Cömert start-up fonları Biyomedikal Mühendisliği Bölümü Washington Üniversitesi, Sistemleri Neuroscience hibe, Donanma Araştırma hibe bir Office için bir McDonnell Merkezi (Grant #: N000141210089) BR yazarlar bu iş için fon aşağıdaki teşekkür etmek istiyorum

1. Koku Hazırlama ve Gönderme <ol><li> İstenilen konsantrasyon seviyesini elde etmek için hacim olarak mineral yağ içinde koku çözümler seyreltilir. 60 ml bir cam şişe içinde mineral yağ ve odorant bir karışım 20 ml saklayın. Bir girişi ve bir çıkış hattı sağlamak için, bir kauçuk durdurucu (19 ölçü), yukarıdan gelen ve bir diğerinin içine iki şırınga iğneleri yerleştirin. Bu lastik tıpa ile cam şişe Seal ve giriş hattı (Şekil 1A) filtre aktif karbon tasarlanmış özel bir takın. </li><li> Karbon filtre iki adet 6 ml şırınga kullanılarak yapılır. Yarısında şırınga kesin ve piston sonu atın. Isı shrink boru kullanarak bunları birbirine bağlamadan önce pamuk ve aktif kömür ile kalan parçalarını her doldurun. </li><li> Anten boyunca sabit bir hava akımı sağlayan plastik tüp (Nalgene FEP Boru, ID 5.8 mm) (Şekil 1B koku şişesi (polietilen boru, ID 0.86 mm kullanarak) çıkış hattını bağlayın </strong&gt;). </li><li> Keçiboynuzunun anten birkaç cm içine yerleştirilen plastik bir tüp kullanarak Keçiboynuzunun doğru; Doğrudan karbon filtreli, Nem havadaki (debisi 0.75 L / dk taşıyıcı gaz). </li><li> Koku stimülasyonu için, şişe koku çözümü yukarıda Statik headspace sabit bir ses (0.1 L / dk) yerinden. Bu, bir Pico-pompa (WPI, BD-820) kullanılarak şişe içine nemi alınmış hava eşit miktarda enjekte edilerek elde edilir. Koku şişe buhar hava akımı boru (Şekil 1B) üzerine çıkış hattı üzerinden yönlendirilir. </li><li> ~ 10 cm keçiboynuzu antenin arkasında bir vakum huni koyarak teslim koku buharlar çıkarın. </li></ol> 2. Tek Sensillum Kayıt için Locust Anten hazırlanması <ol><li> Tam yetiştirilen kanatları ile seks ya bir genç-yetişkin keçiboynuzu seçin, ancak önce çiftleşme sahne kalabalık bir kolonisi. Keçiboynuzu dizginlemek için, önce bacaklarını kesmek. Doku yapıştırıcısı (Vetbond, 3M) ile amputasyon siteleri mühürleyin. Güvenli t(Şekil 2A) onun göğüs çevresinde bol dökümlü elektrik bandı küçük bir parça kullanarak özel olarak tasarlanmış odasına o çekirge. </li><li> Bir diseksiyon mikroskobu altında, anten yerleştirme için balmumu platformu (Şekil 2A) sığ bir oluk yapmak. Oluk içine anteni yerleştirin ve antenin iki ucu (Şekil 2B, bir electrowaxer balmumu eritmek için kullanılır) de batik balmumu kullanarak stabilize. </li><li> Toraks (~ 1 cm uzakta kafa) bir toprak elektrotu (chlorided gümüş tel) takın. Her iki mühür kesi siteye batik balmumu kullanın ve yeri (Şekil 2A) topraklama kablosu tutun. </li></ol> 3. Tek Sensillum Kayıt Olfaktör Reseptör Nöronlar (ORNs) den Koku-uyarılmış yanıtlar Monitör <ol><li> Bir titreşim izolasyon tablo (TMC) (Şekil 3A) üzerinde bir stereomikroskop (Leica M205C) altında stabilize akasya anten yerleştirin. Kayıt sensillum tabanı açık olduğundan emin olunly görünür (Şekil 3B). </li><li> Borosilikat cam kapiller tüp (OD 1,2 mm ID 0.69 mm) kullanılarak cam elektrotlar (keçiboynuzu ile salin 9, uç çapı 1-3 mikron dolduran MΩ empedans 3-10) imal etmek bir mikropipet çektirmesi (Sutter P-1000) kullanın. </li><li> Motorlu bir mikromanipülatör (Sutter MP-285) bağlı olan bir mikropipet tutucu içine cam elektrot yerleştirin. Nazikçe sensillum (Şekil 3B) tabanına elektrodu takın. Her sensillum çekirgeler 10 3-50 ORNs içerebilir unutmayın. </li><li> AC amplifikatör (Çim P-55) kullanılarak sinyal (10,000 kez) Amplify. 0.3 arasındaki sinyal filtreleme - 10.0 kHz ve bir veri toplama sistemi kullanılarak 15 kHz örnekleme oranı (Şekil 3D) (LabView, PCI-MIO-16E-4 DAQ kartları; National Instruments) de kazanır. </li></ol> 4. Antennal Lob ve Mantar Vücut Kayıtları için Locust Diseksiyon Prosedürü <ol><li> Restraini izleyinng prosedürler bölüm 2.1 &#39;de açıklanan. Şekil 4A ve B &#39;de gösterildiği gibi, özel olarak tasarlanmış bir boşluk içinde akasya yerleştirin. </li><li> Sırasında salin serpmek ve diseksiyon işlemden sonra, keçiboynuzu başının etrafında bir mum bardağı oluşturmak için. Balmumu göre sadece ağız parçaları üzerinde başlar ve Şekil 4c &#39;de gösterildiği gibi iki anten arasındaki bölge kapsayan göz bileşimi ötesinde uzanmalıdır. </li><li> Antenler mum fincan geçmesine izin vermek için, plastik (polietilen) boru (5 mm uzunluğunda, ID 0.86 mm) kullanılarak her iki tarafta küçük tüneller oluşturabilir. Plastik boru balmumu kap aracılığıyla kayabileceği emin olun. İkincisi sıkıca plastik tüp sarar bir kauçuk conta kullanılarak elde edilir, ancak balmumu-fincan (Şekil 4C) eklenir. </li><li> Epoksi reçine kullanarak, plastik borunun alt uç ile anten baz eklemek. Bu adım, antenler bile çevreleyen sonra yerinde tutulur sağlarkütikül kaldırılır. </li><li> Bu noktadan itibaren serum fizyolojik 9 dolu mum fincan tutun. Iki anten (anteroposterior ekseni ile aynı hizada dikdörtgenin uzun kenarı) arasında merkezi bir dikdörtgen bölgesini kaldırarak başlayın. Daha sonra, anteni (Şekil 4D) dibinde bileşik gözler ve manikür bozmadan komşu bölgelerde manikür çıkarın. </li><li> Ince forseps kullanarak, hafifçe hava keseciklerinin ve beyni çevreleyen yağ maddeleri temizleyin. Bu adımın sonunda, keçiboynuzu beyin açıkça (Şekil 4D) görülmelidir. Koku bilgileri (açık sarı pigmentasyon) ile işleme beyin bölgeleri iki anten arasında bulunmaktadır dikkat edin. </li><li> Çekirgeler olarak bağırsak, beyin altında ve gövde uzunluğu boyunca uzanır. Potansiyel hazırlık istikrarsızlaştırma gelen bağırsak hareketini önlemek için hafifçe foregut çekin ve ince makas kullanarak kesin. Karında küçük bir kesi olun sadecerektum yukarıda ve kaba forseps ile hindgut çekerek gut kaldırabilirsiniz. Bir tuzlu sızıntısı önlemek için, dikiş ipliği ile kesi yeri hemen anterior karın kravat. </li><li> Şekil 4D &#39;de gösterildiği gibi elektrofizyoloji sırasında beyin yükseltmek ve 11 onu sabitlemek için balmumu ince bir tabaka ile kaplı bir ince telden yapılmış küçük bir platformu kullanın. </li><li> Böcek beyni öncesi deneylere kaldırılması gerekiyor ince bir yalıtım tabakası ile kaplıdır. Desheath için, beyin, yavaşça ince forseps kullanılarak 9 beyin yüzeyi üzerinde bir enzim küçük bir miktar (0.3-0.4 mg proteaz, Sigma Aldrich) yayıldı. Enzim uygulama ~ 5-10 sn sonra, serum fizyolojik ile iyice beyin durulayın. Süper ince forseps kullanarak nazikçe tutun ve kılıf yukarı çekin ve sonradan kayıt yerleri (AL ve MB; Şekil 4E, F gösterilmiştir) üzerinden yırtarak açın. </li></ol> 5. Multi-ünite antennal Lob gelen Kayıtlar veMantar Vücut <ol><li> Bir titreşim izolasyonu masaya yerleştirilen bir patlama standı asılı bir stereomikroskop altında çekirge hazırlanması (Şekil 5A) yerleştirin. </li><li> Deney boyunca sabit bir salin perfüzyon oranı (0.04 L / saat yaklaşık) koruyun. Toprak elektrodu olarak tuzlu dolu mum fincan dalmış bir chlorided gümüş tel kullanın. </li><li> PN kayıtları için, 16 kanallı bir silikon prob (NeuroNexus Teknolojileri, ürün no A2X2-tet-3mm-150-150-121-A16, Şekil 5B) kullanın. Öncesinde her bir deney için, 200-300 kÊ aralığında empedans elde etmek için altın ile elektrotlar elektrolizle. Elektrokaplama için Şekil 7&#39;de gösterilen devre kullanın. </li><li> Yakın anten lobun yüzeyine elektrot yerleştirin ve yavaşça manuel mikromanipülatör (TEFE, M3301R) (Şekil 5D) kullanarak doku takın. </li><li> ~ 10 um adımlar halinde elektrot Advance. Her adımda 2-3 dk bekleyin ve elde değerlendirmekd sinyal kalitesi. İdeal kayıt sitesinde, ekstraselüler sinyaller birden fazla kayıt kanallar tarafından alınacaktır ve yüksek sinyal-gürültü oranı (SNR&gt; 3-5 kez gürültü SD) sahip olacaktır. </li><li> KC kayıtları için ısmarlama bir bükümlü tel tetrode (; Bölüm 6&#39;da sunulmaktadır adım adım üretim prosedürü Şekil 5C) kullanın. Adım 5.3 &#39;de tartışılan bu elektrotlar elektrolizle. KC somata MB 8 yüzeysel tabaka ile sınırlı olarak MB (Şekil 5E) yüzeyi üzerinde tetrode yerleştirin. </li><li> Şematik olarak, Şekil 5a&#39;da gösterildiği gibi PN ile KC kayıtların her ikisi de aynı akasya hazırlama aynı anda yapılabilir. </li><li> Elektrotların stabilizasyonu sağlamak için kayıt yeri bulduktan sonra en az 15 dakika bekleyin. </li><li> 0,3-6 KHz arasında filtre 15 KHz, tüm ekstraselüler sinyaller Edinme ve 16 kanal AC amplifikatör (Biyoloji Elektronik Mağazalar; Caltech, Pasadena, CA) kullanılarak (10,000 kez) yükseltmek (Şekil 6A, B). </li></ol> 6. KC Kayıtları için Twisted Telinin olun Prosedürleri <ol><li> KC kayıtları için çoklu birim elektrot tasarımı için, izolasyonlu krom nikel tel (RO800, 0.0005 &quot;filament) 8 kullanın. </li><li> Sekiz elektrotlar istenirse daha sonra karton 4 kez 10-15 cm uzunluğunda bir parça etrafında tel sarın. Karton uçları tel kesme gelen kenarlarına önlemek için plastik boru ile kaplı olabilir. Sarma da, biraz rahat olduğundan emin olun, ama tel gergin olmadığından emin olun. Kolayca kırılır gibi dikkatle tel tutun. </li><li> Karton üstündeki teller birbirine Bunch ve onları bir arada tutmak için bir parça bant (Zaman Bant, T-534-RP) kullanın. Diğer ucunda ipliklerini kesin. Kesim sonu yanı bant başka bir parça ile de kablo tellerini ve grup telleri çıkarın. </li><li> Ipliklerini (~ 72 dev / 3 dk birlikte bir titrede plaka çalkalayıcı (Thermo Scientific, Model 4625Q) rüzgar kullanmaBir bükülmüş tel oluşturacak şekilde dk). Bantlanmış iplikçiklerinin alt titresi plak rotoru kesilebilir ve üst bir patlama stand kesilebilir. Sarma sırasında tel henüz gergin olmayabilir, gevşek az olmalıdır. </li><li> Bir arada bireysel lifler yapışması ve bir tek tel oluşturmak için bir ısı tabancası (Weller 6966C) ile birlikte izolasyon eritin. Telin uzunluğu boyunca 3-4 yavaş geçer (3-4 sn her) ısıtmak ve birlikte ipliklerini kaynaştırmak için yeterli olmalıdır. Ardından alttan tel bırakın ve dinlenmek için izin verir. Bandı çıkarmak için uçlarının yakınındaki tel kesin. </li><li> 5-6 cm uzunluğunda, cam kapiller tüp (OD 1,0 mm, ID 0.58 mm) ile telin bir ucunu. Ince cımbız kullanarak bir ucunda bükülmüş tel dışında Tease ve çok kısa bir alev kullanarak sonuna kundakladıklarını tarafından kaplama çıkarın. Bu adım çok dikkatli yapılmalıdır; çok uzun alev tel maruz ipliklerini eritebilir ve karışmayı neden olacaktır. </li><li> Yavaşça Alevli ucunda 8 ipliklerini ayırmak bir8-pin IC sokete ayrı nd lehim her iplikçik. Coat epoksi ile IC yuva üst ipliklerini ve yerinde kılcal cam tutun. Ayrıca bir yerde (Şekil 5C) içinde tel tutmak için kılcal diğer ucunda epoksi küçük bir damla yerleştirin. </li><li> Son olarak, kapiller ucundan 0,5 cm yaklaşık karbür makas ile 45 derecelik bir açıyla telin ucu kesilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Ache, B. W., Young, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+diverse+species,+conserved+principles.">Olfaction: diverse species, conserved principles.</a> Neuron. 48, 417-430 (2005).</li><li>Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+representations+of+odors+in+an+olfactory+network.">Temporal representations of odors in an olfactory network.</a> Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).</li><li>Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+identity+vs.+intensity+coding+in+an+olfactory+system.">Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system.</a> Neuron. 39, 991-1004 (2003).</li><li>Steven de Belle, J., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Associative+odor+learning+in+Drosophila+abolished+by+chemical+ablation+of+mushroom+bodies.">Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies.</a> Science. 263, 692-695 (1994).</li><li>Cassenaer, S., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modulation+of+spike-timing-dependent+plasticity+for+olfactory+learning.">Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning.</a> Nature. 482, 47-52 (2012).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+diverse+firing+patterns+in+olfactory+receptor+neurons+underlie+spatiotemporal+neural+codes+for+odors.">Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors.</a> Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).</li><li>Perez-Orive, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillations+and+sparsening+of+odor+representations+in+the+mushroom+body.">Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body.</a> Science. 297, 359-365 (2002).</li><li>Naraghi, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-induced+oscillations+in+the+mushroom+bodies+of+the+locust.">Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust.</a> The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).</li><li>Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+structure+and+distribution+of+antennal+sensilla+of+the+desert+locust,+Schistocerca+gregaria+(Orthoptera:+Acrididae).">Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae).</a> Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).</li><li>Burrows, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+Potentials+in+the+Central+Terminals+of+Locust+Proprioceptive+Afferents+Generated+by+Other+Afferents+from+the+Same+Sense+Organ.">Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ.</a> Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).</li><li>Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+noise+signature+to+optimize+spike-sorting+and+to+assess+neuronal+classification+quality.">Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality.</a> Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).</li><li>Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+dynamics+versus+fixed+points+in+odor+representations+by+locust+antennal+lobe+projection+neurons.">Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons.</a> Neuron. 48, 661-673 (2005).</li><li>Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recordings+reveal+context+dependent+modulation+of+synchrony+in+odor-specific+neural+ensembles.">Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles.</a> Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Sensillum+Recordings+in+the+Insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+Encoding+of+Rapidly+Fluctuating+Odors.">Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors.</a> Neuron. 61, 570-586 (2009).</li><li>Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sparse+odor+representation+and+olfactory+learning.">Sparse odor representation and olfactory learning.</a> Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).</li><li>Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+network+dynamics+and+the+coding+of+multidimensional+signals.">Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals.</a> Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).</li><li>Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encoding+a+temporally+structured+stimulus+with+a+temporally+structured+neural+representation.">Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation.</a> Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).</li><li>MacLeod, K., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+mechanism+for+synchronization+and+temporal+patterning+of+odor-encoding+neural+assemblies.">Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies.</a> Science. 274, 976-979 (1996).</li><li>Wehr, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+afferent+and+central+temporal+patterns+in+the+locust+olfactory+system.">Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).</li><li>Moreaux, L., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+firing+rates+from+calcium+signals+in+locust+projection+neurons+in+vivo.">Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo.</a> Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).</li><li>Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-in-vivo+preparation+for+optical+recording+of+the+insect+brain.">A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).</li><li>Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor-driven+attractor+dynamics+in+the+antennal+lobe+allow+for+simple+and+rapid+olfactory+pattern+classification.">Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification.</a> Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).</li><li>Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+Lobe+Processing+Correlates+to+Moth+Olfactory+Behavior.">Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior.</a> Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).</li><li>Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+Imaging+of+Odor-evoked+Responses+in+the+Drosophila+Antennal+Lobe.">Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe.</a> J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).</li><li>Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+Primary+Plant+Odorants+in+the+Antennal+Lobe+of+the+Moth+Heliothis+virescens+Using+Calcium+Imaging.">Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging.</a> Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

En uyarıcılardır nöron toplulukları dağıtılmış kombinatoryal tepkiler çağrıştırıyor. Bu nedenle, çok-nöron aktivitesi eşzamanlı izleme bilgisi beyin sinir devreleri ile temsil edilen ve nasıl işlendiğini uyarıcı özel anlamak için gereklidir. Burada, böcek koku yolu boyunca ilk üç işleme merkezlerinde koku-uyarılmış yanıtlar karakterize ekstrasellüler çoklu ünite kayıt teknikleri göstermiştir. Biz burada sunulan tekniklerin koku kodlama önceki çalışmalarda çok sayıda kullan?...

<table border="1"><tbody><tr><td> Isim </td><td> Şirket </td><td> Katalog Numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Elektrofizyoloji Ekipmanları </td></tr><tr><td> AC yükselteç </td><td> ÇİM </td><td> Model P55 </td><td> Tek sensillum kayıtları için </td></tr><tr><td> Ses monitörü (model 3300) </td><td> AM Sistemleri </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> 16 kanal ön-amplifikatör ve amplifikatör Ismarlama </td><td> Cal. Tech. Biyoloji Elektronik Mağazalar </td><td></td><td> AL ve MB kayıtlar için </td></tr><tr><td> Veri toplama ünitesi </td><td> National Instruments </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> Fiber optik ışık </td><td> TEFE </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Işık kaynağı 115 V </td><td> TEFE </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> Manuel mikromanipülatör </td><td> TEFE </td><td> M3301R </td><td> keçiboynuzu beyin kayıtları için </td></tr><tr><td> Boom stand Stereomicroscope1 </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> keçiboynuzu beyin kayıtları için </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> Tek sensillum kayıtları için </td></tr><tr><td> Titreşim izolasyonu tablosu </td><td> TMC </td><td> 63-500 serisi </td><td></td></tr><tr><td> Motorlu mikromanipülatör </td><td> Sutter Aletleri </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> Osiloskop </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Elektrotlar / İnşaat Araçları &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> 16 kanallı elektrot </td><td> NeuroNexus </td><td> A2X2-tet-3mm-150-121 </td><td> antennal lob kayıtları için </td></tr><tr><td> Filament, ID 0.69 mm Borosilikat kılcal tüpler </td><td> Sutter Aletleri </td><td> BF120-69-10 </td><td> Cam elektrotlar yapmak için </td></tr><tr><td> Mikropipet çektirme </td><td> Sutter Aletleri </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Fonksiyon jeneratörü </td><td> Multimetre Atölyesi </td><td> SG1639A </td><td> altın kaplama elektrotlar için </td></tr><tr><td> Altın kaplama çözeltisi (siyanür olmayan) </td><td> SIFCO Sektörler </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> Empedans test </td><td> BAK Electronics Inc </td><td> IMP-2 </td><td> altın kaplama elektrotlar için </td></tr><tr><td> Döner Anahtar </td><td> ELECTROSWITCH </td><td> C7D0123N </td><td> altın pl içinating elektrotlar </td></tr><tr><td> Darbe izolatörü </td><td> TEFE </td><td> A365 </td><td> altın kaplama elektrotlar için </td></tr><tr><td> Q serisi elektrot tutucu </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> Gümüş tel 0.010 &quot;çap </td><td> AM Sistemleri </td><td> 782500 </td><td> Toprak elektrodu </td></tr><tr><td> 8 Pinli DIP IC yuva </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> Filament, ID 0.58 mm Borosilikat kılcal tüpler </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0787 </td><td> bükülmüş tel tetrode inşaat </td></tr><tr><td> Isı tabancası </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 tel </td><td> Kanthal Hassas Teknolojileri </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Titer plaka çalkalayıcı </td><td> ThermoBilimsel </td><td> 4625Q </td><td> büküm teller </td></tr><tr><td> Karbür makas, 4.5 &quot; </td><td> Biyomedikal Araştırma Instr </td><td> 25-1000 </td><td> bükülmüş tetrode telleri kesmek için </td></tr><tr><td> Güzel nokta cımbız </td><td> HECO </td><td> 91-F5&#39;i-SA </td><td> dışında alay tetrode teller için </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Koku Gönderme </td></tr><tr><td> 6 ml şırınga </td><td> Kendall </td><td> 1180600777 </td><td> özel tasarlanmış aktif karbon filtre </td></tr><tr><td> Kahverengi koku şişeleri </td><td> Balıkçı </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> Kömür </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> Kurutucu </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Drierite gaz kavanoz kurutma </td><td> Fischer Scientific </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> Şirink tüplerde Isı </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> koku filtre hazırlığı </td></tr><tr><td> Derialtı iğne alüminyum merkezi, ölçer 19 </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td> koku şişeleri için giriş ve çıkış hatları sağlamak için </td></tr><tr><td> Madeni yağ </td><td> Mallinckrodt Kimyasallar </td><td> 6357-04 </td><td> koku seyreltme için </td></tr><tr><td> Nalgene plastik boru, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> taşıyıcı gaz teslimatı için </td></tr><tr><td> Pnömatik picopump </td><td> TEFE </td><td> sys-pv820 </td><td> koku teslim </td></tr><tr><td> Polietilen boru Kimlik 0.86 mm </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> koku şişesi çıkışı connecti içinons ve tuzlu bolluğu tüp </td></tr><tr><td> Tıpalar </td><td> Lab Pure </td><td> 97041 </td><td> koku şişeleri sızdırmazlık için </td></tr><tr><td> Zaman bandı </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> Boru luer </td><td> Cole-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> Vakum tüp </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Hazırlık / Diseksiyon </td></tr><tr><td> 100 x 15 mm petri </td><td> VWR International </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG bakır telli </td><td> Lapp Kabel </td><td> 4510013 </td><td> tel yalıtım kauçuk conta olarak kullanılır </td></tr><tr><td> 22 AWG çok telli Kargaburun tel </td><td> Alphawire </td><td> 1551 </td><td> beyinplatform </td></tr><tr><td> Batik balmumu </td><td> Jakarlı </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> Diş periferi Wax </td><td> Henry-Schein Dental </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore Uluslararası </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> Epoksi, 5 dk </td><td> Permatex </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> Derialtı iğne alüminyum merkezi </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Streptomyces griseus gelen Proteaz </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5147 </td><td> keçiboynuzu beyin desheathing için </td></tr><tr><td> Sütür iplik steril olmayan </td><td> Balıkçı </td><td> NC9087024 </td><td> gut çıkarıldıktan sonra karın montajı için </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> ben sızdırmazlık içinputation siteleri </td></tr><tr><td> Dumont # 1 forsepsi (kaba) </td><td> TEFE </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5 titanyum forseps (ince) </td><td> TEFE </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5SF forseps (süper ince) </td><td> TEFE </td><td> 500085 </td><td> keçiboynuzu beyin desheathing </td></tr><tr><td> 10 cm makas diseksiyon </td><td> TEFE </td><td> 14393 </td><td> bacaklarını ve kanatlarını kaldırmak için </td></tr><tr><td> Vannas makas (ince) </td><td> TEFE </td><td> 500086 </td><td> foregut kesme, manikür kaldırmak için </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Salin Profusion </td></tr><tr><td> Uzatma hızı akış regülatörü ile ayarlanır </td><td> Moore Tıp </td><td> 69136 </td><td> Tuzlu su akış düzenleme için </td></tr><tr><td> IV idaresi ile ayarlanırY enjeksiyon yerinde </td><td> Moore Tıp </td><td> 73190 </td><td> Tuzlu su akış düzenleme için </td></tr></tbody></table>

multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (schistocerca americana) olfactory circuits

Olfaktör ipuçları Algılama ve yorumlama birçok organizma hayatta kalmak için çok önemlidir. Dikkate değer, filumlar genelinde türlerin kimyasal algılama için biyolojik yaklaşım evrimsel zaman 1 fazla optimize edildiğini çarpıcı benzer koku sistemleri düşündüren oylandı. Böcek koku sisteminde, koku aksiyon potansiyellerinin trenler içine kimyasal uyaranlara dönüştürmek anteni koku reseptör nöronları (ORN) tarafından transduced edilir. ORNs Duyusal input antennal lob (; omurgalı koku ampul benzer bir yapı AL) ulaştırılıyor. 2,3; al, kokular için sinirsel temsil asıl (nöronlar da projeksiyon nöronlar olarak anılacaktır PNS) oluşan bir grup dağıtılmış zamanmekansal ateşleme kalıpların şeklini alır. AL çıkışı sonradan mansap mantar vücut (MB), olfaktör bellek ve 4,5 öğrenme ile ilişkili bir yapı içinde Kenyon hücreleri (KCS) tarafından işlenir. OnuE, bu koku devrelerde koku-uyarılmış nöral yanıtlarını izlemek üzere elektrofizyolojik kayıt teknikleri sunuyoruz. İlk olarak, ORNs 6,7 popülasyonlarının seviyesinde koku-uyarılmış yanıtları incelemek için, tek bir sensillum kayıt yöntemi sunulmaktadır. Biz ekstraselüler ORN yanıtları izlemek için elektrotları olarak salin dolu bilenmiş cam pipetler kullanımını tartışmak. Sonra, ekstraselüler ticari bir 16 kanallı elektrot 3 kullanarak PN tepkileri izlemek için bir yöntem mevcut. Ismarlama bir 8-kanal bükülmüş tel tetrode kullanarak benzer bir yaklaşım Kenyon hücre kayıtları 8 için gösterilmiştir. Biz deney düzeneği ve bu tekniklerin her biri için bugünkü temsilcisi kayıt izlerinin ayrıntıları.

Iki farklı alkolün bir tek ORN kokusu-uyarılmış yanıtları Şekil 3B &#39;de gösterilmiştir. Kayıt konumuna bağlı olarak (sensilla tipi, elektrot yerleştirme) çoklu ünite kayıtları elde edilebilir. AL bir kayıt gelen bir ham hücre dışı dalga Şekil 6A&#39;da gösterilmiştir. Aksiyon potansiyelleri veya farklı PNS kaynaklanan değişen genliklerinin sivri Bu gerilim iz görülebilir. Keçiboynuzu antennal lob eksitatör projeksiyon nör...

Watch this Scientific Journal Video about Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits at JoVE.com

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Biz omurgasız koku yolunun ilk üç aşamada koku-uyarılmış yanıtlar karakterize etmek ekstraselüler çoklu ünite kayıt tekniği varyasyonları göstermektedir. Bu teknikler kolayca başka sinir sistemlerinin topluluk etkinliği incelemek için adapte edilebilir.

Locust Sinir Aktivitesi Karakterize Multi-ünite Kayıt Yöntemleri (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktör Devreler

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

26.8K Görüntüleme.  Washington University in St. Louis. Biz omurgasız koku yolunun ilk üç aşamada koku-uyarılmış yanıtlar karakterize etmek ekstraselüler çoklu ünite kayıt tekniği varyasyonları göstermektedir. Bu teknikler kolayca başka sinir sistemlerinin topluluk etkinliği incelemek için adapte edilebilir.

Video: Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Tek Birim Faaliyet ve elektrokortikografik Sinyalleri Kayıt için Kronik Sinir Elektrotların Cerrahi İmplantasyonu

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Nörobilim

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

Tek hücreli ve tek başak çözünürlüğe sahip supratreshold nöral aktivitenin Optik kaydı

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

Böcek antennal Lob Gaz Kromatografisi-Multi-ünite Recordings (GCMR) kullanarak Olfaktör Uçuculuk tanımlanması

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Kemirgenler Faaliyet teker Running kayıt ve Sirkadiyen Rhythms Analizi

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Yarı sağlam Lazer Aydınlatma ile Sinir Faaliyet optogenetic Pertürbasyon<em&gt; Drosophila</emMotion&gt; Larva

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Semiokimyasallar için yatak hataların Koku Nöron Cevapları Algılama Tek Sensillum Kaydı Kullanma

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Uyanık Farelerde Nöroaktif Maddelerin Microiontophoretic Uygulaması ile birlikte Nöronal Faaliyet dışı Kaydı

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

koku ampul kalsiyum Değişiklikleri İzleme yoluyla Sıcaklık kaynaklı Nöronal Aktivite Kayıt<em&gt; Xenopus laevis</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Koku Meşfatının Olfaktör Duyusal Akson Moleküler Kimlik Kodlarının Görselleştirilmesi İçin Dörtlü İmmün Sulanması

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Akut<emIn vivo</em&gt; Anestezi Uygulanan Sıçanlarda Hiperdirect Pathway&#39;den Lokal Alan Potansiyellerinin Elektrofizyolojik Kayıtları ve Çoklu Ünite Aktivitesi

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...