Ravi Alluri and Hilliard L. Kutscher are supported by Ruth L. Kirschstein National Research Service Award (NRSA) Institutional Research Training Grant 1T32GM099607.

Tüm malzemeler ve ekipman toplandı ve yeterince prosedüre önce organize edilmesi gerekir. prosedür tutarlı, tekrarlanabilir veri sağlamak amacıyla sonraki bir adımda sorunsuz geçişler ile yapılan olmaktır. Bu protokol Buffalo Veterans Affairs Tıp Merkezi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından belirlenen kurumsal politikalar izlemektedir. NOT: erkek ve kadın Hem C57BL / 6 fareler bu protokol için kullanıldı. cinsiyetler arasında albümin kaçağı anlamlı bir fark yoktur. 1. Hidroklorik Asit Hazırlık <ol><li> 4.72 ml steril serum fizyolojik (SNS), 1 N HCI 281 uL eklenmesiyle 56.2 mM HCI kısırlığa. 1 N HCI (- 50 uL ≈ 0) ile pH 1.25 titre edilir. </li><li> yaralanma bu hazırlık taze önce yapın. Düşük pH SNS, hidroklorik asit yaralanma hakaret geçici olmasını sağlar tamponlu değildir. </li></ol> 2. Anestezi ve Trakeal Pozlama Tekniği NOT:yaralanma prosedürü anestezik gaz atma için kömür filtreleme ile davlumbaz yapılır emin olun. Bu sağkalım ameliyat gibi steril koşullar kurulması gereklidir. Steril eldiven kullanın ve öncesinde her hayvan cerrahi bir cam boncuk cerrahi alet sterilizatör tüm aletleri sterilize. cerrahi alan izole etmek için örtülerin kullanımı, sterilitesini sağlamak için önerilir. anestezi hızlı indüksiyonunun yanı sıra, yaralanma sonrası hızlı bir düzelme sağlayan, nispeten düşük bir kan gazı çözünürlük temin anestezik gaz olarak izofluran kullanın. <ol><li> 2 L / dakika akış oranı ile oksijen 2.75% izofluran ile bir bölme içinde anestezi uyararak başlayın. </li><li> Fare yeterince (cilt kırmak ya da derin doku hasarına neden yeterince güçlü tutam ayak tepkisiz) anestezi sonra, bir 60 üzerinde bir yatar pozisyonda 1-0 örgülü ipek sütür 15 cm uzunluğu ile üstün kesici ile fare askıya o eğim diseksiyon kurulu. &lt;/ Li&gt; <li> Emin olun anestezi burun konisi ile izofluran sunarak ameliyat boyunca korunur. kuruluğunu önlemek için farenin gözü veteriner merhem sürün. </li><li> Elektrikli düzeltici boyun ventral kısmı Tıraş ve topikal antiseptik solüsyon (yani, povidon-iyot) uygulanır. gazlı bez ile aşırı antiseptik çıkarın ve kurumaya bırakın (~ 15-30 sn). </li><li> 100 uL% 0.5 bupivakain ile çene alt kısmına sternal çentik gelen boyun orta hattı Infiltrate (öncesi peri ve post-operatif analjezi sağlamak için). </li><li> Bir neşter veya kavisli ince makasla boyun 1,5 cm boyuna orta hat kesi - 1 yapın. (Beyaz kıkırdak halkaları tarafından tanımlanan) trakea maruz 2 kavisli tırtıklı forseps ile künt diseksiyon ile tükürük bezlerinin arasında fasya membran nüfuz. </li><li> Hala 2 tırtıklı forseps kullanarak mus arasındaki diseksiyon sırasında, paratrakeal kas bir tarafını kavramak ve kenara çekintrakea uzunlamasına bir sonraki döngü lifleri. </li><li> Diseksiyon düzlemi kurulduktan sonra, forseps ikinci çifti trakea altında çalışmış gibi paratrakeal kas geri çekilmeden devam edin. forseps ucu içine 1-0 örgülü ipek sütür 15 cm iplikçik yerleştirin ve trakea arkasında dikiş yerleştirmek yoluyla çekmek için bu forseps kullanabilir. </li></ol> 3. İçi trakeal damlatma Prosedürü <ol><li> hidroklorik asit 3.6 mL / kg ve ardından hava 0.2 mL bir 22 G iğne takılı bir 0.5 mL şırınga doldurma yaralanma instilasyon şırınga hazırlayın. Hava anestezi uygulaması sırasında atelektazisine geçirmiş olabilir, bu alveoller aracın dağılım, hem de bir diş yuvalı alımları manevra yardım etmek için hareket edecektir. NOT: post-operatif analjezi ile ilgili yerel IACUC yönergeleri izleyin ve yerel veteriner danışın. istihdam önce anti-inflamatuar özelliklere sahip herhangi bir analjezik kullanma konusunda dikkatli olunSteril akciğer hasarının bu modeli ing. </li><li> yaralanma yönetmek için ilk olarak izofluran yönetimini durdurma. Bir forseps ayak tutam tepki başlayana kadar 15 sn - farenin anestezi derinliği yaklaşık 10 yükselmesine izin verir. </li><li> Hemen yaralanma instilasyon adımlarını başlar. anestezi derinliği çok derin ise hayvan hidroklorik asit içeren yaralanmalar için özellikle doğrudur yaralanma damlatılması, sonra kendiliğinden nefes olmaz. </li><li> asistan vital kapasite sınırdışı göğüs kafesi sıkmak zorunda. </li><li> Superior çekerek çekiş sağlar ve daha sonra 1 st ve 2 nci gırtlak altında kıkırdak halkalar arasındaki trakea içine şırınga iğnesi eklemek için trakea etrafında önceden yerleştirilmiş 1-0 örgülü ipek sütür kullanın. konik sadece mümkün olduğunca trakea paralel olarak iğne ile trakea geçmiş kadar iğne konik cerrah ve peşin bakmalıdır. </li><li> sadece bolus uygulamadan önce göğüs bırakınDistal hava yolu ve alveol içine dağılmasını ve birikimini sağlamak amacıyla hidroklorik asit. 0.75 s - kabaca 0.5 bolus yatırınız. İlk spontan nefes tüm yaralanma Kapsül hacmi akciğerlere inhale emin olmak için alınıncaya kadar trakea iğne tutun. </li><li> 2 cilt zımba veya sütür - 1 kullanarak yakın kesi. </li></ol> 4. Kurtarma <ol><li> 26 G iğne ile 5 ml şırınga kullanarak, sıvı resüsitasyon için ensesinden deri altından 1 ml SNS enjekte edilir. cerrahi sonrası prosedür sırasında minimal sıvı kaybı, olmasına rağmen fare içmeyin eğilimindedir ve potansiyel kurutmak olabilir. Seçenek olarak ise, bir intraperitoneal enjeksiyon yoluyla SNS sağlar. </li><li> 37 ° C&#39;de ısıtılmış odasında Yeri fare% 100 O 2 ile perfüze. Fare yeterince yuva içine geri konulmadan önce kurtarıldı emin olun. Hayvanları izlemek ve ayaktan ve tam r kadar bu süre içinde sahipsiz bırakmayınecovered. </li></ol> 5. Bronkoalveoler Lavaj ve Akciğer İşleme <ol><li> Neden ve Adım 2.1 açıklandığı gibi izofluran anestezisi korumak ve 2.2 adım. Adım 2.2 açıklanan ayak tutam yöntemi kullanılarak anestezi yeterli uçağı onaylayın. </li><li> diseksiyon gemide bir sırtüstü pozisyonda sabitleyin ve boyun uzatmak için üstün kesici üzerine bağladım 1-0 örgülü ipek sütür bir döngü kullanmak. kuruluğunu önlemek için gözleri veteriner merhem sürün. </li><li> boyun derisi Zımba çıkardıktan sonra, makasla mandibula önceki boyun kesiden alt abdominal duvardan deri yoluyla orta hat boyuna kesi yapmak. </li><li> makasla periton kas bir orta hat kesi yapmak ve retroperitoneal boşluk ortaya çıkarmak için sünger ile karın organları geri çekin. Kan gerekiyorsa, bu noktada abdominal aort veya inferior vena kava toplamak. </li><li> abdom bölücü ile kan kaybından yoluyla hayvan Euthanizeinal aort ve vena kava inferior. IACUC kurallarına göre kurulan sonraki adımda ikili torakotomi faydalanmak ötenazi ikincil doğrulayıcı yöntem insanca tamamlanacaktır. </li><li> akciğer çökmesine neden diyaframın Perfore. Sonra diyaframı kesip ve ve sternumun her iki tarafında göğüs kafesi paralel kesti, kesme makası kemik kullanarak. akciğer vaskülatürünün yıkamak için sağ ventriküle, kalsiyum ve magnezyum ile 5 ml sıcak (37 ° C), Hank&#39;in dengeli tuz çözeltisinin enjekte kolaylaştırmak için sternal kapağı geri çekecek bir kilitleme hemostat kullanın. <ol><li> aorta kan Bu yazıda anlatılan prosedüre önce periferik sitokin düzeylerini değerlendirmek için elde edilir gibi, kan kanı elde değilse, yeterli floş akciğer damarsal dolaşım bırakmak için sol ventrikül küçük bir kesi gerekli çıkışını sağlamak için yapmak . </li></ol></li><li> 60 ° eğime diseksiyon kurulu Prop ve inci kullanımıe prosedürü 1-0 sütür ile 20 G x ½ &quot;paslanmaz çelik trakea kanül ve güvenli takmadan kolaylaştırmak için Adım 2.2 tarif. </li><li> Yatay diseksiyon kurulu yerleştirin ve bir bronkoalveoler lavaj (BAL) gerçekleştirin. <ol><li> BAL 3-yollu iki 5 ml şırınga eklemek gerçekleştirmek için. SNS 5 ml tek şırınga doldurun ve vana limanına vida. Bir 2. bağlantı noktasına boş bir 5 ml şırınga takın ve nihayet Adım 5.6 yerleştirilen içi trakeal kanül vana açık port takın. İkinci şırınga ile akciğer ve lavaj içine NS 1 ml aşılamak. </li><li> o trakea gözyaşı değil bu yüzden trakeal kanül trakea güvenli ve paralel kalmasını 5 toplam 1 ml NS instilasyonları dikkatli olmak için tekrarlayın. </li></ol></li><li> histolojik analiz için Adım 5.7 gibi trakea kanüle. 24 saat süre ile 20 cm H2O% 10 nötr tamponlu formalin ile insufflating akciğerleri sabitleyin. </li><li> Her akciğer lobu Dikkatli kaldırully hilusta yakın bronşu bölücü ile makas ve forseps kullanarak. önceki parafin içine gömülmüş olan bir histoloji kasetinde her akciğer lobu (5 toplam) yerleştirin. Bir mikrotom ile 5 mikron doku bölümleri kesmek ve hematoksilen ve eozin standart histolojik teknikler kullanarak leke. 6 Morfometri da şiddet iltihabı ölçmek için histolojik slaytlar üzerinde yapılabilir. 4 </li><li> 4 ° C&#39;de 3 dakika boyunca 1500 x g&#39;de santrifüjleme ile geri kazanılmış BAL işleyin. gelecekteki analiz için 2.0 mL mikrosantrifüj tüpleri içine eşdeğer miktarlarda hücreden bağımsız BAL süpernatantlar kısım. -80 ° C&#39;de saklayın. </li><li> albümin ELISA ile konsantrasyon, ya da ilgi herhangi bir başka biyolojik ürün için BAL analiz edin. BAL 11 tanelenmiş hücreler sayılır cytoslide numuneleri üretilir, ve akciğerler ölçmek, beyaz kan hücresi farklılaşma sayımı tayini için Wright-Giemsa göre boyası ile boyanmış olabiliriltihabi reaksiyon. </li></ol>

<ol>
	<li>Knight, P. R., Rutter, T., Tait, A. R., Coleman, E., Johnson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenesis+of+gastric+particulate+lung+injury:+a+comparison+and+interaction+with+acidic+pneumonitis.">Pathogenesis of gastric particulate lung injury: a comparison and interaction with acidic pneumonitis.</a> Anesth Analg. 77 (4), 754-760 (1993).</li><li>Raghavendran, K., Nemzek, J., Napolitano, L. M., Knight, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aspiration-induced+lung+injury.">Aspiration-induced lung injury.</a> Crit Care Med. 39 (4), 818-826 (2011).</li><li>Rubenfeld, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+and+outcomes+of+acute+lung+injury.">Incidence and outcomes of acute lung injury.</a> N Engl J Med. 353 (16), 1685-1693 (2005).</li><li>Kennedy, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+acid+aspiration+lung+injury+in+the+rat:+biphasic+pathogenesis.">Acute acid aspiration lung injury in the rat: biphasic pathogenesis.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 69 (1), 87-92 (1989).</li><li>Kudoh, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+pentoxifylline+on+acid-induced+alveolar+epithelial+injury.">The effect of pentoxifylline on acid-induced alveolar epithelial injury.</a> Anesthesiology. 82 (2), 531-541 (1995).</li><li>Prophet, E. B., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory methods in histotechnology. , (1995).</li><li>Kyriakides, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+attack+complex+of+complement+and+neutrophils+mediate+the+injury+of+acid+aspiration.">Membrane attack complex of complement and neutrophils mediate the injury of acid aspiration.</a> J Appl Physiol. 87 (6), 2357-2361 (1999).</li><li>Yoshikawa, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+ventilator-induced+vascular+permeability+and+cytokine+responses+in+isolated+and+in+situ+mouse+lungs.">Acute ventilator-induced vascular permeability and cytokine responses in isolated and in situ mouse lungs.</a> J Appl Physiol. 97 (6), 2190-2199 (2004).</li><li>Eyal, F. G., Hamm, C. R., Coker-Flowers, P., Stober, M., Parker, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neutralization+of+alveolar+macrophages+reduces+barotrauma-induced+lung+injury.">The neutralization of alveolar macrophages reduces barotrauma-induced lung injury.</a> FASEB J. 16 (4), 410-411 (2002).</li><li>Hermans, C., Bernard, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+epithelium-specific+proteins:+characteristics+and+potential+applications+as+markers.">Lung epithelium-specific proteins: characteristics and potential applications as markers.</a> Am J Respir Crit Care Med. 159 (2), 646-678 (1999).</li><li>Segal, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acid+aspiration-induced+lung+inflammation+and+injury+are+exacerbated+in+NADPH+oxidase-deficient+mice.">Acid aspiration-induced lung inflammation and injury are exacerbated in NADPH oxidase-deficient mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 292 (3), 760-768 (2007).</li><li>Matthay, M. A., Robriquet, L., Fang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alveolar+epithelium:+role+in+lung+fluid+balance+and+acute+lung+injury.">Alveolar epithelium: role in lung fluid balance and acute lung injury.</a> Proc Am Thorac Soc. 2 (3), 206-213 (2005).</li><li>Richard, J. C., Factor, P., Welch, L. C., Schuster, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+the+spatial+distribution+of+transgene+expression+in+the+lungs+with+positron+emission+tomography.">Imaging the spatial distribution of transgene expression in the lungs with positron emission tomography.</a> Gene Ther. 10 (25), 2074-2080 (2003).</li></ol>

The authors have no competing financial interests to disclose.

<html> Amaç yakından asit pnömoni ve sonraki ARDS gelişimi sırasında insanlarda meydana patofizyolojisi benzeyen mide asidi aspirasyon kullanarak ALİ hayvan modeli geliştirmektir. Bir model geliştirirken, biz nedeniyle düşük maliyet, kısa üreme döngüsü ve araştırma araçları (yani, monoklonal antikorlar, transgenik suşlar) bir bolluk ile iyi anlaşılmış bağışıklık sistemine yüksek kapasiteli veri toplama sunan bir hayvan türleri seçti. ALI insanlar ac?...

ARDS yaygın akciğer iltihabı ile karakterizedir ve klinik hipoksemi ile nefes darlığı, akut olarak görülüyor. Bu belirtiler genellikle travma, sepsis, kan transfüzyonu ile ilgili reaksiyonlar veya aspirasyon gibi bir kışkırtmaktan olaydan sonra en az 24 saat oluşur. Alveoler epitel ve protein kaçağı ve sonradan hyalin membran oluşumuna yol açan vasküler endotele lokalize nötrofilik alveolit (yani, yaygın inflamasyon) ile histopatolojik karakterizedir. Aspirasyon kimyasal pnömoni veya aspirasyon pnömonisi olarak kategorize edilir. 1 mide aspirasyon asidik bileşeni ikincil bakteriyel zatürre geliştirmek pnömoni ve tercih hem katkıda bulunur. Aspirasyon pnömonisi ALI ve ARDS sonraki gelişimi için önde gelen risk faktörlerinden biridir. 2 Mide aspirasyon t malzemelerin inhalasyon olarak tanımlanan akut bir olaydırO ya da ses tellerinin ötesine solunum yollarına orofaringeal floranın olmadan mide. aspire içeriği düşük pH mide sıvısı, bakteriler, kan veya gıda parçacıkları içerebilir. Mide aspirasyon genellikle tipik bir açlık durumunda ve böylece asitlendirilmiş gastrik içeriğin aspirasyonu sınırlamak için bir proton pompa inhibitörü yerleştirilir olan Yoğun Bakım Ünitesinde hastalar (YBÜ), oluşur. genel hasta popülasyonuna göre 5 kat daha yüksek - ABD&#39;de YBÜ popülasyonda ALI sıklığı 2.5 olduğunu. 3 Ne yazık ki, bu hazırlayıcı koşulları genellikle mide aspirasyon ikincil bakteriyel pnömoni gelişimi için bağımsız bir risk faktörü olduğu gibi, bir aspirasyon olayın ardından akciğerde daha ağır sekel neden olabilir midede bakteriyel aşırı çoğalma durumuna (SKB) kurşun ALI ve ARDS. hidroklorik asit ve mide içeriği ya da bakteri içeren olmayabilir: mide aspirasyon iki önemli bileşeni vardırya da gıda parçacık. kemirgen modelinde, tek başına mide aspirasyon asit bileşeni, hava yolu epiteli üzerinde düşük pH doğrudan kostik yaralanma sonucu bir ilk inflamatuar yanıt üretir. 6 saat - Bu bir nötrofilik infiltrasyonu ve 4 bir inflamatuar yanıt takip eder. 4 Bu iki faktör sonuçta böylece alveol ve solunum yollarına sıvı ve protein ekstravazasyonu yol açan pulmoner mikrovasküler bütünlüğünün bozulmasına yol açar. Bu patofizyolojisi anlamak ve daha fazla olası terapötik girişimlerin araştırılması, geliştirilmesi ve ilgili altta yatan mekanizmaları elucidates bir hayvan modeli karakterize etmek önemlidir. Asidik bir aspirat tek başına hacimli veya solunum ağacının tamponlama kapasitesini atlamak ve alveolleri ulaşmak için yeterince düşük pH olmalıdır. Bu oluşmazsa, sadece geçici bir üst, iletken hava yolları yaralanma ARDS ağır sekel neden daha az muhtemel olduğu ortaya çıkar. 5 &lt;/ Sup&gt; doğru yaralı alveol epitel ile bir aspirasyon olayını taklit etmek için, bir hayvanın doğal savunmasını aşmak için önemlidir. İnsanlarda görülen mide asit hasarı taklit bir ALI üretmek için bir fare aspirasyon modeli kullanarak, bir trakea-bronş ağacının farklılıkları hesaba katmalısınız. Bu yöntem kullanır açık trakeostomi tekniği hem fizyolojik ve histolojik ALI yeniden üreten bir şekilde fare ve insan solunum ağaçlar ve modeller arasındaki farkları yaralanma atlar. Tarihsel, zor entübasyon ancak laringeal yaralanma olmadan farelerde gerçekleştirmek için zor kabul edilir, ALI oluşturmak için kullanıldı. Bu nedenle, bu yöntem birden araştırmacılar arasında ve en az işlem atfedilen mortalite ile tutarlı sonuçlar vermiştir potansiyel bir alternatif sunuyor.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>syringe, 1cc</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>309628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe, 5cc</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>309646</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle, 22 ga x 1 1/2&#34;</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>305159</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle, 26 ga x 1 1/2&#34;</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>305111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1-O Braided Silk Suture</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>517730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3&#34; Curved tissue serrated forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11065-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3&#34; Curved tissue &#34;toothed&#34; forceps, 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11067-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#34; curved micro dissecting scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14061-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bone cutting spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16144-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 1/2&#34; curved locking hemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Skin Stapler</td>
			<td>3M</td>
			<td>DS-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tracheal cannula (20 ga x 1/2&#34; stainless steal tubing adapter)</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>408210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60-degree Incline Dissection Board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% Bupivacaine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine and &#34;Q-tip&#34; cotton applicator</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

open tracheostomy gastric acid aspiration murine model of acute lung injury results in maximal acute nonlethal lung injury

Asit pnömoni insanlarda steril akut akciğer hasarı (ALI) önemli bir nedenidir. Asit pnömoni asemptomatik gelen alveol epitel ve damar endoteli hem akut solunum sıkıntısı nötrofilik alveolit ​​ile karakterize sendromu (ARDS), ve yaralanma klinik spektrumu kapsar. Klinik, ARDS hipoksemi akut başlangıçlı, bilateral yamalı pulmoner infiltrasyonlar ve non-kardiyojenik pulmoner ödem ile tanımlanır. İnsan çalışmaları ast mekanizmaları hakkında çeşitli hipotezler yol açmıştır ARDS nedeniyle akciğer fizyolojik ve inflamatuar değişiklikler hakkında değerli bilgiler bize sağladı. Ne yazık ki, ARDS etyolojisi yanı sıra patofizyoloji geniş bir yelpazede belirleyen zorluklar tedavi stratejilerinin geliştirilmesinde yararlı olabilir kritik bilgi eksikliği neden olmuştur. onların patogenezi ve patofizyolojisi doğru çoğalır zaman Translational hayvan modelleri değerlidirea kavramı hem in vitro ve klinik ortamlarda kanıtlanmış. Büyük hayvan modellerinde (örneğin, koyun), insan trakea-bronş ağacının anatomisi payı özellikleri, fare modelleri de dahil olmak üzere diğer avantajları bir dizi sağlasa da: düşük maliyetli; büyük veri toplama kısa üreme döngüsü kredi kendisini; Bir iyi anlaşılmış immünolojik sistem; ve iyi karakterize edilmiş genom gen silinmesi ve transjenik suşların çeşitli geçerliliğini temin etmelidir. düşük pH kaynaklı ARDS sağlam bir model esas alveol epitel, ikincil vasküler endoteli, yanı sıra küçük hava yolları alveoller giden hedefleyen bir sıçangillere ALI gerektirir. Ayrıca farklı zararlı olmayan zararlı hakaret arasındaki geniş farklılıklar tekrarlanabilir yaralanma önemlidir. hidroklorik asit kullanılarak Burada sunulan fare gastrik asit aspirasyon modeli açık bir trakeostomi istihdam ve düşük pH pneumon üretir patojenik senaryo yenidenİnsanlarda itis yaralanması. Buna ek olarak, bu model, diğer pulmoner zararlı (örn gıda parçacıkları, patojenik bakteri) elemanlar ile düşük pH hasara etkileşimini incelemek için kullanılabilir.

Asit aspirasyon pnömonisi murin Modeli Pulmoner Histopatolojisi Yukarıda açıklanan ve akciğerler, 24 saat sonrası düşük pH hakaret kaldırıldı kesitli ve H &amp; E (Şekil 1) boyandı olarak fareler yaralandı. Nekrotik hücreler, akciğer parankim mimarisi, hücreler ve enkaz hava sahasındaki içinde ve önemli PMN infiltrasyonu kaybı açıkça görülmektedir. klinik aspirasyon benzer şekilde, yam...

Watch this Scientific Journal Video about Open Tracheostomy Gastric Acid Aspiration Murine Model of Acute Lung Injury Results in Maximal Acute Nonlethal Lung Injury at JoVE.com

Open Tracheostomy Gastric Acid Aspiration Murine Model of Acute Lung Injury Results in Maximal Acute Nonlethal Lung Injury

This protocol induces acute lung injury in a mouse that has close fidelity to the pathogenesis of acid pneumonitis observed in humans. We generate a maximal acute nonlethal low pH lung injury and account for differences in rodent-human anatomic respiratory structure using an open tracheostomy coupled with circumferential pressure release.

Akut Akciğer Hasarı Açık Trakeostomi Gastrik Asit Aspirasyon Fare Modeli Maksimal Akut Ölümcül olmayan Akciğer Hasarı Sonuçlar

Acid pneumonitis is a major cause of sterile acute lung injury (ALI) in humans. Acid pneumonitis spans the clinical spectrum from asymptomatic to acute ...

open-tracheostomy-gastric-acid-aspiration-murine-model-acute-lung

Research

JoVE Journal

Medicine

9.7K Görüntüleme.  University at Buffalo, State University of New York. This protocol induces acute lung injury in a mouse that has close fidelity to the pathogenesis of acid pneumonitis observed in humans. We generate a maximal acute nonlethal low pH lung injury and account for differences in rodent-human anatomic respiratory structure using an open tracheostomy coupled with circumferential pressure release.

Video: Open Tracheostomy Gastric Acid Aspiration Murine Model of Acute Lung Injury Results in Maximal Acute Nonlethal Lung Injury

Expired CO2 Measurement in Intubated or Spontaneously Breathing Patients from the Emergency Department

Carbon dioxide (CO2) along with oxygen (O2) share the role of being the most important gases in the human body. The measuring of expired CO2 at the mouth has solicited growing clinical interest among physicians in the emergency department for various indications: (1) surveillance et monitoring of the intubated patient; (2) verification of the correct positioning of an endotracheal tube; (3) monitoring of a patient in cardiac arrest; (4) achieving normocapnia in intubated head trauma patients; (5) monitoring ventilation during procedural sedation. The video allows physicians to familiarize themselves with the use of capnography and the text offers a review of the theory and principals involved. In particular, the importance of CO2 for the organism, the relevance of measuring expired CO2, the differences between arterial and expired CO2, the material used in capnography with their artifacts and traps, will be reviewed. Since the main reluctance in the use of expired CO2 measurement is due to lack of correct knowledge concerning the physiopathology of CO2 by the physician, we hope that this explanation and the video sequences accompanying will help resolve this limitation.

Expired CO2 Measurement in Intubated or Spontaneously Breathing Patients from the Emergency Department

This video describes how to perform CO2 measurement in intubated as well as spontaneously breathing patients. The main clinical indications refer to emergency situations: (1) verifying adequate positioning of an endotracheal tube; (2) achieving normocapnia in trauma patients; (3) monitoring ventilation in the case of procedural sedation.

Süresi doldu CO 2</subAcil Servisten Entübe veya kendiliğinden nefes alamayan hastalarda> Ölçüm

Carbon dioxide (CO2) along with oxygen (O2) share the role of being the most important gases in the human body. The measuring of expired CO2 at the mouth ...

Tıp

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

Farelerde Akut Akciğer Hasarı tetikleyebilecek Basınç Kontrollü Havalandırma

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Sıçanlarda Spinal Kord Yaralanma sonrası Akut ve Kronik Dokunsal Duyu Testi

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Farelerde Akut Böbrek Hasarı ve Post Yaralanma Fibrozis iskemi-reperfüzyon Model

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Sol ön inen arter ligasyonu ile Miyokard İskemi-reperfüzyon Hasarı bir fare modeli

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Bağırsak İskemi-reperfüzyon Hasarı Murin Modeli

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Induction and Phenotyping of Acute Right Heart Failure in a Large Animal Model of Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension

The development of acute right heart failure (ARHF) in the context of chronic pulmonary hypertension (PH) is associated with poor short-term outcomes. The morphological and functional phenotyping of the right ventricle is of particular importance in the context of hemodynamic compromise in patients with ARHF. Here, we describe a method to induce ARHF in a previously described large animal model of chronic PH, and to phenotype, dynamically, right ventricular function using the gold standard method (i.e., pressure-volume PV loops) and with a non-invasive clinically available method (i.e., echocardiography). Chronic PH is first induced in pigs by left pulmonary artery ligation and right lower lobe embolism with biological glue once a week for 5 weeks. After 16 weeks, ARHF is induced by successive volume loading using saline followed by iterative pulmonary embolism until the ratio of the systolic pulmonary pressure over systemic pressure reaches 0.9 or until the systolic systemic pressure decreases below 90 mmHg. Hemodynamics are restored with dobutamine infusion (from 2.5 &#181;g/kg/min to 7.5 &#181;g/kg/min). PV-loops and echocardiography are performed during each condition. Each condition requires around 40 minutes for induction, hemodynamic stabilization and data acquisition. Out of 9 animals, 2 died immediately after pulmonary embolism and 7 completed the protocol, which illustrates the learning curve of the model. The model induced a 3-fold increase in mean pulmonary artery pressure. The PV-loop analysis showed that ventriculo-arterial coupling was preserved after volume loading, decreased after acute pulmonary embolism and was restored with dobutamine. Echocardiographic acquisitions allowed to quantify right ventricular parameters of morphology and function with good quality. We identified right ventricular ischemic lesions in the model. The model can be used to compare different treatments or to validate non-invasive parameters of right ventricular morphology and function in the context of ARHF.

We present a protocol to induce and phenotype an acute right heart failure in a large animal model with chronic pulmonary hypertension. This model can be used to test therapeutic interventions, to develop right heart metrics&#160;or to improve the understanding of acute right heart failure pathophysiology.

Kronik Tromboembolik Pulmoner Hipertansiyonun Büyük Bir Hayvan Modelinde Akut Sağ Kalp Yetmezliğinin İndüksiyonu ve Fenotiplemesi

The development of acute right heart failure (ARHF) in the context of chronic pulmonary hypertension (PH) is associated with poor short-term outcomes. The ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Doğrudan Intratracheal Lipopolysaccharide Instilasyon ile farelerde akut akciğer hasarının İndükleme

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Inducing Acute Liver Injury in Rats via Carbon Tetrachloride (CCl4) Exposure Through an Orogastric Tube

Acute liver injury (ALI) plays a crucial role in the development of hepatic failure, which is characterized by severe liver dysfunction including complications such as hepatic encephalopathy and impaired protein synthesis. Appropriate animal models are vital to test the mechanism and pathophysiology of ALI and investigate different hepatoprotective strategies. Due to its ability to perform chemical transformations, carbon tetrachloride (CCl4) is widely used in the liver to induce ALI through the formation of reactive oxygen species. CCl4 exposure can be performed intraperitoneally, by inhalation, or through a nasogastric or orogastric tube. Here, we describe a rodent model, in which ALI is induced by CCl4 exposure through an orogastric tube. This method is inexpensive, easily performed, and has minimal hazard risk. The model is highly reproducible and can be widely used to determine the efficacy of potential hepatoprotective strategies and assess markers of liver injury.

Inducing Acute Liver Injury in Rats via Carbon Tetrachloride CCl4 Exposure Through an Orogastric Tube

This protocol describes a common and feasible method of inducing acute liver injury (ALI) via CCl4 exposure through an orogastric tube. CCl4 exposure induces ALI through the formation of reactive oxygen species during its biotransformation in the liver. This method is used to analyze the pathophysiology of ALI and examine different hepatoprotective strategies.

Sıçanlarda Karbon Tetraklorür (CCl4)Orogastrik Tüp Ile Maruz Kalma Yoluyla Akut Karaciğer Hasarının Neden

Acute liver injury (ALI) plays a crucial role in the development of hepatic failure, which is characterized by severe liver dysfunction including ...

Acute Kidney Injury Model Induced by Cisplatin in Adult Zebrafish

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney due to its low molecular weight. Such accumulation causes the death of tubular cells and can induce the development of Acute Kidney Injury (AKI), which is characterized by a quick decrease in kidney function, tissue damage, and immune cells infiltration. If administered in specific doses cisplatin can be a useful tool as an AKI inducer in animal models. The zebrafish has appeared as an interesting model to study renal function, kidney regeneration, and injury, as renal structures conserve functional similarities with mammals. Adult zebrafish injected with cisplatin shows decreased survival, kidney cell death, and increased inflammation markers after 24 h post-injection (hpi). In this model, immune cells infiltration and cell death can be assessed by flow cytometry and TUNEL assay. This protocol describes the procedures to induce AKI in adult zebrafish by intraperitoneal cisplatin injection and subsequently demonstrates how to collect the renal tissue for flow cytometry processing and cell death TUNEL assay. These techniques will be useful to understand the effects of cisplatin as a nephrotoxic agent and will contribute to the expansion of AKI models in adult zebrafish. This model can also be used to study kidney regeneration, in the search for compounds that treat or prevent kidney damage and to study inflammation in AKI. Moreover, the methods used in this protocol will improve the characterization of tissue damage and inflammation, which are therapeutic targets in kidney-associated comorbidities.

This protocol describes the procedures to induce Acute Kidney Injury (AKI) in adult zebrafish using cisplatin as a nephrotoxic agent. We detailed the steps to evaluate the reproducibility of the technique and two techniques to analyze inflammation and cell death in the renal tissue, flow cytometry and TUNEL, respectively.

Yetişkin Zebra Balıklarında Cisplatin tarafından İndüklenen Akut Böbrek Yaralanması Modeli

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney ...