Bu çalışma ya predoctoral Bursu (EDK), NARSAD Genç Araştırmacı Ödülü (DK) ve NIMH BEYİNLER ödülü (R01MH087495) (DK) CIRM desteklenmiştir.

Anestezi ve analjezi: öncesi anestezi Otuz dakika, analjezi için 0.05 mg / kg subkutan buprenorfin ile sıçan enjekte. 30-40 mg / kg intraperitoneal sodyum pentobarbital ile anestezi başlatın. Bu noktada, aynı zamanda (2 mg / kg deri altı) başka analjezik olarak solunum yetmezliği (0.4 mg / kg, deri altı) ve meloksikam önlemek için atropin enjekte edilir. 5 dakika sonra, sıçan hala mobil veya ayak tutam yanıt ise sıçan ağrı yanıt alınamayan mg / kg (periton) kadar, 5, sodyum pentobarbital sonraki dozlar vermek. Ilk kesi yapmadan önce, lokal anestezi için insizyon yerinde lidokain (5 mg / kg, intradermal) enjekte edilir. Altı ila sekiz saat ilk enjeksiyondan sonra, analjezi için 0.05 mg / kg subkutan buprenorfin ile sıçan enjekte. Gerekirse bu genellikle gerekli değildir ancak Buprenorfin, bundan sonra her 6-8 saatte bir enjekte edilebilir. Bu not etmek önemli olduğunu anestezi c diğer formlarıBir eksitotoksik lezyonlar müdahale. Ketamin kemirgenlerde anestezi yaygın olarak kullanılan bir formu olmasına rağmen bir NMDA reseptör antagonisti olduğu için örneğin, bu NMDA ile indüklenen lezyonları ile karışabilir. Bu lezyon boyutunu azaltmaz uyaran anestezi yöntemi seçmek önemlidir. Gaz anestezi isteniyorsa, burada açıklanan dahil en stereotaksik cihazları gaz maskesi adaptörleri ağırlayacak. Not: Malzeme spesifik reaktifler ve aşağıda ekipmanın Tablo de tarif edilmektedir. 1. Pompa ve Stereotax hazırlanması <ol><li> Steril su ile 10 ul Hamilton enjektörü ile doldurun ve 6 şırınga programlanabilir pompa caddy içine monte edin. Pompa kenetlenmiş tutucu içine şırınga pistonu sonunda sabitlemek. </li><li> Önceden doldurunuz bir iğne ve 1 ml şırınga kullanarak steril su ile PE20 tüp gaz sterilize. Bakımı olarak, Hamilton şırınga ile ilgili tüp açık ucuna kaydıraraktüp içinde hava kabarcıkları oluşmayacak şekilde ful. </li><li> Bir varil tarzı elektrot manipülatör kullanılarak bir stereotaksik cihazın kolu üzerine hortumun 30ga, düz kesim, 1 inç infüzyon iğnesi sonuna mandal. Kelepçe ve yivli namlu arasındaki infüzyon iğnesi takın. Tüp düzleşme ve sıvı akışını kısıtlayan önlemek için içindeki metal iğne içeren boru parçası üzerinde kelepçe sabitleyin. </li><li> &gt; 5 ul / dak pompa hızı ayarlayın ve pompa açın. Su bir boncuk infüzyon iğnesi ucunda görünmelidir. Sızıntı olmadığından emin olmak için boru ve eklem uzunluğu kontrol edin. </li><li> Steril bir bez ile boncuk su uzak silin ve çekme pompası ayarlayın. 2 ul hava kabarcığı geri çekin. Balonun üst boru görünür olmalıdır. </li><li> Steril 0.1M PBS içinde NMDA bir 20 mg / ml çözelti içinde infüzyon iğne ucu tutulur ve 4-5 ul çekilmesi. Bir hava kabarcığı steril su ve NMDA çözüm arasında görünür olmalıdırucu. Bu NMDA güçlü bir nörotoksin ve dikkatli bu çözümün hazırlanması ve taşıma esnasında kullanılması gerektiğini dikkate almak önemlidir. Eldiven ve göz koruması her zaman tavsiye edilir. </li></ol> 2. Steryotaksik bir cihazla Sıçan monte <ol><li> Şekil 1 steryotaksik bir cihazla bir bazik parça tasvir etmektedir. Kulakları, gözleri hattından sıçan başını tıraş sonra, sıçan vücudu orta ayarlanmış bir ısıtma yastığı üzerine oturtulmuş, snack bar üzerinde farenin ön dişler yükleyin. Dil alt çene ile, ısırık çubuğunun altında asmak gerekir. Varsa, bir sıcaklık geri ısıtma pedi tercih olacaktır. Rektal ısı takibi de ideal olacaktır. </li><li> Başparmak ve işaret parmağı ile sıçan boynuna Holding, sağ kulak çubuğu üzerine sağ yatay kulak taşıyın. Bu sağlam bir yer üzerine yerleşmiştir gibi bar hissetmeniz gerekir, o kadar kafa içine battı gibi değil. Kafasının sağ tarafına tutarak kararlı, sol kulak kaydırınfarenin sol yatay kulak yoluna bar. Bu sağlam bir yer üzerine yerleşmiştir gibi hissetmeniz gerekir. Pinnae simetrik görünmelidir ve kulak çubukları düz yalan görünmelidir. Yukarı doğru pinnae ve ışıl ışıl kulak çubukları uygunsuz yerleştirilmesi gösterir. Kafa boynu basınç yanıt olarak yalpalamasına olmamalıdır. </li><li> Burun çubuğu aşağı çevirin. Nazik olun. Burun kemikleri hassas ve burun çubuğu sıkı olması gerekmez. Rat geçmeden önce halen anestezi olup olmadığını kontrol edin. </li></ol> 3. Cerrahi Rat hazırlanması <ol><li> Steril bir pamuklu çubuk kullanarak, hafifçe kurutma ve enkaz onları korumak sıçan gözlerinin her birine veteriner oftalmik yağlama merhem küçük bir miktar koyun. </li><li> Konsantrik traş bölgenin kenarına planlanan insizyon sitesinden,% 2 klorheksidin solüsyonu ile farenin derisi silin% 70 etanol üç kez izledi. Daha etkili bir dezenfeksiyon isteniyorsa Klorheksidin fırçalama da kullanılabilir.% 10 povidon iyot çözeltisi ile silerek bitirin. Hazırlanan saçlı deri artık steril ve steril malzemeler ile temas edilmelidir. </li><li> Ileri adımlar için Don steril eldiven bir sonraki hazırlanmış cerrahi bölge ile ilgileneceğiz çünkü. </li><li> Fenestrasyon cerrahi bölge ortaya böylece steril bir örtü koyun. </li></ol> 4. Cerrahi Pencere Oluşturma <ol><li> Bir # 10 neşter bıçak kullanarak, kafa derisinin uzunlamasına orta hat boyunca bir kesi (uzunluğu yaklaşık 2 cm) olun. Kesi göz hattına posterior başlamalıdır. Başparmak ve non-dominant elin işaret parmağı ile, kesi yönüne gerginlik dik saçlı deri tutun. </li><li> Steril pamuk ipuçlarını kullanarak cerrahi alan kenarlarına kafatası yüzeyini kaplayan fasya çekin. Onu görülebilir böylece kafatasına temizlemek için biraz güç alacaktır. </li><li> Cerrahi bir pencere oluşturmak için dört eğri, steril hemostat kullanın. Ea üzerine Kelepçe fasya (NOT cilt)sonra ch insizyon anterior ve posterior yönlerini yan ve böylece açık kesi çekerek ve tam kafatası açığa hayvan yanında kelepçeler yatıyordu. </li></ol> 5.. Skull mastarlanıp Pilot Delik oluşturma <ol><li> Bregma, Şekil 2&#39;de gösterildiği gibi kafatasının üç ana tabak, karşılamak ön noktasını bulun. Iğne ucu sadece bregma at kafatası dokunur böylece infüzyon iğnesi taşıyın. Dorsal-ventral koordinat. Şekil 3 Stoelting stereotaksik cihaza koordinatları nasıl okunacağını gösterir unutmayın. Not, bu noktada, eldiven artık steril ve doğrudan steril cerrahi alan temas etmemelidir. Not: steril olmayan stereotaksik cihaza dokunduktan sonra, cerrah artık steril ve cerrahi alan ne de cerrahi alan dokunacak cihaz parçaları temas etmemelidir. </li><li> Depicte olarak lambda, kafatasının üç ana tabak karşılamak posterior noktası bulunŞekil 2, d. Biraz infüzyon iğnesi kaldırın ve düz geri lambda taşıyın. Sadece lambda at kafatası dokunana kadar iğne indirin. Dorsal-ventral koordinat okuyun. Kafatası seviyesi ise, bregma okuma 0,1 mm içinde olacaktır. Daha da kapalı bu fazla ise, (çıkış yolu) iğne yukarı taşımak, yeniden tedbir sonra burun çubuğu gevşetin ya snack bar platformu yükseltmek ya da düşürmek, hangi kafa sonu çok yüksek olduğuna bağlı olarak, ve. </li><li> Bregma üzerine infüzyon iğnesi taşı ve ön-arka ve medial-lateral koordinatları kaydedin. Iğne bir beyin atlası 12 göre ilgi beyin bölgesinin koordinatlarına göre hareket edilmelidir nerede hesaplayın. BLA için, ön-arka koordinat 2.8 mm çıkarma ve ya ekleyebilir ya da sağ veya sol hedeflemek isteyip istemediğinize bağlı olarak medial-lateral koordinat / den 5.1 mm çıkarın. Hesaplanan konumuna infüzyon iğnesi taşıyın. </li><li> Nee salıncaklarbu yer nerede izlemek ve sonra bağlı steril bir diş matkap ile Dremel moto-aracını kullanarak bu konumda çapında bir delik yaklaşık 2 mm çapında özen, yolumdan DLE. Matkap kafatası yoluyla kırıldığında dikkatle Matkap, muhtemelen dura ve altındaki beyin dokusunda hasar aşağı çekme eğiliminde olacaktır. Büyütmek için delik delmek. </li><li> Steril bir pamuklu çubuk ile herhangi bir kan emerler. </li></ol> 6. Nörotoksinin İnfüzyon <ol><li> Iğne geri konumuna Swing. O beyin yüzeyine temas edene kadar iğne indirin. Dorsal-ventral koordinat kaydedin. Bu dura seviyesidir. Ilgi beyin bölgesi ulaşmak için uygun Değ.Çıkar. Bazolateral amigdala, 6.7 mm çıkarın. </li><li> Yavaş hesaplanan seviyesine infüzyon iğne düşük olur. Sonra sıra kafatası üzerinde, o kadar geri kaldırın. Dikkatli olmayan t olmak, infüzyon iğne ucu unclog bir Hamilton enjektörü temizlik tel kullanınnon-steril eldiven ile infüzyon iğnesi ile temas tel sonunda ah. </li><li> &gt; 5 ul / dak pompa çalıştırmak ve infüzyon iğnesi çıkan sıvı bir boncuk görmek emin olun. Değilse, tel ile unclog ve tekrar deneyin. </li><li> Yavaş yavaş istenilen ventral / dorsal seviyesine infüzyon iğnesi indirin. </li><li> 0.1 ul / dk infüzyon pompası hızını ayarlayın ve infüzyon başlar. 2 dakika demlenmeye. </li><li> Infüzyon başladıktan sonra, siyah bir kalem ile tüpün içinde hava kabarcığı iki ucu işaretleyin. Iki ucu hareket etmiyorsanız, sizin iğne tıkalı. Infüzyon Dur, tel ile unclog, iğneyi, yeniden düşük iğne, yüksek bir debi ile akış kontrol edin ve tekrar deneyin. </li><li> Infüzyon tamamlandıktan sonra, pompayı durdurun ve iğne ucu uzak yayılmaya NMDA için 5 dakika bekleyin. </li><li> Iğne 0,5 mm kaldırın ve 1 dakika için tekrar süzülür. Iğne ucu uzak yayılmaya NMDA için 2,5 dakika bekleyin. Bu ekstra infüzyon olps BLA tüm infüzyon kapsamında olduğundan emin olun. Bu, diğer beyin bölgeleri için gerekli olup olmadığını deneysel olarak belirlenmiştir gerekir. </li><li> Yavaş yavaş beynin iğne dışarı kaldırın ve yol stereotaksik kolu dışarı salıncak. </li></ol> 7. Kesi Kapanış <ol><li> Don yeni steril eldiven insizyon kapatmak için. </li><li> Steril pamuk uçlu kafatası üzerinde herhangi bir aşırı kan dindiriniz ve şerit gelen kelepçeleri sökün. </li><li> Londra forseps kullanarak birlikte insizyon iki tarafı itin. Cildin iç kenarları yerine getirmeli ve cildin dış kenarı kesi içine kıvrılmasına izin verilmemelidir. Kesi basarak kapalı iken, sıkıca çıkıntı kapatmak için yara klipleri geçerlidir. Insizyon uzunluğu boyunca birlikte deri ve elyaf itmeye devam edin. Bu genellikle 3-5 yara klipleri alır. </li><li> Tüm yara klipleri yerleştirdikten sonra, Güvenli olduklarından emin olun, yine zımba sıkıştırmamaya forseps kullanabilir. Daha güvenli to klipler kesi iyileştikten önce, daha az muhtemel bir sıçan onları çeker. </li><li> Swab% 10 povidon iyot çözeltisi ve mobilite (genellikle 1-2 saat sonra anestezi, indüksiyon 30-45 dakika olmak kapatılması için toplam ameliyat süresi) geri gelene kadar onun ev kafes ve monitöre sıçan dönmek ile zımbalanmış kesi. Bu noktada, sıçan koloni odasında döndürülebilir. Bir hafta sonra, izofluran anestezisi altında bir zımba teli sökücü aracı ile zımba kaldırın. </li><li> Sonraki sıçan kullanımdan önce bütün aletlerin uç yüzeyleri sterilize etmek için sıcak bir boncuk sterilizatör kullanın. Araçlar artık daha 15 saniye boncuk dalmış olmalıdır, ya da işlemek için çok sıcak olabilir. Başka bir hayvan üzerinde kullanılan önce Aletleri tamamen soğutulması gerekmektedir. </li></ol> 8. Kurtarma <ol><li> Bu fareler lezyon takip eden günlerde nöbet aktivitesi gösteren olasıdır. Beyin bölgeye gıda tüketimi veya Gro gibi hasarlı, diğer davranışlar bağlıoming etkilenebilir. Bu hayvanların kurtarma sırasında sağlıklı kalmasını sağlamak için bir günlük olarak takip edilmesi önemlidir. Gibi sıvı gıda, yüksek kalorili gıda veya ek analjezi olarak destekleyici tedavi gerekebilir. Anesteziye bağlı ölüm% 5 genellikle daha az sıçanlarda, bir düşük oranda görülür. Diğer nedenlere bağlı mortalite (enfeksiyon, kanama) son derece nadirdir. Anestezi iyileşme sonrası stres belirtilerini Gelecekteki çalışmaların dışlanması için neden, ama son derece nadirdir. O beklenmelidir Şekil 4 ameliyat sonrası ilk birkaç gün içinde kilo kaybı gösteriyor olabilir. Vücut ağırlığı 1 hafta içinde toparlanma gerekir. </li></ol> 9. Temsilcisi Sonuçlar Bir hafta veya daha fazla NMDA infüzyondan sonra, lezyon bir cresyl-mor counterstain ve aydınlık mikroskopi kullanılarak görüntülenebilmekte. Brains 0.1M PBS ve froz% 30 sukroz dengelenmiş buz% 4 paraformaldehit ile perfüze edilmelidirtr. Daha sonra 1:06-01:12 bir dizi, 30-60 mikron dilimlenmiş ve standart bir cresyl menekşe counterstain geçmeden önce, jelatin kaplı cam üzerine monte edilmelidir. Lezyon bir &quot;kel bir nokta&quot; ya da lezyonun ardından hücre ölümü nedeniyle leke düşmüştür cresyl mor bir alana karşılık gelmelidir. Şekil 5A ve B BLA ve CEA temsilcisi lezyon göstermektedir. Bu görüntü, yüksek çözünürlüklü tarama (1200 dpi) ile yatay bir tarayıcı kullanılarak elde edilmiştir. Lezyon canlandırmak için bir yersiz lezyon bulunan böylece hedef alan çevreleyen dokuya çok yoluyla bir seri bölüme counterstain yardımcı olur. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/4079/4079fig1.jpg" /> Şekil 1.. Stereotaksik kurulum. Bu rakam etiketli ilgili kısımları ile sıçan stereotaksik gösterir. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/4079/4079fig2.jpg" /> Şekil 2. Sıçan sku üzerine bregma ve lambdall. Bu resimde bregma ve lambda yerleri gösteriyor. Bütün koordinatlar bregma göre ölçülür. Lambda kafatası düzeyde olmasını sağlamak için kullanılır. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/4079/4079fig3.jpg" /> Şekil 3. Stereotaksik koordinatları okuma. Bu çizim standart bir stereotaksik okuma resmediyor. Ondalık solundaki rakam elde etmek için, sağ tarafta işaretleri kullanabilirsiniz. Etiketli haneli onlarca yerde (= 10, 2 = 20 yani 1) karşılık gelir. Etiketli rakamları arasında karma işaretleri tek ünite (1-9) karşılık gelir. Sıfır çizgisi stereotax ayarlanır ne tamsayı de gösterir. Burada, sıfır hattı okuma 10 ile 11 arasında olduğunu gösteren, 10 ve 11 belirteçler arasındadır. Ondalık basamak sağında numaraları belirlemek için, sol tarafta işaretleri kullanabilirsiniz. Soldaki karma işaretlerinden bir birim farkı temsil eden her etiketsiz karma ile, 0 ile 10 numaralandırılırbu o gelecek. Sağdaki karma işaretleri ile en iyi yukarı sol hatlarında karma işaretleri hangisi koordinat okuma ilk ondalık basamak gösterir. İşte, sayı sağ tarafında karma işaretleri ile en iyi en fazla 9 hatları için sol karşılık üzerinde karma işareti ondalık 9 yani. Son okumada 10,9 mm&#39;dir. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/4079/4079fig4.jpg" /> Şekil 4. Ameliyattan sonra kilo değişikliği. Bu grafik stereotaksik cerrahi uygulanan ratlar (n = 17) ortalama (± SEM) ağırlığı gösterir veya (n = 6) ameliyat yoktu. Gün 0 ameliyat günüdür. Ameliyatından sonra, sıçan ağırlığı cerrahiden sonra 2-3 gün süreyle azalmış ve daha sonra günde yaklaşık 5-6 artmıştır. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/4079/4079fig5.jpg" /> Şekil 5. Eksitotoksik lezyon örneği. A) Bu görüntü bir cresyl menekşe &quot;kel ile 30 mikron koronal dilim counterstain gösterirbazolateral amigdala NMDA lezyondan nokta &quot;. beyaz oklar lezyon özetlemektedir. Hiçbir lezyon merkezi çekirdeğin amigdala. B) benzer bir lezyon olan beyin dilim karşı tarafa göre olabilir.

<ol>
	<li>Kirby, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basolateral+amygdala+regulation+of+adult+hippocampal+neurogenesis+and+fear-related+activation+of+newborn+neurons.">Basolateral amygdala regulation of adult hippocampal neurogenesis and fear-related activation of newborn neurons.</a> Mol. Psychiatry. , (2011).</li><li>Goosens, K. A., Maren, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contextual+and+auditory+fear+conditioning+are+mediated+by+the+lateral,+basal,+and+central+amygdaloid+nuclei+in+rats.">Contextual and auditory fear conditioning are mediated by the lateral, basal, and central amygdaloid nuclei in rats.</a> Learn Mem. 8, 148-155 (2001).</li><li>Korz, V., Frey, J. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+modulation+of+hippocampal+long-term+potentiation+under+stress+and+no-stress+conditions+in+basolateral+amygdala-lesioned+and+intact+rats.">Bidirectional modulation of hippocampal long-term potentiation under stress and no-stress conditions in basolateral amygdala-lesioned and intact rats.</a> J. Neurosci. 25, 7393-7400 (2005).</li><li>Bhatnagar, S., Vining, C., Denski, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+chronic+stress-induced+changes+in+hypothalamic-pituitary-adrenal+activity+by+basolateral+amygdala.">Regulation of chronic stress-induced changes in hypothalamic-pituitary-adrenal activity by basolateral amygdala.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1032, 315-319 (2004).</li><li>Ikegaya, Y., Saito, H., Abe, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attenuated+hippocampal+long-term+potentiation+in+basolateral+amygdala-lesioned+rats.">Attenuated hippocampal long-term potentiation in basolateral amygdala-lesioned rats.</a> Brain Res. 656, 157-164 (1994).</li><li>Ikegaya, Y., Saito, H., Abe, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+basomedial+and+basolateral+amygdaloid+nuclei+contribute+to+the+induction+of+long-term+potentiation+in+the+dentate+gyrus+in+vivo.">The basomedial and basolateral amygdaloid nuclei contribute to the induction of long-term potentiation in the dentate gyrus in vivo.</a> Eur. J. Neurosci. 8, 1833-1839 (1996).</li><li>Carter, R. N., Pinnock, S. B., Herbert, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+the+amygdala+modulate+adaptation+to+repeated+stress.">Does the amygdala modulate adaptation to repeated stress.</a> Neurosciene. 126, 9-19 (2004).</li><li>Roozendaal, B., McGaugh, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basolateral+amygdala+lesions+block+the+memory-enhancing+effects+of+glucocorticoid+administration+in+the+dorsal+hippocampus+of+rats.">Basolateral amygdala lesions block the memory-enhancing effects of glucocorticoid administration in the dorsal hippocampus of rats.</a> Eur. J. Neurosci. 9, 76-83 (1997).</li><li>Roesler, R., Roozendaal, B., McGaugh, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basolateral+amgdala+lesions+block+the+memory-enhancing+effect+of+8-Br-cAMP+infused+into+the+entorhinal+cortex+of+rats+after+training.">Basolateral amgdala lesions block the memory-enhancing effect of 8-Br-cAMP infused into the entorhinal cortex of rats after training.</a> Eur. J. Neurosci. 15, 905-910 (2002).</li><li>Roozendaal, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glucocorticoid+effects+on+memory+consolidation+depend+on+functional+interactions+between+the+medial+prefrontal+cortex+and+basolateral+amygdala.">Glucocorticoid effects on memory consolidation depend on functional interactions between the medial prefrontal cortex and basolateral amygdala.</a> J. Neurosci. 29, 14299-14308 (2009).</li><li>Kaufer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restructuring+the+neuronal+stress+response+with+anti-glucocorticoid+gene+delivery.">Restructuring the neuronal stress response with anti-glucocorticoid gene delivery.</a> Nat. Neurosci. 7, 947-953 (2004).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain: in stereotaxic coordinates-the new coronal set. , (2004).</li><li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents.">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880 (2008).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Burada sunulan stereotaksik yöntemle NMDA infüzyon ile spesifik beyin alanlarının eksitotoksik lezyon sağlar. Temel stereotaksik yöntemler bir yere-özgü bir şekilde farmakolojik ve biyolojik ajanları çok çeşitli aşılamak için adapte edilebilir. Aynı zamanda, bir beyin Atlas 12 kendi koordinat tarafından tanımlanan stereotaksik beyin bölgesi, çeşitli hedeflemek için adapte edilebilir. Fareler gibi diğer türler uyum küçük hayvan için yapılmış benzeri ekipman ile yapılabilir. Mev...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td> N-Metil-D-aspartik asit% 98 </td><td> Fisher Scientific </td><td> AC32919-0500 </td><td></td></tr><tr><td> Çift Lab Standart Stereotaksik w/45 deg. Kulak Çubukları </td><td> Stoelting </td><td> 51653 </td><td> Alternatif tedarikçi: Kopf uyarı * not: birden çok tedarikçiden satın eğer stereotaksik aksesuar uyumu temin </td></tr><tr><td> 10μl SYR ÖZEL (* / * / *) </td><td> Hamilton </td><td> 701SN </td><td></td></tr><tr><td> Dremel Moto-Aracı </td><td> Stoelting </td><td> 58600 </td><td> Alternatif tedarikçi: Kopf </td></tr><tr><td> Karbid aletleri, Handpiece HP, boyutu 2 </td><td> Schein Diş </td><td> 2284578 </td><td></td></tr><tr><td> 6 Şırınga Programı Stoeltingsinyalini okuyun Pompa </td><td> Stoelting </td><td> 53140 </td><td> Alternatif tedarikçi: Kopf </td></tr><tr><td> Paslanmaz Çelik 316 Hipodermik Düzenli Duvar Boru 30 Gauge 0,0123 &quot;OD x 0,00625&quot; ID x .003 &quot;Duvar (infüzyon iğnesi) </td><td> Küçük Parçalar </td><td> HTXX-30R-06-05 </td><td></td></tr><tr><td> Intramedic PE 20 boruları (infüzyon boru) </td><td> VWR </td><td> 63019-025 </td><td></td></tr><tr><td> Refleks Klipler, 9mm, steril olmayan </td><td> Kent Bilimsel Corp </td><td> INS500346 </td><td> Alternatif tedarikçi: Güzel Bilim Araçları </td></tr><tr><td> 9mm klipler için Refleks Klip tabancasına </td><td> Kent Bilimsel Corp </td><td> 12031-09 </td><td> Alternatif tedarikçi: Güzel Bilim Araçları </td></tr><tr><td> Kavisli Hartman hemostat </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 13003-10 </td><td></td></tr><tr><td> Londra forseps </td><td> Güzel Sceince Araçları </td><td> 11080-02 </td><td></td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> % 2 klorheksidin solüsyonu </td><td> Allivet </td><td> 30159 </td><td> Alternatif tedarikçi: PetSolutions </td></tr><tr><td> % 10 povidon iyot çözeltisi </td><td> CVS </td><td> SKU # 739575 </td><td></td></tr><tr><td> Sıcak boncuk sterilizatör </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 610183 </td><td></td></tr></tbody></table> Tablo 1. Özel reaktifler ve ekipman Tablo.

stereotaxic surgery for excitotoxic lesion of specific brain areas in the adult rat

Kemirgenler ve insan da dahil memelilerin, birçok davranışsal işlevleri farklı beyin bölgeleri tarafından esas olarak aracılık eder. Davranış veya diğer deney sonuçları için çeşitli beyin bölgelerinin seçici fonksiyonu için ortak bir yöntem işlevi yerelleştirilmiş bir ablasyon uygulamaktır. İnsanlarda, lokalize beyin lezyonları olan hasta popülasyonları genellikle hasarlı bölgenin temel işlev ortaya umuduyla, açıkları için incelenmiştir. Kemirgenler, bir deneysel spesifik beyin bölgelerinde lezyonlar uyarabilir. Lezyon çeşitli yollardan gerçekleştirilebilir. Elektrolitik lezyonlar lokalize hasara neden olabilir ancak bir hücre tiplerinin çeşitliliği yanı sıra lezyon alanının yakınında olmak olur diğer beyin bölgelerinden geçme lifleri zarar verecektir. Hücre tipine özgü arttırıcılar genetik teknikler de siteye özel hedefleme sağlayabilir İndüklenebilir. Bu teknikler hedef beyin alanına bağlı olarak karmaşık ve her zaman pratik değildir. Excitotstereotaksik cerrahi kullanarak oksik lezyon aksine, yerel glial hücrelere zarar veya liflerini geçme olmadan eksitatör nöronlar lezyon en güvenilir ve pratik yöntemlerden biridir. Burada, excitotoxin, bazolateral amigdala kompleksi içine N-metil-D-aspartat (NMDA), stereotaksik infüzyon için bir protokol mevcut. Anatomik işaretler kullanarak, bizim hedef beyin bölgesi konumunu belirlemek ve sadece hedefin üzerinde yerde bir enjeksiyon iğnesi düşürmek için stereotaksik koordinatları geçerlidir. Daha sonra yakındaki nöronların eksitotoksik ölümle sonuçlanan, beyin içine bizim excitotoxin süzülür. Tercih edilen deneysel bizim konusu bir sıçan olmasına rağmen, aynı yöntem ve cihaz koordinatlarında uygun ayarlamalar ile, diğer memeliler için uygulanabilir. Bu yöntem, bazolateral amigdala 1-6, diğer amigdala çekirdekler 6, 7, 8 hipokampus, ent dahil olmak üzere, beyin bölgelerinde çeşitli kullanılabilmektedirorhinal korteks 9 ve prefrontal korteks 10. Ayrıca, bu tür viral vektörler 1, 11 gibi biyolojik bileşikler aşılamak için kullanılabilir. Temel stereotaksik teknik de ilgi ait bir bileşik için daha uzun süreli maruz izin veren, daha kalıcı bir ozmotik pompa implantasyon için adapte edilmiş olabilir.

Watch this Scientific Journal Video about Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat at JoVE.com

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Stereotaksik koordinatları kullanarak excitotoxin infüzyonu ile belirli beyin bölgesinin Hedefli ablasyonu (ler) tarif edilir. Bu teknik aynı zamanda sıçan beyin içine diğer kimyasalların infüzyon için adapte edilebilir.

Yetişkin Rat spesifik Beyin Alanlarının eksitotoksik Lezyon için Stereotaksik Cerrahi

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

stereotaxic-surgery-for-excitotoxic-lesion-specific-brain-areas-adult

Research

JoVE Journal

Neuroscience

35.2K Görüntüleme.  University of California Berkeley. Stereotaksik koordinatları kullanarak excitotoxin infüzyonu ile belirli beyin bölgesinin Hedefli ablasyonu (ler) tarif edilir. Bu teknik aynı zamanda sıçan beyin içine diğer kimyasalların infüzyon için adapte edilebilir.

Video: Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to investigate the effects of locally manipulated neurotransmitter and signaling pathways in awake, behaving animals. Moreover, the stereotaxic implantation of electrodes for electrophysiological stimulation and recording studies has been instrumental to our current understanding of neuroplasticity and brain networks in behaving animals. Ever-increasing knowledge about optimizing surgical techniques in rodents1-4, public awareness concerning animal welfare issues and stringent legislation (e.g., the 2010 European Union Directive on the use of laboratory animals5) prompted us to refine these surgical procedures, particularly with respect to implementing new procedures for oxygen supplementation and the continuous monitoring of blood oxygenation and heart rate levels during the surgery as well as introducing a standardized protocol for post-surgical care. Our observations indicate that these modifications resulted in an increased survival rate and an improvement in the general condition of the animals after surgery (e.g. less weight loss and a more active animal). This video presentation will show the general procedures involved in this type of stereotaxic surgery with special attention to our several modifications. We will illustrate these surgical procedures in rats, but it is also possible to perform this type of surgery in mice or other small laboratory animals by using special adaptors for the stereotaxic apparatus6.

Stereotaxic surgery on rodents allows for targeted administration of drugs or electrical stimulation and recordings in awake, behaving animals. In this video presentation we will demonstrate recent procedural refinements to this long-standing procedure that successfully improved survival rate and reduced post-surgical weight loss.

Behavioral Neuroscience Kemirgen Stereotaksik Cerrahi ve Hayvan Refahı Sonuç İyileştirmeler

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

Nörobilim

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for tissue formation during embryonic development and tissue homeostasis during adulthood 1. Currently, great efforts are invested towards controlling the switch of somatic stem cells from expansion to differentiation because this is thought to be fundamental for developing novel strategies for regenerative medicine 1,2. However, a major challenge in the study and use of somatic stem cell is that their expansion has been proven very difficult to control.
Here we describe a system that allows the control of neural stem/progenitor cell (altogether referred to as NSC) expansion in the mouse embryonic cortex or the adult hippocampus by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, a major regulator of the G1 phase of the cell cycle and somatic stem cell differentiation 3,4. Specifically, two different approaches are described by which the cdk4/cyclinD1 complex is overexpressed in NSC in vivo. By the first approach, overexpression of the cell cycle regulators is obtained by injecting plasmids encoding for cdk4/cyclinD1 in the lumen of the mouse telencephalon followed by in utero electroporation to deliver them to NSC of the lateral cortex, thus, triggering episomal expression of the transgenes 5-8. By the second approach, highly concentrated HIV-derived viruses are stereotaxically injected in the dentate gyrus of the adult mouse hippocampus, thus, triggering constitutive expression of the cell cycle regulators after integration of the viral construct in the genome of infected cells 9. Both approaches, whose basic principles were already described by other video protocols 10-14, were here optimized to i) reduce tissue damage, ii) target wide portions of very specific brain regions, iii) obtain high numbers of manipulated cells within each region, and iv) trigger high expression levels of the transgenes within each cell. Transient overexpression of the transgenes using the two approaches is obtained by different means i.e. by natural dilution of the electroporated plasmids due to cell division or tamoxifen administration in Cre-expressing NSC infected with viruses carrying cdk4/cyclinD1 flanked by loxP sites, respectively 9,15.
These methods provide a very powerful platform to acutely and tissue-specifically manipulate the expression of any gene in the mouse brain. In particular, by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, our system allows the temporal control of NSC expansion and their switch to differentiation, thus, ultimately increasing the number of neurons generated in the mammalian brain. Our approach may be critically important for basic research and using somatic stem cells for therapy of the mammalian central nervous system while providing a better understanding of i) stem cell contribution to tissue formation during development, ii) tissue homeostasis during adulthood, iii) the role of adult neurogenesis in cognitive functions, and perhaps, iv) better using somatic stem cells in models of neurodegenerative diseases.

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Controlling the expansion of somatic stem cells is a major factor hampering their study and use in therapy. Here we describe a system to temporally control neural stem cells expansion during development and adulthood, which can be used to increase the number of neurons generated in the mouse brain.

Tarafından Embriyonik ve Erişkin Nöral Kök Hücre Genişletme<em&gt; In Utero</em&gt; Elektroporasyon veya Viral Stereotaksik Enjeksiyon

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Micromanipulation of Gene Expression in the Adult Zebrafish Brain Using Cerebroventricular Microinjection of Morpholino Oligonucleotides

Manipulation of gene expression in tissues is required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the cerebroventricular microinjection (CVMI) technique as a means to modulate gene expression in the adult zebrafish brain. By using CVMI, substances can be administered into the cerebroventricular fluid and be thoroughly distributed along the rostrocaudal axis of the brain. We particularly focus on the use of antisense morpholino oligonucleotides, which are potent tools for knocking down gene expression in vivo. In our method, when applied, morpholino molecules are taken up by the cells lining the ventricular surface. These cells include the radial glial cells, which act as neurogenic progenitors. Therefore, knocking down gene expression in the radial glial cells is of utmost importance to analyze the widespread neurogenesis response in zebrafish, and also would provide insight into how vertebrates could sustain adult neurogenesis response. Such an understanding would also help the efforts for clinical applications in human neurodegenerative disorders and central nervous system regeneration. Thus, we present the cerebroventricular microinjection method as a quick and efficient way to alter gene expression and neurogenesis response in the adult zebrafish forebrain. We also provide troubleshooting tips and other useful information on how to carry out the CVMI procedure.

In this article, we demonstrate a method for manipulation of gene expression in the ventricular cells of the adult zebrafish telencephalon using antisense morpholino oligonucleotides. We present this method as an efficient and quick protocol that can be used for functional studies in the adult vertebrate brain.

Morfolino Oligonükleotidler bir Cerebroventricular Mikroenjeksiyon kullanarak Yetişkin Zebra balığı Beyin Gen İfade Mikromanipülasyon

Manipulation of gene expression in tissues is  required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the  cerebroventricular ...

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion channel, and transporter cell surface presentation on a minutes time scale.&#160;There is a broad diversity of mechanisms that control endocytic trafficking of individual proteins. Studies investigating the molecular underpinnings of trafficking have primarily relied upon surface biotinylation to quantitatively measure changes in membrane protein surface expression in response to exogenous stimuli and gene manipulation.&#160;However, this approach has been mainly limited to cultured cells, which may not faithfully reflect the physiologically relevant mechanisms at play in adult neurons.&#160;Moreover, cultured cell approaches may underestimate region-specific differences in trafficking mechanisms.&#160;Here, we describe an approach that extends cell surface biotinylation to the acute brain slice preparation.&#160;We demonstrate that this method provides a high-fidelity approach to measure rapid changes in membrane protein surface levels in adult neurons.&#160;This approach is likely to have broad utility in the field of neuronal endocytic trafficking.

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Neuronal membrane trafficking dynamically controls plasma membrane protein availability and significantly impacts neurotransmission.&#160;To date, it has been challenging to measure neuronal endocytic trafficking in adult neurons.&#160;Here, we describe a highly effective, quantitative method to measure rapid changes in surface protein expression ex vivo in acute brain slices.

Beyin Dilim Biyotinilasyonu: An<em&gt; Ex Vivo</emYetişkin Nöronlar Bölge özgü Plazma Membran Protein Ticaretiyle Tedbir&gt; Yaklaşım

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

Sıçan beyin dokusunda incelemek için THP kullanılarak hücre-tipi-spesifik gen ifadesi

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Fare Hippocampus içine Oligomerik Amiloid-beta Stereotaksik İnfüzyon

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Yenidoğan fare beyin Striatal hücrelerdeki genetik manipülasyon için stereotaksik cerrahi

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional investigation of long-range connections requires targeted recordings of single neurons combined with the specific stimulation of identified distant inputs. This is often difficult to achieve with conventional and electrical stimulation techniques, because axons from converging upstream brain areas may intermingle in the target region. The stereotaxic targeting of a specific brain region for virus-mediated expression of light-sensitive ion channels allows selective stimulation of axons originating from that region with light. Intracerebral stereotaxic injections can be used in well-delimited structures, such as the anterior thalamic nuclei, in addition to other subcortical or cortical areas throughout the brain.
Described here is a set of techniques for precise stereotaxic injection of viral vectors expressing channelrhodopsin in the mouse brain, followed by photostimulation of axon terminals in the brain slice preparation. These protocols are simple and widely applicable. In combination with whole-cell patch clamp recording from a postsynaptically connected neuron, photostimulation of axons allows the detection of functional synaptic connections, pharmacological characterization, and evaluation of their strength. In addition, biocytin filling of the recorded neuron can be used for post-hoc morphological identification of the postsynaptic neuron.

This protocol describes a set of methods to identify the cell-type specific functional connectivity of long-range inputs from distant brain regions using optogenetic stimulations in ex vivo brain slices.

Fare Beyin Dilimlerinde Uzun Menzilli Girdilerin Optogenetik Stimülasyonu için Vivo İntraserebral Stereotaksik Enjeksiyonlarda

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

Erişkin Serebellar Dilimlerde Uzun Süreli Depresyon İndüksiyonunun Değerlendirilmesi

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the neurosciences. Phylogenetically, these animals are much closer to humans than rodents. They also display complex behaviors, including a wide range of vocalizations and social interactions. Here, an effective stereotaxic neurosurgical procedure for implantation of recording electrode arrays in the common marmoset is described. This protocol also details the pre- and postoperative steps of animal care that are required to successfully perform such a surgery. Finally, this protocol shows an example of local field potential and spike activity recordings in a freely behaving marmoset 1 week after the surgical procedure. Overall, this method provides an opportunity to study the brain function in awake and freely behaving marmosets. The same protocol can be readily used by researchers working with other small primates. In addition, it can be easily modified to allow other studies requiring implants, such as stimulating electrodes, microinjections, implantation of optrodes or guide cannulas, or ablation of discrete tissue regions.

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset Callithrix jacchus

This work presents a protocol to perform a stereotaxic, neurosurgical implantation of&#160;microelectrode arrays in the common marmoset. This method specifically enables electrophysiological recordings in freely behaving animals but can be easily adapted to any other similar neurosurgical intervention in this species (e.g., cannula for drug administration or electrodes for brain stimulation).