlığı </td><td></td></tr><tr><td>C. elegans </td><td> Caenorhabditis Genetik Merkezi (CGC) </td><td> e1265, ayIs4 </td><td></td></tr><tr><td> Drosophila </td><td> Bloomington </td><td> P {chaGAL4} / CYO, UAS-syt.eGFP </td><td></td></tr><tr><td> Zebra balığı </td><td> Hint vahşi tip </td><td> Yabani tip </td><td></td></tr><tr><td> Tygon tüpü </td><td> Sigma </td><td> Z279803 </td><td></td></tr><tr><td> Mikro iğne </td><td> Sigma </td><td> Z118044 </td><td> 1 cm parçalar halinde kesilmiş </td></tr><tr><td> 3 yollu musluk </td><td> Sigma </td><td> S7521 </td><td></td></tr><tr><td> Harris puncher </td><td> Sigma </td><td> Z708631 </td><td></td></tr><tr><td> Sıkıştırılmış nitrojen gazı </td><td> Yerel Gaz tedarikçisi </td><td></td><td> Basıncını kontrol etmek için bir düzenleyici kullanın </td></tr><tr><td> Stereo mikroskop &lt;/ Td&gt; <td> Nikon </td><td> SMZ645 </td><td></td></tr><tr><td> Konfokal mikroskop </td><td> Andor &amp; Olympus </td><td> Yokogawa dönen disk konfokal mikroskop </td><td></td></tr><tr><td> ImageJ </td><td> Ulusal Sağlık Enstitüleri </td><td> <a href="http://www.rsbweb.nih.gov/ij" target="_blank">www.rsbweb.nih.gov / ij</a> </td><td> Java tabanlı görüntü işleme programı </td></tr></tbody></table>

simple microfluidic devices for in vivo imaging of c. elegans, drosophila and zebrafish

Mikro fabrikasyon akışkan cihazları küçük organizmalar üzerinde in vivo çalışmalar için erişilebilir bir mikro-ortam sağlar. Basit üretim işlemlerinde yumuşak litografi teknikleri kullanarak 1-3 mikroakışkan cihazlar için kullanılabilir. Mikroakışkan cihazlar vivo lazer mikrocerrahi 2,6 ve hücresel görüntüleme 4,7 alt hücresel görüntüleme 4,5, için kullanılmaktadır. Vivo görüntüleme organizmaların immobilizasyon gerektirir. Bu emiş 5,8 kullanılarak elde edilmiştir, konik kanalların 6,7,9, deforme membranlar 2-4,10, ek soğutma 5, anestezik gaz 11, ısıya duyarlı jeller 12, siyanoakrilat yapıştırıcı 13 ve böyle levamizol 14 gibi anestezikler ile emiş , 15. Yaygın olarak kullanılan anestezik sinaptik iletim 16,17 etkilemek ve alt hücresel nöronal ulaştırma 4 üzerinde zararlı etkileri olduğu bilinmektedir. Bu study biz böyle Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larva ve zebrafish larva gibi bozulmamış genetik model organizmaların anestezik ücretsiz immobilizasyon sağlar poli-dimetil-siloksan (PDMS) aygıtı dayalı bir membran göstermektedir. Bu model organizmalar nedeniyle küçük çaplı ve optik olarak saydam veya yarı saydam cisimlerin mikroakışkan cihazlar in vivo çalışmalar için uygundur. Gövde çapları C. erken larva aşamaları için ~ 10 mikron dan ~ 800 mikron arasında değişir elegans ve zebrafish larva ve yüksek çözünürlüklü time-lapse görüntüleme için tam immobilizasyon elde etmek için farklı boyutlarda mikroakışkan cihazlar gerektirir. Bu organizmalar, bir sıvı sütunu ile sıkıştırılmış azot gazı tarafından uygulanan ve bir inverted mikroskop kullanarak görüntülü basıncı kullanılarak immobilize edilmiştir. Tuzak salınan Hayvanlar 10 dakika içinde normal hareket döner. Biz C. time-lapse görüntüleme dört uygulamaları göstermek elegansyani nöronların görüntüleme mitokondriyal ulaşım, nakliye kusurlu mutant, glutamat reseptör ulaşım ve Q neuroblast hücre bölünmesinde presinaptik vezikül taşınması. Bu tür filmler elde edilen veriler mikroakış immobilizasyon anestezi uygulanmış hayvanlar (Şekil 3C ve 1J 4-F) göre, hücresel ve alt-hücresel olayların in vivo veriler elde yararlı bir araçtır ve kesin olduğunu göstermektedir. Cihaz boyutları C. farklı aşamalarında time-lapse görüntüleme sağlamak için değiştirilmiş elegans, ilk evre Drosophila larva ve zebrafish larva. Duyusal nöronlarda GFP (syt.eGFP) ile etiketlendi synaptotagmin ile işaretlenmiş veziküllerin Ulaştırma bozulmadan ilk evre Drosophila larvaları kolinerjik duyusal nöronlarda eksprese sinaptik vezikül belirteçlerin yönlü hareketi gösterir. Benzer bir cihaz ~ 30 saat sonrası fertilizasyon (HPF) içinde kalp atışı time-lapse görüntüleme yürütmek için kullanılır olmuşturlarva zebrafish. Bu veriler, geliştirdiğimiz basit cihazlar vivo çeşitli hücre biyolojik ve gelişimsel fenomenleri araştırma modeli sistemleri çeşitli uygulanabilir olduğunu göstermektedir.

Bir akış katmanda (Layer 1) ve bir kontrol katmanı (Katman 2) Şekil 1&#39;de gösterildiği gibi: immobilizasyon cihazı bağ iki tabaka tarafından uydurulan bir bilayeri PDMS bloğudur. Ana tutucu bir regülatör ve bir sıvı kolonu (Şekil 1A) vasıtasıyla zar üzerine gerekli (3-14 psi) basınç uygulamak için bir 3-yollu kapama vanası yoluyla bir nitrojen gaz silindiri ile bağlanır. Deflected membran C. durağanlaştırır Farklı boyutları (Şekil 1B</s...

Watch this Scientific Journal Video about Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish at JoVE.com

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Basit bir mikroakışkan cihaz anestezik ücretsiz gerçekleştirmek için geliştirilmiştir<em&gt; In vivo</emVe&gt; görüntüleme<em&gt; C. elegans</em&gt;, Intakt<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva ve zebrafish larva. Cihaz, kalp ritmi, hücre bölünmesi ve hücre altı nöronal ulaşım gibi birçok süreçlerin zaman atlamalı görüntüleme gerçekleştirmek için bu model organizmalar hareketsiz bir deforme PDMS membran kullanır. Biz bu cihazın kullanımını göstermek ve farklı model sistemlerinden toplanan verilerin farklı örnekler göstereceğiz.

Için basit Mikroakışkan Cihazlar<em&gt; In vivo</emVe&gt; Görüntüleme<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Ve Zebra balığı

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

simple-microfluidic-devices-for-vivo-imaging-c-elegans-drosophila

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

17.0K Görüntüleme.  NCBS-TIFR. Basit bir mikroakışkan cihaz anestezik ücretsiz gerçekleştirmek için geliştirilmiştir In vivo görüntüleme C. elegans, Intakt Drosophila Larva ve zebrafish larva. Cihaz, kalp ritmi, hücre bölünmesi ve hücre altı nöronal ulaşım gibi birçok süreçlerin zaman atlamalı görüntüleme gerçekleştirmek için bu model organizmalar hareketsiz bir deforme PDMS membran kullanır. Biz bu cihazın kullanımını gö...

Video: Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting and counting cells. However, manipulating the cell within the fluidic domain remains a challenge and requires complicated fabrication protocols for forming valves and electrodes, or demands specialty equipment like optical tweezers. Here, we demonstrate that conventional printed circuit boards (PCB) can be used for the non-contact manipulation of cells by employing dielectrophoresis (DEP) for bead and cell manipulation in laminar flow fields for bioactuation, and for cell and bead separation in multichannel microfluidic devices. First, we present the protocol for assembling the DEP electrodes and microfluidic devices, and preparing the cells for DEP. Then, we characterize the DEP operation with polystyrene beads. Lastly, we show representative results of bead and cell separation in a multichannel microfluidic device. In summary, DEP is an effective method for manipulating particles (beads or cells) within microfluidic devices.

Dielectrophoresis (DEP) is an effective method to manipulate cells. Printed circuit boards (PCB) can provide inexpensive, reusable and effective electrodes for contact-free cell manipulation within microfluidic devices. By combining PDMS-based microfluidic channels with coverslips on PCBs, we demonstrate bead and cell manipulation and separation within multichannel microfluidic devices.

Çok kanallı mikroakışkan Cihazlar ayırmak Boncuk ve Hücreler Dielectrophoresis ve Laminar Flow

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting ...

Biyomühendislik

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

Mikroakışkan Tekniği Hücre deformabilitesi Probe

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Microtissue Sabitleme için mikroakışkan Cihazlar Katman-katman Kolajen Biriktirme

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Bir Çok Kanallı Çift elektrik alan mikroakışkan Chip kullanarak Akciğer Kanseri Hücreleri Electrotaxis Çalışmaları

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct 3D paper microfluidic devices. This method of adhesive application forms semi-permanent bonds between layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use and to ease folding complex nonplanar structures.

3D Kağıt mikroakışkan Cihazlar Construct Yapışkan Desenlendirme kullanma

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Ventilli Katmanlı mikroakışkan Cihazlar için çok adımlı Değişken Yükseklik Fotolitografi

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

İmmüno için üç boyutlu Paper-based mikroakışkan Cihazlar İmalat

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

Hücre Göç Çalışmaları altında Dik Kimya ve Oksijen Gradyanların için polidimetilsiloksan-polikarbonat mikroakışkan Cihazlar

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...

A Simple and Scalable Fabrication Method for Organic Electronic Devices on Textiles

Today, wearable electronics devices combine a large variety of functional, stretchable, and flexible technologies. However, in many cases, these devices cannot be worn under everyday conditions. Therefore, textiles are commonly considered the best substrate to accommodate electronic devices in wearable use. In this paper, we describe how to selectively pattern organic electroactive materials on textiles from a solution in an easy and scalable manner. This versatile deposition technique enables the fabrication of wearable organic electronic devices on clothes.

In this paper, we present a protocol to selectively deposit organic materials on textiles, which allows for the direct integration of organic electronic devices with wearables. The fabricated devices can be fully integrated in textiles, respecting their mechanical appearance and enabling sensing capabilities.

Tekstil Organik Elektronik Cihazlar Basit ve Ölçeklenebilir Fabrikasyon Yöntemi

Today, wearable electronics devices combine a large variety of functional, stretchable, and flexible technologies. However, in many cases, these devices ...

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved useful as a convenient live imaging platform providing capabilities for precise control of experimental conditions in real time. In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing WormSpa, a previously-published custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes. To illustrate the capability, we performed proof-of-principle experiments in which worms were infected in the device with pathogenic bacteria, and the dynamics of expression of immune response genes and egg laying were monitored continuously in individual animals. The simple design and operation of this device make it suitable for users with no previous experience with microfluidic-based experiments. We propose that this approach will be useful for many researchers interested in longitudinal observations of biological processes under well-defined conditions.

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing a custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes.

Boyuna Imaging'de Caenorhabditis elegans için bir mikrosıvısal Platform

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...