Bu çalışma Fondation pour la Recherche MEDICALE (FRM), ALS Araştırma (ALS Derneği), NIH NINDS Hibeler NS05462 ve NS034382 ve ANR Grant HyperMND için Milton Safenowitz Doktora Sonrası Bursu mali destek sayesinde mümkün oldu.

1. Adım Pre-anestezik ilaçlar: anestezi indüksiyonundan önce 10-15 dk sırasıyla salivasyon ve ödem, önlemek için atropin (0.20 mg / kg) ve methylprenidsolone (0.05 mg) alt-kutanöz enjekte. 2. Adım İki Anestezinin indüksiyonu: sodyum pentobarbital (70 mg / kg) ya da ketamin / ksilazin (10 mg / kg, sırasıyla 100 mg / kg ile) intra-peritoneal oluşan bir karışım enjekte edilir. Fare hiçbir ayak tutam refleksi elde edilebilir kadar küçük gidelim. Anestezi çok açık görünüyorsa, dozun 1/4 ile takviyesi. 3. Üçüncü Adım * Not: Bu ameliyatı bir terminal işlemdir. Anestezi cerrahi bir düzlem ulaşıldığında, bir yüzükoyun pozisyonda yükseltilmiş sıcak bir battaniye üzerinde fare aktarın. <ol><li> 100 ml / dakikalık bir akış saf O 2 sunan bir maske ile fare burun örtün. </li><li&gt;, bir saç kesme makinesi kullanılarak, kuyruk tabanına ense gelen dorsal bölgedeki tıraş. </li><li> Ayrıca sağ bacak Tıraş. </li><li> Sırtüstü pozisyonda fare çevirin ama yerde oksijen maskesi bırakmak ilgileneceğim. </li></ol> 4. Dördüncü Adım Bacaklarda çevresinde dolanmıştı ve çalışma yüzeyinin dört köşesine bağlanmış sütürler ile yerde fare sabitleyin. 5. Adım Beş Fare çekirdek sıcaklığı izlemek için bir sıcaklık probu yerleştirin. 36 ° C ve 38 ° C arasında çekirdek sıcaklığı korumak için ısıtma battaniye / lamba gücünü ayarlayın 6. Trakeotomi ve Yapay Havalandırma <ol><li> Künt makas kullanarak, trakea üzerinde bir kesim yapmak ve her iki tarafta uzakta deri çekin. </li><li> Künt forseps kullanarak, trakea kapsayan iki ince kasları (sternohyoid) açığa gibi tükürük bezi böylece parçalıyorlar. </li><li> Künt forseps kullanarak, iki musc ayırmaktrakea ortaya çıkarmak için onların medial ayrılması boyunca les. </li><li> Bir Dumont 7 forseps kullanarak, trakea altında 4.0 ipek sütür iki uzunluğu kaydırın. </li><li> Iki kıkırdak halkaları arasında trakea bir çapraz kesim olun ama bölüm trakea tamamen özen. </li><li> Trakea aşağı trakeal tüp takın, sonra üzerine sütür bağlayarak yerleştirme boşluğunun her iki taraftan sabitleyin. Endotrakeal tüp, bir fare vantilatör (SAR-830/AP, CWE Inc) ve bir capnograph (μcapstar, CWE Inc) ile bağlanır. Ventilatör saf O 2 bir kaynak, bir uyum çantası aracılığıyla bağlanır. Farenin yapay havalandırma mücadele değildir ve end-tidal pCO 2 4 ile% 5 arasında istikrarlı şekilde ventilatör (solunum hızı 100-150 bpm, end-tidal hacmi 170-310 ul) parametrelerini ayarlayın. </li></ol> 7. İntravenöz Hatlarının Yerleşimi <ol><li> Künt diseksiyon teknikleri kullanarak, juguler maruzBoyun bir tarafında damar. Bu seviyede, juguler ven iki büyük sandıklar, anterior ve posterior yüz damarlar böler. </li><li> Iki kez, bir bu sandıklar her biri için belirlenen aşağıdaki adımları uygulayın: <ol><li> Dumont 4 veya 5 forseps kullanarak, çevresindeki katılgandoku gelen ven dikkatle ayırın. </li><li> Dumont 7 forseps kullanarak, ven altında 6,0 ipek dikişlerle iki uzunluğu kaydırın. venin uzunluğu boyunca mümkün olduğunca onları ayırmak. </li><li> Ven (kalbe yakın taraf) proksimal tarafında küçük damar klipsi yerleştirin ve ven distal tarafına bağla. </li><li> Çok ince iris makası kullanarak, tamamen bölümüne ven büyük özen değil alarak, damar küçük bir transvers kesi yapmak. </li><li> Kadar gemi klibe, açılış önceden doldurulmuş 1FR kateter (premicath, VYGON) takın. </li><li> Bir Dumont 4 forseps birlikte ven ve kateter şekilde tutarak, damar klibi kaldırmak, daha sonra kateter birkaç mor itinvene e milimetre. </li><li> Ekleme bölgesinin her iki tarafında hem dikiş ile bağlayarak kateter elde edin. </li></ol></li><li> Kateterlerin biri anestezikler gerektiğinde (genellikle her 10-30 dk.) Ek doz enjekte etmek için şırınga veya bir şırınga pompası bağlandığında IV doz ya 6 mg / sodyum pentobarbital veya 1250 +40 mg / kg / ketamin / xylazine 12 dk kg. Diğer kateter NaHCO3 (% 1) ve plasmion (% 14) ihtiva eden bir% 4 glikoz çözeltisi yavaş yavaş damardan infüzyon (50 ul / saat) bir şırınga pompasına bağlanır. </li></ol> 8. İğne ve Sütür ile Boyun Cilt kapatın ve Yüzüstü Pozisyon Fare dön 9. Hind-bacak kas ve Sinirler diseksiyonu <ol><li> Makas kullanarak, Aşil tendonu için uyluğun üst bir kesi yapmak. Kan damarlarının zarar vermemeye dikkat ederek, altta yatan kasları gelen cilt ayırın. Gerektiği gibi Dağlamak. </li><li&gt; uyluk aşağı çalışan beyaz bir çizgi olarak görünür biseps femoris, ön kenar tanımlayın. Makas kullanarak, dikkatli diz hattı boyunca kalça kemiğinin tüm yol açabilir. Kasları ayırın. Siyatik sinir artık biceps femoris altında görülebilir. </li><li> Dikkatle Biceps Femoris teşrih. Kanamayı önlemek için gerektiği gibi / ligatür Dağlamak. Biceps Femoris tamamen kaldırılmış ya da sadece siyatik sinir ve triseps kaslarından hazırlanan doku açığa recline olabilir. </li><li> Sural sinir üzerinden teşrih. </li><li> 8/0 ipek iplik kullanarak, Ortak peroneal sinirin distalinde bağlayıp düğüm distalinde kesti. Mümkün olduğunca kalça olduğunca yakın, sinir tüm yol kadar teşrih. </li><li> Ortak peroneal ve sural sinirler arasındaki Tibial sinir tanımlayın. Tibial sinir farklı dalları arasında (bundan Tibial sinir olarak anılacaktır) derin gitmek dallarından Triseps surae innerve dalları tanımlamak. </li><li> 8/0 ipek kullanmadalları Triseps surae innerve korurken iplik, Tibial sinir bütün dalları birbirine bağla. Düğüm için distale Tibial sinir kesin ve mümkün olduğu kadar sinir kadar teşrih. </li><li> Bir sonraki adıma geçmeden ise kurutma önlemek için tuzlu batırılmış bir gazlı bez ile tüm bacak örtün. </li></ol> 10. Laminektomi <ol><li> Makas kullanarak, omurga boyunca bir kesi yapmak. Altta yatan kasları gelen cilt ayırın. </li><li> Subkutan kasları ayırmak için vertebra her iki tarafında iki insizyon yapın. Sonra her iki tarafta omurga tarafında takın Her bir kas tendon kesti. </li><li> Künt forseps ve ince bir küret kullanarak, açıkça her omur tanımlamak için spinöz süreçleri etrafında omurunun arka tarafındaki kas kalanını çıkarın. </li><li> Vertebra T13 ve L1 tanımlayın. T13 kaburga ekli olması son vertebra olduğunu. Vertebral kolon wkötü Cunningham Omurilik vertebral kelepçeleri (Co Stoelting) kullanılarak immobilize edilebilir. T13 ve L1 her tarafında spinal kelepçeler yerleştirin. Omurilik sıkıştırmak için değil dikkatli olun, ama boylamasına eksenine gerginlik biraz koydu. Omurga de forseps ile hafifçe bastırarak güvenli olup olmadığını kontrol edin. </li><li> Ince rongeurs kullanarak, böylelikle omurilik açığa T13 ve L1 sonra üzerinde lamina spinal süreçleri kaldırmak. </li><li> Kuruma önlemek için tuzlu batırılmış pamuk veya spongel küçük bit ile maruz omurilik örtün. </li><li> Omuriliği saran sırt üstünde bir ölçüye plastik banyo, yerleştirin. 4/0 ipek iplik kullanılarak yerinde banyo sabitleyin. Banyo Kwik-Cast mastik (TEFE) ile mühürleme suretiyle su geçirmez olduğundan emin olun. </li><li> Kwik-Cast kuruduktan sonra, omurilik kapsayan pamuk çıkarın ve mineral yağı ile banyo doldurmak. </li><li> Dumont 5 forseps ve çok ince iris makası kullanarak, yavaşça dura arkadaşı çekinr omuriliği saran, ve her iki yönde de, mümkün olduğu kadar açın. Omuriliğin her iki tarafında dura katlayın. </li><li> Bu vertebral kelepçe tarafından askıya tutmak gibi fare yüzden yalan olduğu ortaya platformu alçaltın. </li><li> Hayvanın geri bölge desteklemek için sakral bölgenin bir spinöz sıkıştırmak için başka bir vertebral kelepçe kullanır. </li><li> Üçüncü bir kelepçe sağ bacak ve ayak bileğinizi immobilize etmek için kullanılır, diz 90 ° fleksiyonda. </li></ol> 11. Aşil Tendon Diseksiyon <ol><li> Ekstremite diz ve ayak bileği 90 ° bükülmüş olan bacak alanı kapsayan gazlı bez çıkarın ve çevre dokulara serbest Aşil tendonu teşrih. Olduğu kadar aynı zamanda bunları çevreleyen dokudan mümkün Triseps surae olarak teşrih. </li><li> Kalkaneus yakın Plantaris kas tendon kesin, ardından tamamen tendon kaldırmak için tekrar kesti. </li><li> Bir dişli iğne kullanarak, inci ile 6/0 ipek iplik takmake Aşil tendon ve tendon etrafında bir üçlü düğüm yapmak. </li><li> Düğüm yakın kuvvet dönüştürücü yerleştirin, tendon distal bölümünü kesmek ve ipek iplik kullanarak kuvvet dönüştürücü takın. </li><li> Triseps surae kas fasya altında paslanmaz çelik tel iki uzunlukları yerleştirin. Bu teller EMG kayıt için bir hücre dışı AC yükselticiye bağlanmıştır. </li><li> Iki bipolar kanca elektrotlar üzerinde Common peroneal sinir ve Tibial sinir yerleştirin. </li><li> Anot yakındaki bir kas dokunmadan, bir kanca elektrot katot üzerinde Triseps surae sinir yerleştirin. </li><li> Bir izolasyon ünitesi tüm uyarıcı elektrotlar bağlayın. </li><li> Kord sırtında potansiyelleri kaydetmek için bir ekstraselüler AC amplifikatöre bağlı omuriliğin dorsal yüzeyi üzerinde bir top elektrot yerleştirin. Bir arka kas ile temas halinde bir Ag / AgCİ referans elektrotuna yerleştirin. </li></ol> 12. Adım Oniki Triseps surae sinir teşvikMaksimum seğirme genlik görülünceye kadar düşük frekans (&lt;1 Hz) artan bir yoğunluk 50 μsec kare darbe kullanarak. Yavaş yavaş kasılan genlik ulaşana kadar seğirme yanıtı genliği izlerken kas germek için kuvvet dönüştürücü hareket ettirin. 13. Motonöronlar intrasellüler Kayıtlar Bu noktadan itibaren, standart elektrofizyolojik teknikler, hücre içi bir elektrot hazırlamak omurilikteki bir nöron nüfuz ve motonöron olarak tanımlamak için kullanılır. <ol><li> Bir pipet çektirmesi (P-97 Mikropipet Çektirme, Sutter Instruments) kullanılarak bir ~ 1 mikron ucu bir cam mikropipet çekin. KCl bir 3M çözeltisi (elektrot MΩ 10-20 direnci) ile elektrot doldurun. </li><li> Bir micropositioner kullanarak, omurilik içine bir hücre içi amplifikatör (Axoclamp 2B, Axon Instruments) bağlı mikropipet, sürücü. E uyarılması tarafından ortaya çıkarılan yerel alan potansiyelleri Monitörach sinir Triseps surae ve motor havuzu bulmak için. </li><li> Mikroelektrot direncini izlerken varsayılan motonöronlar dikkatle yaklaşmak. Bir zar karşı iterken, direnci artırır. Penetrasyon bazen hücre içi amplifikatör &quot;buzz&quot; fonksiyonu kullanılarak kolaylaştırılabilir. </li></ol> 14. Ötenazi Prosedürü Deneyin sonunda, hayvanlar pentobarbital bir doz dekapitasyon ardından (210 mg / kg IV) ile ötenazi edilir.

<ol>
	<li>Liddel, E. G. T., Sherrington, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recruitment+and+some+other+factors+of+reflex+inhibition.">Recruitment and some other factors of reflex inhibition.</a> Proc. R. Soc. London. B, 488-518 (1925).</li><li>Huizar, P., Kuno, M., Miyata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+properties+of+spinal+motoneurones+of+normal+and+dystrophic+mice.">Electrophysiological properties of spinal motoneurones of normal and dystrophic mice.</a> The Journal of physiology. 248, 231-246 (1975).</li><li>Alstermark, B., Ogawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+recordings+of+bulbospinal+excitation+in+adult+mouse+forelimb+motoneurons.">In vivo recordings of bulbospinal excitation in adult mouse forelimb motoneurons.</a> Journal of neurophysiology. 92, 1958-1962 (2004).</li><li>Meehan, C. F., Sukiasyan, N., Zhang, M., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+properties+of+mouse+lumbar+motoneurons+revealed+by+intracellular+recording+in+vivo.">Intrinsic properties of mouse lumbar motoneurons revealed by intracellular recording in vivo.</a> Journal of neurophysiology. 103, 2599-2610 (2010).</li><li>Manuel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast+kinetics,+high-frequency+oscillations,+and+subprimary+firing+range+in+adult+mouse+spinal+motoneurons.">Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons.</a> J. Neurosci. 29, 11246-11256 (2009).</li><li>Iglesias, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mixed+mode+oscillations+in+mouse+spinal+motoneurons+arise+from+a+low+excitability+state.">Mixed mode oscillations in mouse spinal motoneurons arise from a low excitability state.</a> The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 5829-5840 (2011).</li><li>Crone, S. A., Zhong, G., Harris-Warrick, R., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+mice+lacking+V2a+interneurons,+gait+depends+on+speed+of+locomotion.">In mice lacking V2a interneurons, gait depends on speed of locomotion.</a> J. Neurosci. 29, 7098-7109 (2009).</li><li>Talpalar, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+minimal+neuronal+networks+involved+in+flexor-extensor+alternation+in+the+mammalian+spinal+cord.">Identification of minimal neuronal networks involved in flexor-extensor alternation in the mammalian spinal cord.</a> Neuron. 71, 1071-1084 (2011).</li><li>Rabe, N., Gezelius, H., Vallstedt, A., Memic, F., Kullander, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Netrin-1-dependent+spinal+interneuron+subtypes+are+required+for+the+formation+of+left-right+alternating+locomotor+circuitry.">Netrin-1-dependent spinal interneuron subtypes are required for the formation of left-right alternating locomotor circuitry.</a> J. Neurosci. 29, 15642-15649 (2009).</li><li>Gurney, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+neuron+degeneration+in+mice+that+express+a+human+Cu,Zn+superoxide+dismutase+mutation.">Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation.</a> Science. 264, 1772-1775 (1994).</li><li>Cifuentes-Diaz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurofilament+accumulation+at+the+motor+endplate+and+lack+of+axonal+sprouting+in+a+spinal+muscular+atrophy+mouse.">Neurofilament accumulation at the motor endplate and lack of axonal sprouting in a spinal muscular atrophy mouse.</a> Hum. Mol. Genet. 11, 1439-1447 (2002).</li><li>Simpson, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+(12+hours)+intravenous+anesthesia+in+the+rat.">Prolonged (12 hours) intravenous anesthesia in the rat.</a> Laboratory animal science. 47, 519-523 (1997).</li><li>Burke, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+Unit+Types+-+Functional+Specializations+in+Motor+Control.">Motor Unit Types - Functional Specializations in Motor Control.</a> Trends Neurosci. 3, 255-258 (1980).</li><li>Kerkut, G. A., Bagust, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+isolated+mammalian+spinal+cord.">The isolated mammalian spinal cord.</a> Prog. Neurobiol. 46, 1-48 (1995).</li><li>Carp, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+protocol+for+recording+from+spinal+motoneurons+of+adult+rats.">An in vitro protocol for recording from spinal motoneurons of adult rats.</a> Journal of Neurophysiology. 100, 474-481 (2008).</li><li>Mitra, P., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+In+Vitro+Spinal+Cord+Slice+Preparation+for+Recording+from+Lumbar+Motoneurons+of+the+Adult+Mouse.">An In Vitro Spinal Cord Slice Preparation for Recording from Lumbar Motoneurons of the Adult Mouse.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li><li>Husch, A., Cramer, N., Harris-Warrick, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+duration+perforated+patch+recordings+from+spinal+interneurons+of+adult+mice.">Long duration perforated patch recordings from spinal interneurons of adult mice.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li><li>Manuel, M., Zytnicki, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alpha,+beta+and+gamma+motoneurons:+functional+diversity+in+the+motor+system's+final+pathway.">Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway.</a> J. Integr. Neurosci. 10, 243-276 (2011).</li><li>Nakanishi, S. T., Whelan, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+decerebrate+adult+mouse+model+for+examining+the+sensorimotor+control+of+locomotion.">A decerebrate adult mouse model for examining the sensorimotor control of locomotion.</a> Journal of Neurophysiology. 107, 500-515 (2012).</li><li>Meehan, C. F., Grondahl, L., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fictive+locomotion+in+the+adult+decerebrate+and+spinal+mouse+in+vivo.">Fictive locomotion in the adult decerebrate and spinal mouse in vivo.</a> The Journal of Physiology. 590, 289-300 (2012).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Burada açıklanan hazırlık erişkin fare, bir bel motonöron ve akson innerve kas lifleri tarafından üretilen kuvvet ölçümü aynı anda hücre içi kayıt de izin verir, ki ilk. Çünkü hayvanın küçük boyutu, bu hazırlık için gerekli cerrahi becerileri kazanmaları zor olabilir. Bu becerileri hakim bir kez Bununla birlikte, tüm ameliyat üç saat içinde yapılabilir, ve hayvanlar kayıtlar için cerrahi prosedürün sona ermesinden sonra 7 saat daha e kadar hayatta kalabili...

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>. There was an error in the name of one author, Marin Manuel. The author's name has been corrected to:
Marin Manuel 
 
instead of: 
 
Manuel Marin

A correction to author list has been made for article <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>.

Erratum: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In Vivo

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar (isteğe bağlı) </td></tr><tr><td> Atropin sülfat </td><td> Aguettant </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Methylprenidsolone </td><td> Pfizer </td><td> Solu-Medrol </td><td></td></tr><tr><td> Sodyum pentobarbitone </td><td> Sanofi-Aventis </td><td> Pentobarbital </td><td></td></tr><tr><td> Ketamin </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ksilazin </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Glikoz </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Plazma genişletici </td><td> Roger Bellon </td><td> Plasmagel </td><td></td></tr><tr><td> Blunt makas </td><td> FST </td><td> 14079-10 </td><td></td></tr><tr><td> Künt ince makas </td><td> FST </td><td> 15025-10 </td><td></td></tr><tr><td> Vannas Bahar Makas </td><td> FST </td><td> 15002-08 </td><td></td></tr><tr><td> Güzel forseps tırtıklı </td><td> FST </td><td> 11370-32 </td><td></td></tr><tr><td> Güzel forseps tırtıklı </td><td> FST </td><td> 11370-31 </td><td></td></tr><tr><td> Cunningham Spinal Adaptör </td><td> Stoelting Co </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kwik-Cast mastik </td><td> TEFE </td><td> # KWIK-CAST </td><td></td></tr><tr><td> Vantilatör </td><td> CWE A.Ş. </td><td> SAR-830/AP </td><td></td></tr><tr><td> Capnograph </td><td> CWE A.Ş. </td><td> μcapstar </td><td></td></tr><tr><td> Isıtma battaniye </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 507221F </td><td></td></tr><tr><td> Hücre içi amplifikatör </td><td> Akson InstrumeNTS </td><td> 2B Axoclamp </td><td></td></tr><tr><td> Pipet çektirme </td><td> Sutter Aletleri </td><td> P-97 </td><td></td></tr><tr><td> KCl </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P9333-500G </td><td></td></tr></tbody></table>

simultaneous intracellular recording of a lumbar motoneuron and the force produced by its motor unit in the adult mouse in vivo

Bu (1) kolaylıkla tespit hedeflerin (kas lifleri) sahip olan ve bu nedenle bir çok iyi bilinen bir fonksiyonu olan eşsiz özelliklerini ile merkezi sinir sisteminin bir nöron, çünkü belkemiği motor nöron uzun sinir fonksiyonu çalışmak için iyi bir model sistem olmuştur (kas kasılması kontrol etmek için), (2) pek çok spinal ve azalan ağların yakınsak hedef &quot;, nihai ortak bir yoldan&quot; dolayısıyla adı olan, ve (3) bu mümkün keskin hücre içi elektrotlar ile nüfuz yapan büyük bir soma sahip olan . Dahası, in vivo çalışma zaman, aynı anda motor nöronlar ve kas hedefler geliştirilmiştir güç elektrik faaliyeti kaydetmek mümkündür. In vivo olarak motonöronlar hücre içi kayıt yapılması bu nedenle aynı zamanda, çalışma için mümkün olan benzersiz bir konumda deneye koymak, &quot;motor ünitesi&quot; (motonöron, kendi akson ismi verilen bütün bölümlerinde veo 1 innerve kas lifleri): motonöron bası girişleri, motor nöron ve elektrofizyolojik özellikleri ve motonöronlar fizyolojik fonksiyonu bu özelliklerin etkisi, onun motor ünitesi tarafından üretilen kuvvet yani. Hazırlık felç olamaz ve böylece hücre içi kayıt için mekanik stabilite azalır Ancak, bu yaklaşım çok zordur. Bu nedenle, bu tür deneyler sadece kedilerde ve sıçanlarda elde edilmiştir. Normal ve genetiği değiştirilmiş farelerde benzer deneyler yapmak mümkün olsaydı Ancak, spinal motor sistemlerinin çalışma müthiş bir sıçrama yapabilir. Teknik nedenlerden dolayı, farelerde spinal şebekelerin çalışma çoğunlukla motonöronlar ve spinal ağlar olgunlaşmamış vitro hazırlıkları, neonatal sınırlı olmuştur, motonöronlar hedefleri ayrılmış ve dilimleri, mo okudu zaman vardırtoneurons girişleri çoğu ayrılmıştır. Yakın zamana kadar, sadece birkaç grup bize erişkin farelerde in vivo 5,6 motonöronlar çok kararlı kayıtları elde etmek için izin veren yeni bir hazırlık yayınlanan ekibimize dahil, in vivo 2-4 motonöronlar intrasellüler kayıtları gerçekleştirmek için başarmıştı. Bununla birlikte, bu kayıtların örn. bu motonöronlar kuvveti çıkış kayıt için ihtimali olmadan, felç hayvanlarda elde edilmiştir. Burada biz motonöronlar ve elektrofizyolojik özellikleri ve bunların motor ünitesi tarafından geliştirilen kuvvet eş zamanlı kayıtları elde etmek mümkün edildiği bu orijinal hazırlığı bir uzantısı sunmak. Bize kuvvet profiline göre motonöronlar farklı türleri belirlemek ve böylece onların işlevini açığa olanak sağladığından, önemli bir başarıdır. Genetik modeller spinal segmental devresi 7-9 rahatsız, veya insan disea reproducting ile birleştiğindese 10,11, bu tekniğin spinal motor sisteminin çalışması için gerekli bir araç olmasını bekliyoruz.

Şekil 1, nüfuz sonrası Triseps surae grubundan bir motonöron tanımlamak için gösterilmiştir. Düşük uyarım şiddeti anda, sadece monosinaptik EPSP (Şekil 1A) görülebilir. Yüksek yoğunlukta, EPSP bir &quot;ortodromik&quot; başak (Şekil 1B) tetiklemek için yeterli büyüklükte olabilir. Daha yüksek uyarım şiddeti anda, bir all-or-none antidromik başak monosinaptik EPSP (Şekil 1C) daha kısa bir gecikme ile görüntülenir. Yeterli...

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo at JoVE.com

Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

Bu yeni yöntem, tek bir yetişkin fare motonöron ve kas lifleri tarafından üretilen kuvvet ölçümü aynı anda hücre içi kaydını verir. Normal ve genetik olarak değiştirilmiş hayvanların motor birimlerin elektrik ve mekanik özelliklerinin kombine soruşturma nöromüsküler sistemin çalışması için bir atılımdır.

Erişkin Fare yılında Motor Ünite tarafından üretilen bir Lomber Motonöron ve Kuvvet Eşzamanlı intrasellüler Kaydı<em&gt; In vivo</em

The  spinal motoneuron has long been a good model system for studying neural  function because it is a neuron of the central nervous system with the ...

simultaneous-intracellular-recording-lumbar-motoneuron-force-produced

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

14.6K Görüntüleme.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. Bu yeni yöntem, tek bir yetişkin fare motonöron ve kas lifleri tarafından üretilen kuvvet ölçümü aynı anda hücre içi kaydını verir. Normal ve genetik olarak değiştirilmiş hayvanların motor birimlerin elektrik ve mekanik özelliklerinin kombine soruşturma nöromüsküler sistemin çalışması için bir atılımdır.

Video: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Fare Retina Ganglion Hücreleri Transfeksiyon tarafından In vivo Elektroporasyon

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Nörobilim

A Functional Motor Unit in the Culture Dish: Co-culture of Spinal Cord Explants and Muscle Cells

Human primary muscle cells cultured aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of a nerve component, cell differentiation is limited and motor neuron stimulation is missing1. These limitations hamper the in vitro study of many neuromuscular diseases in cultured muscle cells. Importantly, the experimental constraints of monolayered, cultured muscle cells can be overcome by functional innervation of myofibers with spinal cord explants in co-cultures.
Here, we show the different steps required to achieve an efficient, proper innervation of human primary muscle cells, leading to complete differentiation and fiber contraction according to the method developed by Askanas2. To do so, muscle cells are co-cultured with spinal cord explants of rat embryos at ED 13.5, with the dorsal root ganglia still attached to the spinal cord slices. After a few days, the muscle fibers start to contract and eventually become cross-striated through innervation by functional neurites projecting from the spinal cord explants that connecting to the muscle cells. This structure can be maintained for many months, simply by regular exchange of the culture medium.
The applications of this invaluable tool are numerous, as it represents a functional model for multidisciplinary analyses of human muscle development and innervation. In fact, a complete de novo neuromuscular junction installation occurs in a culture dish, allowing an easy measurement of many parameters at each step, in a fundamental and physiological context.
Just to cite a few examples, genomic and/or proteomic studies can be performed directly on the co-cultures. Furthermore, pre- and post-synaptic effects can be specifically and separately assessed at the neuromuscular junction, because both components come from different species, rat and human, respectively. The nerve-muscle co-culture can also be performed with human muscle cells isolated from patients suffering from muscle or neuromuscular diseases3, and thus can be used as a screening tool for candidate drugs. Finally, no special equipment but a regular BSL2 facility is needed to reproduce a functional motor unit in a culture dish. This method thus is valuable for both the muscle as well as the neuromuscular research communities for physiological and mechanistic studies of neuromuscular function, in a normal and disease context.

Cultured muscle cells are an inadequate model to recapitulate innervated muscle in vivo. A functional motor unit can be reproduced in vitro by innervation of differentiated human primary muscle cells using rat embryo spinal cord explants. This article describes how co-cultures of spinal cord explants and muscle cells are established.

Kültür Bulaşık A Fonksiyonel Motor Birim: Omurilik Eksplantlarından ve Kas Hücrelerinin Co-kültür

Human primary muscle cells cultured  aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of  a nerve component, cell ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

Yetişkin Fare önbeyin akut dilimleri içinde Neuroblast Göç Time-lapse Görüntüleme

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Locust Sinir Aktivitesi Karakterize Multi-ünite Kayıt Yöntemleri (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktör Devreler

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

A Guide<em&gt; In vivo</emOptogenetically Belirlenen Kortikal inhibitör dan&gt; Tek birim Kayıt

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Eşzamanlı<em&gt; Ex vivo</emİki retina&gt; Fonksiyonel Test tarafından<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroretinogram Sistemi

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon microscopy in Thy1-GFP transgenic mouse line. This approach creates a possibility to investigate the correlation of behavioural manipulations with changes in neuronal morphology in vivo.
The cranial window implantation procedure was considered to be limited only to the easily accessible cortex regions such as the barrel field. Our approach allows visualization of neurons in the highly vascularized RSC. RSC is an important element of the brain circuit responsible for spatial memory, previously deemed to be problematic for in vivo two-photon imaging.
The cranial window implantation over the RSC is combined with an injection of mCherry-expressing recombinant adeno-associated virus (rAAVmCherry) into the dorsal hippocampus. The expressed mCherry spreads out to axonal projections from the hippocampus to RSC, enabling the visualization of changes in both presynaptic axonal boutons and postsynaptic dendritic spines in the cortex. 
This technique allows long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in mouse retrosplenial cortex using in vivo two photon microscopy in Thy1-GFP transgenic line. This approach is combined with injection of mCherry-expressing adeno-associated virus into dorsal hippocampus. These techniques allow long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Eşzamanlı İki foton<em&gt; İn Vivo</em&gt; Fare Retrosplenial kortekste sinaptik Girişlerin Görüntüleme ve postsinaptik Hedefler

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.