Name: intranasal delivery of therapeutic stem cells to glioblastoma in a mouse model
Uploaded: 2017-06-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 57 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model at JoVE.com

Bu çalışma NIH R01NS087990 (MSL, IVB) tarafından desteklenmiştir.

Tüm hayvansal prosedürler, Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) veya eşdeğeri tarafından onaylanmış olmalıdır. Burada açıklanan özel prosedürler konusunda herhangi bir belirsizlik varsa, devam etmeyin. Kurumun IACUC ve belirlenmiş bir veteriner personeli ile açıklayın. 1. Kültürlü Hücrelerin Sterilitesini Sağlama ve Aseptik Tekniğin Esaslarını Takip Edin <ol><li> Tüm hücre kültürü prosedürlerinde standart iyi laboratuar uygulamalarını ve farelere 9 , 10 uygulanmadan önce hücre testi ve patojensiz statü onayı için IACUC şartlarını izleyin. </li><li> Yeniden üretilebilir sonuçlar elde etmek için NIH&#39;nin hücre kimlik doğrulama şartını izleyin 11 . </li><li> Bu el yazmasında özetlenen kurulan küçük hayvan cerrahisi aseptik tekniklerine uyun. </li></ol> 2. Glioma Hücrelerinin &lt;Em&gt; In Vivo Deney 2 , 4 <ol><li> Serum içeren (Dulbecco&#39;nun Modifiye Kartal ortamında [DMEM]% 10 sığır fetüsü serumu) veya serum içermeyen ortamda (B27, N2, heparin, epidermal büyüme faktörü takviyeli Neurobasal ortamı [ EGF], bazik fibroblast büyüme faktörü [bFGF], antibiyotikler ve L-glutamin 12 ) nemlendirilmiş bir CO 2 hücre kültürü inkübatöründe kuluçkaya yatırılmıştır. <ol><li> Tüm hücre hatlarını, ticari servis sağlayıcılarından çalıştırılan fare temizleme paneli aracılığıyla test edin. </li></ol></li><li> Kültür ortamı çıkarılarak yapışkan hücreler toplayın. Oda sıcaklığında (T25 şişesi için 1 mL tripsin, T75 şişesi için 2 mL, büyük yüzey alanlı kültür şişeleri için buna göre ölçeklendirme) oda sıcaklığında 5 dakika boyunca% 0,05 tripsin ile inkübe edin ve daha sonra hücreleri Ca 2+ ve Mg 2+ serbest fosfat ile yıkayın Tamponlu salin (PBS). <ol><li> DokununŞişeyi boşaltın ve hemen serum içeren bir ortamdan (8 - 9 mL) nötralize edin. Daha sonra hücre süspansiyonunu santrifüj tüplerine aspire etmek için serolojik pipetler kullanın. </li><li> 5 dakika 400 xg&#39;de hücre süspansiyonu santrifüjleyin. Tekrarlayan santrifüjleme ile hücrenin en az iki kez 10 mL PBS ile yıkanması. </li><li> Serumsuz ortamda tümör küreleri olarak yetiştirilen glioma hücrelerini, santrifüjleme yoluyla toplayın (aynı hız ve süre yukarıda); Santrifüj (400 xgx 5 dakika) ile 10 mL PBS ile iki kez yıkamadan önce, 37 ° C&#39;de 1 - 2 mL hücre ayrılma solüsyonunda inkübe ederek hücre peletini ayırın. </li><li> 2.5 uL&#39;de 50.000 - 200.000 hücre konsantrasyonunda gliomayı steril tuzlu suda tekrar süspansiyon haline getirin. Fare beynine enjeksiyon için kullanılan hücre sayıları, her bir glioma hücre dizisi için belirlenen büyüme hızına bağlıdır. Burada, sırasıyla GBM43 ve GBM6 hasta türetilmiş tümör hücreleri için 25.000 ve 100.000 kullanın. </li><li> Nece miktarını iki katına hazırlaİşlem sırasında bir fraksiyon kaybını hesaba katmak için implantasyon için ssary hücre sayısı. Enjekte edilebilir hücre süspansiyonunu steril bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın ve buz üzerine yerleştirin. Ameliyatlar sırasında hücreleri buzda maksimum 2 saat tutun, uzun ameliyatlar planlanırsa yeni seri hazırlayın. </li></ol></li></ol> 3. Xenograft Fare Modelleri Oluşturmak İçin İntrakranyal İmplantasyon ( Şekil 1A ) 2 , 4 , 13 <ol><li> Ameliyat gününden önce bir otoklavdaki bütün cerrahi araçları sterilize edin ve IACUC tarafından onaylanan protokol uyarınca ameliyat öncesi ve sonrası tüm hayvan bakım materyallerini hazırlayın. İntraoperatif aseptik koşulları sağlamak için stereotaksik çerçeve ve periferik ekipmanları sterilize edin, böylece komplikasyonları en aza indirin. </li><li> Operasyon alanını dağınıklığı ve kirlenme olasılığını en aza indirgemek için düzenleyin. </li><li> Uygun kişisel koruyucu ekipman giyinIACUC gerekliliklerine göre (PPE) </li><li> Uygun post-operatif kurtarma odası ayarlayın. Anesteziklerin ve analjeziklerinizin bekarsız reaktifler kullanılarak taze hazırlandığından emin olun. IACUC onaylı protokol uyarınca uygun vücut ısısı bakım araçlarını kurun. </li><li> Insan NSC&#39;lerin burun içinden verilmesinin testi için insan hastadan türetilmiş glioma hücre ksenograftlarını oluşturmak için, yaklaşık 6 haftalık yaştaki herhangi bir cinsiyette nu / nu atimik fare gibi bağışıklığı baskılanmış fare türlerini kullanın. </li><li> Hayvanı onaylanmış reaktifleri kullanarak, yani bir ketamin karışımı (50-100 mg / kg intraperitoneal (ip) enjeksiyonu yoluyla onaylanmış doz aralığı için kurumsal IACUC ile görüşün) ve ksilazin (5-10 mg / Kg; onaylanmış doz aralığı için kurumsal IACUC ile görüşün) 200-250 μL steril tuzlu suda veya inhalasyon cihazı kullanarak% 4-5 izofluran anestezi ile. <ol><li> Hayvanın cerrahi anestezi düzlemine geldiğinden emin olun bCilt kesilmesinden önce sıkıştırın. Hayvanın korneanın nemli halini sağlamak için bol steril oftalmik jel uygulayın. </li></ol></li><li> Pritchett-Corning ve ark.na göre betadin ve izopropil alkolün tekrarlanan ve dönüşümlü dairesel mendillerini kullanarak kafatasını sterilize edin . 14 . </li><li> Cerrahi bıçak kullanarak insizyona başlamadan önce pre-insizyon analjezi, Buprenex&#39;in (0.05-2 mg / kg) sc enjeksiyonu ile sağlanır. </li><li> Kafatasını ortaya çıkarırken hemostata yardımcı olmak için steril pamuk uçlu aplikatörü kullanın; Tesadüfi kanamanın temizlenmesini kolaylaştırmak için% 3 hidrojen peroksit kullanın. </li><li> Orta hatta 2 mm yanal ya da sağdan sola ve Bregma&#39;nın 2 mm gerisinde (konum koordinatları isteğe göre uyarlanabilir) pervane bir el elektrikli bilyalı matkap kullanın (eni 1 mm&#39;den az) Belirli bir çalışma için tasarlanmış tümör modelinde). </li><li> Hayvanı stereataksik çerçeveye uyguna monte edinE kafa pozisyonu, böylece yerleştirilen Hamilton mikro şırıngası, çapak deliğinin etrafındaki kafatasının yüzeyine dik olur. Hayvanın anestezi düzleminin ayak parmaklarının sıkıştırılmasıyla iyi durumda olmasına dikkat edin. Aşağıdaki aşamalarda hayvanın ağrı stresine maruz kalmadığından emin olmak için solunum hızını gözleyin. * Kulak içi çubuk yerleşimlerini vurgulamıyoruz, çünkü: <ol><li> İğneyi konumlandırmak için çapak deliğini önceden hazırladık ve bu nedenle, kesin kafatası koordinatları gereksizdir; </li><li> Fare kulak kanalları kırılgandır ve kulak çubuklarının kulak içi yerleştirilmesinin amacına uygun olmayan daha kapsamlı bir eğitim gerektirir. Kemirgen kulak kanallarının hasar görme riski hassas bir yerleştirmenin faydalarından daha ağır basar; </li><li> Yanak desteğinin gerçekleştirilmesi daha kolaydır ve konumlandırma sırasında aynı düzeyde fare başı dengesi ve dengesi elde etme kabiliyeti vardır. Zamana duyarlı birden fazla ameliyatın ekstra bir fayda sağlamasıIyi bir hücre canlılığı ile zamanında tamamlanma. </li></ol></li><li> Stereotaksik çerçeve düğmelerini düz uçlu mikro şırıngayı çapak deliğine konumlandırmak için kullanın, sonra dura yüzeyinin 3 mm altına yavaşça indirin. İğnenin ucunu duranın 2,5 mm altında tutmak için 0,5 mm geri çekin. </li><li> 1 dakika boyunca önceden yerleştirilmiş gliom hücrelerinin 2.5 uL&#39;sini enjekte edin. İğne yavaş yavaş 1-2 dakika önce pozisyonunu koruyun ve 1 dakika boyunca iğne beyninden çekip hücre geri akışını en aza indirgeye dikkat edelim. Ekstrakranial tümör gelişimini önlemek için steril kemik mumu uygulayın. </li><li> Yarayı, paslanmaz çelik yara klipsleri (7 mm) kullanarak kapatın. Steril laktated Ringer solüsyonu (önceden 37 ° C&#39;ye kadar ısıtılan) 1 mL&#39;lik bir subkütanöz (sc) enjeksiyon yapın ve hayvanı bir ısıtma pedi üzerinde yarım kalan bir geri kazanım odasına yerleştirin. </li><li> Hareket kabiliyetini tekrar kazandıklarında hayvanları havalandırılan rafa geri gönderin ve pürüzsüzleşmeyi sağlamak için rutin operasyon sonrası bakıma uyunKurtarma. </li></ol> 4. Tümör Büyümesinin İn Vivo Biyolüminesans Görüntüleme (BLI) ( Şekil 1B ) 15 NOT: Hastadan türetilen glioma hücreleri, ateşböceği lüsiferazını ifade edecek şekilde modifiye edilir. Bu, intrakranyal implantasyondan sonra tümör ilerlemesini izlememizi sağlar. <ol><li> Görüntüleme oturumundan 10 dakika önce, hayvanlara D-luciferase, potasyum tuzu (150 mg / kg) ile ip enjeksiyonu yapın. </li><li> Hayvanları derhal IACUC tarafından onaylanmış oksijenli izofluran indüksiyon odasına yerleştirin. </li><li> Hayvanları, yazılım ayarlarını kullanarak BLI sinyalini yakalamak için ısıtmalı (37 ° C) görüntüleme bölmesine yerleştirin (ayrıntılar için, üreticinin talimatlarına bakın). </li></ol> 5. Bütün Beyin Işınlaması ( Şekil 1C ) 2 , 4 , 13 <p class="jove_content"&gt; NOT: İntranatif olarak verilen hNSC&#39;lerin beyin tümörlerine migrasyonunu arttırmak için, intrakranyal tümör ksenograft taşıyan farelerin tüm beyin radyasyonundan yararlanılabilir 4 . <ol><li> Farelerde anestezi indüklemek için sub-cerrahi anestezi düzlemi ile bir ketamin ve xylazine karışımı (50-100 mg / kg ve 5-10 mg / kg sırasıyla; ipotek enjeksiyonu kullanın; onaylanmış doz aralığı için kurumsal IACUC ile görüşün). </li><li> Fareleri kurşun kalkan blokları arasındaki odacık içine konumlandırmak için bir örnek tepsiden faydalanın, sadece radyasyon yoluna kafaya maruz kalmak için izin verin ( Şekil 2 ). </li><li> Farelere, tümör büyümesinin pozitif BLI teyidi (normalde glioma hücrelerinin implanasyonundan sonra 7-8. Günde) verin, ard arda beş gün boyunca günlük 2 Gy radyasyon dozu yapın. Son ışınlama dozundan sonra tümörün BLI değerlendirmesi yapın. </li></ol> 6. İnsan Sinirsel Kök Hücrelerinin Genetik Modifikasyonu (NSC&#39;ler;E 3A) 4 <ol><li> % 95 oda havası ve% 5 C02 ( N NSC&#39;ler) altında nemli 37 ° C inkübatörde% 10 FBS ve% 1 penisilin-streptomisin ile DMEM ortamında insan NSC&#39;lerini (klon HB1.F3.CD) koruyun. </li><li> CXC motif kemokin reseptörü 4 (CXCR4) gibi kemotaksik reseptörlerin, insan CXCR4&#39;ü için lentivirüs kodlayan transdüksiyon ile hNSC&#39;lerde gen aşırı ekspresyonunu gerçekleştirin. <ol><li> NSC&#39;ler% 75-80 konfluansa yaklaştırdığında, polibren (8 μg / mL) ile birlikte kültür ortamına CXCR4 lentivirüs ekleyin ve 8 saat veya gece boyunca inkübe edin. </li><li> Transdüser hücrelerin pozitif seçimi için virüs içeren besiyeri 4 μg / mL&#39;de blastikidin içeren taze besiyeri ile değiştirin. </li><li> Modifiye edilmiş hNSC&#39;lerdeki ( CXCR4 NSC&#39;lerdeki) CXCR4 ekspresyon seviyesini, anti-CXCR4 antikorunu ve eşleşen izotip antikoru ve vi&#39;yi kullanarak akış sitometrisi vasıtasıyla doğrulayınCXCR4 ve gliseraldehid-3-fosfat dehidrogenaz (GAPDH) cDNA&#39;ları çoğaltan bir çift primer kullanılarak kantitatif bir RT-PCR 4 . </li><li> Aynı strateji kullanarak RFC&#39;nin CXCR4 genini değiştirerek vektör kontrol NSC&#39;lerini ( VC NSC&#39;ler) üretin ve RFP floresansının varlığı nedeniyle mikroskopla veya akış sitometrisiyle doğrulayın. </li></ol></li></ol> 7. İnsan NSC&#39;lerinin Hipoksik Ön Şartlandırma ( Şekil 3A ) 4 <ol><li> Plaka,% 90 birleşene kadar yukarıda tarif edildiği gibi T75 kültür şişelerinde NSC&#39;leri kültürledi. </li><li> Otomatikleştirilmiş yerleşik akış sayacı ile kontrol edilen N 2 gazı kaynağı ile 24 saat süreyle% 1 O 2 seviyelerinde muhafaza edilen nemli bir CO 2 odası / inkübatör içine hücre kültürü şişeleri yerleştirin. Bu hücrelere H NSC&#39;ler denir. Kontrol N NSC&#39;leri adım 7.1&#39;de anlatılmıştır. </li></ol> 8. Hu&#39;nun yüklenmesiOnkolitik Virüslü İnsan NSC&#39;leri ( Şekil 3B -3H ) 5 <ol><li> 8.1 Koşullu replikatif adenovirüs (CRAd) -S-pk7 viral partikülleri / hücre 4 , 16 ile N NSC, HNSK, VC NSC ve CXCR4 NSC&#39;leri enfekte edin. </li><li> 8.2. Periyodik musluklarla oda sıcaklığında 2 saat inkübasyondan sonra, bağlanmamış viral partikülleri çıkarmak için hücreleri üç kez medya ile yıkayın ve hücreleri, enjeksiyonluk steril salin içinde süspanse edin. DİKKAT: BSL2 gibi uygun biyogüvenlik düzeyi tanımlamaları ile tesislerdeki virüsle ilgili tüm in vitro hücre kültürü prosedürlerini uygulayın. Uygun kişisel koruyucu ekipman, kurumsal hayvan tesisleri talimatlarına göre onkolitik virüsü tutan araştırmacılar tarafından giyilmelidir 4 , 16 . </li></ol> 9. Kök Hücrelerin Mikro İle YüklenmesiManyetik Rezonans Görüntüleme (MRI; Şekil 3B- 3H ) vasıtasıyla In-Vivo İzlem için n-boyutlu Paramanyetik Demir Oksitler (MPIO&#39;lar) <ol><li> Köpek hücrelerini etiketlemek için, ~% 80 konfluende, gece boyunca inkübasyon için transfeksiyon reaktifi varlığında hücre kültürlerini kökleştirmek için MPIO&#39;ları ekleyin. MPIO&#39;lar (flaş kırmızı konjüge) ile kök hücre etiketlemenin (NSC&#39;ler 4 veya MSC&#39;ler 2 ) etkinliği, akış sitometrisi ile belirlenir. </li><li> Glioma taşıyan hayvanların beyinlerinde kök hücre göçünü ve dağılımını görselleştirmek için hem çok dilimli, hem de yüksek çözünürlüklü T2 ağırlıklı Hızlı Gevşeme Geliştirme spin eko görüntüleri ve çok dilimli T1 ağırlıklı Hızlı Düşük Açılı Atış (FLASH) gradyan eko serileri elde edin Yapıyı, fare beyninin koronal ve eksenel düzlemleri vasıtasıyla değerlendirin 2 . </li></ol> 10. Terapötik NSC&#39;lerin burun içi teslimi ( Şekil 3D ) 2 , 4 <ol><li> Bölüm 3&#39;te açıklanan protokole göre NSC&#39;leri ( N NSC&#39;ler, H NSC&#39;leri, VC NSC&#39;leri ve CXCR4 MGK&#39;larını) toplayın ve toplayın. DİKKAT: OV yüklü NSC&#39;leri içeren tüm hayvan prosedürleri, BL2 veya BSL2 tesisleri gibi biyogüvenlik düzeyi belirlenmiş olan tesislerde yapılmalıdır. </li><li> 3. adıma göre bir ketamin ve ksilazin karışımının ip enjeksiyonu yoluyla farelere anestezi uygulayın. </li><li> Fareleri, vücut sıcaklığını korumak için altındaki bir ısıtma pedi ile yüzü yukarı bakan açık bir örtünün üzerine yerleştirin. Fare başlığının altına yerleştirildiğinde burun deliklerinin dik durmasını sağlamak için rulo kağıt havlularından yapılmış yastıklı bir yastığı bantlarla ayarlayın. NOT: Hiyalüronidaz ön muamelesi (burun ezisinin 5 dakikalık aralıklarla dört tekrarlanan aşılama, her burun deliğinde 3 uL) toplam 100 UPithelium daha önce 2 , 17&#39;de tanımlanmıştır. </li><li> Bir mikropipet kullanarak, farenin her burun deliğine NSC süspansiyon 2 mcL dağıtın. Bir sonraki fareye geçmeden önce damlacıktaki aspirasyonu görsel olarak teyit edin. Teslim edilen toplam hücre sayısı kullanıcı tarafından belirlenebilir; 0.5-1 milyon hücre 4 x 2 μL dozlarda verilebilecek şekilde 62.500-125.000 hücre / μL kullanın. </li><li> Her hücre süspansiyonu uygulaması arasında 5 dakikalık aralıklarla 4 kata kadar bir zamanlayıcı kullanın. </li><li> Sırt üstü pozisyonu korunurken, hayvanlara bir iyileştirme odasında hareketlilik kazandırın. </li></ol> 11. Hayatta Kalma Analizi ( Şekil 3E ) <ol><li> Hayvanların hayatta kalma süresini istatistiksel yazılımda girin ve log-rank testini kullanarak aşağıdaki önem belirtmeleri ile istatistiksel karşılaştırmalar yapın: * p &lt; 0.05, ** p &lt;0.01, *** p &lt;0.001. </li></ol> 12. İntranazal Kök Hücre Beyin Girişinde Doku Toplama ve Histoloji / İmmünositokimya Doğrulaması 2 , 4 <ol><li> Çalışmanın bitim noktasında, fareleri IACUC onaylı protokollerle euthanize edin. Standart bir uygulama, birincil ötanazi stratejisi olarak hayvanları feda etmek için perfüzyon fiksasyonuyla tahliye sonrası bir akış hızı kontrollü CO 2 odası kullanmaktadır. </li><li> Kurban edildikten hemen sonra, kan damarlarındaki kan kalıntılarının yok edilmesi ve dokuların daha sonraki histolojik analizler için korunması için hayvan üzerinde PBS ile intrakardiyak bir perfüzyon gerçekleştirin. </li><li> CO 2 -euhanized hayvan yatar pozisyonda bir emici ped üstüne koyun, kalp maruz kalma, göğüs kafesi ile birlikte disseke diyafram kas ortaya maruz bir laparotomi ile devam edin. </li><li> Baba sonraSağ atriyumda bir çift kesme makas kullanarak bir kral yapın, apsende sol ventrikül aracılığıyla 3-5 mL&#39;lik bir PBS enjeksiyonu ile kan kaybını hızlandırın. Bir şırınga kullanarak buz soğukluğunda% 4 paraformaldehid (PFA) dolaşıma enjekte edin; Periferik kas spazmları, dolaşımda düzgün doku fiksasyonunu engelleyecek önemli bir blokaj olmadığını görsel olarak teyit eder. </li><li> Cerrahi olarak karkasın başını çıkarın ve gece boyunca 4 ° C&#39;de% 4 PFA içinde 50 mL santrifüj tüpünde saklayın. Çözümü bir sonraki gün 24 saat sonra beyin dokusu diseksiyonundan önce% 30 sakroza değiştirin. </li><li> Beyin dokusunu OCT bileşiğine yerleştirin ve kuru buz üzerinde izopentan üzerinde hızlı dondurun. Histoloji ve immünositokimya uygulamaları için 10-20 μm&#39;lik doku kesitleri oluşturmak için nihai doku bloğunun kriyoteksiyon işlemi yapın. </li></ol>

<ol>
	<li>Shah, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stem+cell-based+therapies+for+tumors+in+the+brain:+are+we+there+yet?.">Stem cell-based therapies for tumors in the brain: are we there yet?.</a> Neuro Oncol. 18 (8), 1066-1078 (2016).</li><li>Balyasnikova, I. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+mesenchymal+stem+cells+significantly+extends+survival+of+irradiated+mice+with+experimental+brain+tumors.">Intranasal delivery of mesenchymal stem cells significantly extends survival of irradiated mice with experimental brain tumors.</a> Mol Ther. 22 (1), 140-148 (2014).</li><li>Reitz, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+neural+stem/progenitor+cells:+a+noninvasive+passage+to+target+intracerebral+glioma.">Intranasal delivery of neural stem/progenitor cells: a noninvasive passage to target intracerebral glioma.</a> Stem Cells Transl Med. 1 (12), 866-873 (2012).</li><li>Dey, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+Oncolytic+Virotherapy+with+CXCR4-Enhanced+Stem+Cells+Extends+Survival+in+Mouse+Model+of+Glioma.">Intranasal Oncolytic Virotherapy with CXCR4-Enhanced Stem Cells Extends Survival in Mouse Model of Glioma.</a> Stem Cell Reports. 7 (3), 471-482 (2016).</li><li>Ahmed, A. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+preclinical+evaluation+of+neural+stem+cell-based+cell+carrier+for+targeted+antiglioma+oncolytic+virotherapy.">A preclinical evaluation of neural stem cell-based cell carrier for targeted antiglioma oncolytic virotherapy.</a> J Natl Cancer Inst. 105 (13), 968-977 (2013).</li><li>Kim, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+neural+stem+cells+target+experimental+intracranial+medulloblastoma+and+deliver+a+therapeutic+gene+leading+to+tumor+regression.">Human neural stem cells target experimental intracranial medulloblastoma and deliver a therapeutic gene leading to tumor regression.</a> Clin Cancer Res. 12 (18), 5550-5556 (2006).</li><li>Lee, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+rat+brainstem+glioma+using+human+neural+stem+cells+and+human+mesenchymal+stem+cells.">Targeting rat brainstem glioma using human neural stem cells and human mesenchymal stem cells.</a> Clin Cancer Res. 15 (15), 4925-4934 (2009).</li><li>Lesniak, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+therapy+for+malignant+glioma:+neural+stem+cells.">Targeted therapy for malignant glioma: neural stem cells.</a> Expert Rev Neurother. 6 (1), 1-3 (2006).</li><li>Robinson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GLPs+and+the+Importance+of+Standard+Operating+Procedures.">GLPs and the Importance of Standard Operating Procedures.</a> BioPharm International. 16 (8), (2003).</li><li>World Health Organization on behalf of the Special Programme for Research and Training in Tropical Diseases. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Handbook: Good Laboratory Practice (GLP). , (2009).</li><li>NIH. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Number: NOT-OD-16-011. Implementing Rigor and Transparency) in NIH &amp; AHRQ Research Grant Applications. , (2015).</li><li>Wakimoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+primary+tumor+phenotype+and+genotype+in+glioblastoma+stem+cells.">Maintenance of primary tumor phenotype and genotype in glioblastoma stem cells.</a> Neuro Oncol. 14 (2), 132-144 (2012).</li><li>Cheng, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+In+Vivo+SPECT+Imaging+of+Neural+Stem+Cells+Functionalized+with+Radiolabeled+Nanoparticles+for+Tracking+of+Glioblastoma.">Dynamic In Vivo SPECT Imaging of Neural Stem Cells Functionalized with Radiolabeled Nanoparticles for Tracking of Glioblastoma.</a> J Nucl Med. 57 (2), 279-284 (2016).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+rodent+surgery+for+the+new+surgeon.">Principles of rodent surgery for the new surgeon.</a> J Vis Exp. (47), (2011).</li><li>Clark, A. J., Fakurnejad, S., Ma, Q., Hashizume, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescence+Imaging+of+an+Immunocompetent+Animal+Model+for+Glioblastoma.">Bioluminescence Imaging of an Immunocompetent Animal Model for Glioblastoma.</a> J Vis Exp. (107), (2016).</li><li>Ulasov, I. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivin-driven+and+fiber-modified+oncolytic+adenovirus+exhibits+potent+antitumor+activity+in+established+intracranial+glioma.">Survivin-driven and fiber-modified oncolytic adenovirus exhibits potent antitumor activity in established intracranial glioma.</a> Hum Gene Ther. 18 (7), 589-602 (2007).</li><li>Danielyan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+cells+to+the+brain.">Intranasal delivery of cells to the brain.</a> Eur J Cell Biol. 88 (6), 315-324 (2009).</li><li>Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+to+the+central+nervous+system:+mechanisms+and+experimental+considerations.">Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations.</a> J Pharm Sci. 99 (4), 1654-1673 (2010).</li><li>Gross, E. A., Swenberg, J. A., Fields, S., Popp, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+morphometry+of+the+nasal+cavity+in+rats+and+mice.">Comparative morphometry of the nasal cavity in rats and mice.</a> J Anat. 135 (Pt 1), 83-88 (1982).</li><li>Marieb, E. N., Hoehn, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Human Anatomy &amp; Physiology. , (2007).</li></ol>

Yazarların beyan etmek için çıkar çatışması yoktur.

İlacın intranazal yolu, küçük moleküller, nanomedikal ilaçlar ve protein bileşikleri için yaygın olarak araştırılmış olmasına rağmen, intranazal beyin tümörü hedeflemesi için terapötik kök hücrelerin uygulanması, gelişmekte olan beyin tümörü terapötik spektrumunda çok yeni 2 , 3 , 4 . Burun boşluğundaki kök hücrelerin davranışları ile ilgili karmaşık karmaşıklıklar bulunmaktadır ve mo...

İnsan kök hücrelerinin düşük toksisitesi, düşük immünojenisitesi ve intrinsik beyin tümörü tropizmi, terapötik araçların taşınması için cazip özelliktedir 1 . Kök hücre kökenli habis beyin tümörleri için kullanılan terapötikler, son yıllarda gelişmekte olan umut verici yeniliklerdir ve bu terapötik stratejinin burun içe adaptasyonu, klinik çeviriye doğru bir sıçramayı temsil etmektedir; bu da, non-invaziv ve tekrarlanan uygulama, hasta başvuruları için bariyeri önemli ölçüde azaltabilir ve Invaziv cerrahi prosedürler 1 , 2 , 3 , 4 ile ilişkili olarak genel anestezi veya uzun süre yatan hasta içi servis olmaksızın ayakta hasta hizmetleri için uyarlanabilir olabilir. Biz ve diğerleri, beyin tümörlerine kök hücre verilmesinin burun içi yoluna öncülük ettik ve bazı temel prensiplerin temel çalışmalarını yaptık.2 , 3 , 4 fare ksenograft modelleri kullanılarak yapılan translasyonel araştırmaların yanı sıra, manyetik rezonans görüntüleme (MRI) reaktif taşıyıcıları vasıtasıyla kök hücrelerin in vivo migrasyonunu incelemiştir. Bu pilot keşifler sayesinde önemli deneyimler elde ettik ve kötü huylu gliomun köklü hasta kaynaklı xenograft (fare modeli) fare modellerini kullanarak güçlü bir klinik öncesi değerlendirme stratejisi oluşturmak için en iyi yolu nasıl edineceğimiz konusunda fikir sahibi olduk ve araştırmacı kararı inceleyerek Burun boşluğuna gönderilen terapötik kök hücrelerin burun içi beyin girişinin sofistike biyolojik fenomeninin nüanslı mekanik ayrıntıları. Burada, iyi kurulmuş bir insan sinir kök hücre hattı HB1.F3.CD 5 kullanarak deneysel araştırmaların mevcut durumunu gösteren standart bir işletim protokolünün prensiplerini açıklıyoruz. <sup&gt;, 6 , 7 , 8 , terapötik taşıyıcılar olarak insan kök hücrelerini kullanan spesifik tümör modellerine veya stratejilere uyum sağlamak için kolaylıkla modifiye edilebilir.

<table><tbody><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 900</td><td></td></tr><tr><td>Hypoxic Cell Culture Incubator</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>VIOS 160i</td><td></td></tr><tr><td>Cell culture supplies (Plastics)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>Varies</td><td>Replaceable with any source</td></tr><tr><td>Legend Micro 21R Refrigerated Microcentrifuge</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>75002490</td><td>Replaceable with any source</td></tr><tr><td>Bench centrifuge Sorvall ST16R&amp;nbsp;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>75004240</td><td>Replaceable with any source</td></tr><tr><td>Micro syringe 702N 25 &amp;micro;l (22S/2&quot;/2)</td><td>Hamilton Company</td><td>80400</td><td>Flat tip</td></tr><tr><td>Sample Tray for Irradiator</td><td>Best Theratronics</td><td>A13826</td><td>To set up mice protection with lead shield</td></tr><tr><td>Leica DMi8 Microscope</td><td>Leica Microsystem</td><td></td><td>Custom setup</td></tr><tr><td>Leica CM1860 UV cryostat</td><td>Leica Microsystem</td><td></td><td>Custom setup</td></tr><tr><td>Exel International Insulin Syringe</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14-841-31</td><td></td></tr><tr><td>Corning Phosphate Buffer Saline</td><td>Corning Cellgro/ThermoFisher</td><td>21-031-CV</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s Modified Eagle Medium&amp;nbsp;</td><td>Corning Cellgro/ThermoFisher</td><td>11965-084</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin 0.05%</td><td>Corning Cellgro/ThermoFisher</td><td>25300054</td><td></td></tr><tr><td>Hyaluronidase from bovine testes</td><td>MilliporeSigma</td><td>H3506</td><td></td></tr></tbody></table>

intranasal delivery of therapeutic stem cells to glioblastoma in a mouse model

Beyin malignitelerine karşı içsel tropizm kök hücreleri malign tümörlere karşı terapötik ajanlar taşıyan vaat eden taşıyıcılar haline getirir. Burun içi yol yoluyla terapötik kök hücrelerin verilmesi, intrakranyal implantasyon veya sistemik rotalar yoluyla verilmeyle karşılaştırıldığında, invaziv olmayan doğası nedeniyle, klinik çeviri için güçlü potansiyele sahip yeni keşfedilen bir alternatif strateji. Kan beyin bariyeri eksikliği, burun içine beyin girişine giren kök hücrelerin terapötik potansiyelini daha da güçlendirir. Bu makale, çalışmalarımızda kullanılan temel teknikleri özetlemekte ve bir intrakranyal glioma ksenograftı fare modeli kullanılarak kök hücre nakli için burun içi stratejinin temel ilkelerini özetlemektedir. Belirli önceden belirlenmiş deneysel parametrelerle tutarlı ve tekrarlanabilir sonuçlar üreten en iyileştirilmiş prosedürleri gösteriyoruz ve etkili yürütme ve güvenilir deneyime imkân tanıyan aerodinamik iş akışı için rehberler sunuyoruzSonuç. Makale, hipotez, kök hücre tipleri veya tümör spesifiklerine dayalı ileri deneysel uyarlama için bir taban çizgisi görevi görecek şekilde tasarlanmıştır.

Hem hipoksik ön-muamele ( Şekil 4A ) hem de CXCR4 aşırı ekspresyonu ( Şekil 4B ve 4C ) 4 , akış sitometrisi ile gösterildiği gibi, CXCR4 reseptörlerinin hücre zarı varlığını önemli derecede yukarı düzenler. NSC&#39;ler tarafından gösterilen tümör tropizmi (mavi oklar), tümör dokusu histolojisinde (kırmızı daire) gösterilmektedir. Tümördeki MPIO-işaretli ( <strong class...

Watch this Scientific Journal Video about Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model at JoVE.com

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

Kök hücreler tümör tropizminden ötürü beyin tümörlerini tedavi etmek için terapötik taşıyıcıları umut vericidir. Non-invaziv intranazal kök hücre iletimi kan beyin bariyerini atlar ve klinik çeviri için güçlü bir potansiyel gösterir. Bu makale, glioma fare modelinde intranazal kök hücre sunumunun temel ilkelerini özetlemektedir.

Bir Fare Modelinde Tedavi Edici Kök Hücrelerin Glioblastomaya İntranazal Dağıtımı

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

intranasal-delivery-therapeutic-stem-cells-to-glioblastoma-mouse

Research

JoVE Journal

Medicine

12.1K Görüntüleme.  Northwestern University.  Kök hücreler tümör tropizminden ötürü beyin tümörlerini tedavi etmek için terapötik taşıyıcıları umut vericidir. Non-invaziv intranazal kök hücre iletimi kan beyin bariyerini atlar ve klinik çeviri için güçlü bir potansiyel gösterir. Bu makale, glioma fare modelinde intranazal kök hücre sunumunun temel ilkelerini özetlemektedir. 

Video: Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the understanding of the mechanics of tumor invasion, and direct intracerebral inoculation of tumor provides the opportunity of observing the invasive process in a physiologically appropriate environment2. As far as human brain tumors are concerned, the orthotopic models currently available are established either by stereotaxic injection of cell suspensions or implantation of a solid piece of tumor through a complicated craniotomy procedure3. In our technique we harvest cells from tissue culture to create a cell suspension used to implant directly into the brain. The duration of the surgery is approximately 30 minutes, and as the mouse needs to be in a constant surgical plane, an injectable anesthetic is used. The mouse is placed in a stereotaxic jig made by Stoetling (figure 1). After the surgical area is cleaned and prepared, an incision is made; and the bregma is located to determine the location of the craniotomy. The location of the craniotomy is 2 mm to the right and 1 mm rostral to the bregma. The depth is 3 mm from the surface of the skull, and cells are injected at a rate of 2 &mu;l every 2 minutes. The skin is sutured with 5-0 PDS, and the mouse is allowed to wake up on a heating pad. From our experience, depending on the cell line, treatment can take place from 7-10 days after surgery. Drug delivery is dependent on the drug composition. For radiation treatment the mice are anesthetized, and put into a custom made jig. Lead covers the mouse's body and exposes only the brain of the mouse. The study of tumorigenesis and the evaluation of new therapies for GBM require accurate and reproducible brain tumor animal models. Thus we use this orthotopic brain model to study the interaction of the microenvironment of the brain and the tumor, to test the effectiveness of different therapeutic agents with and without radiation.

The purpose of this article is to describe the use of an orthotopic glioblastoma model for chemoradiation studies. This article will go though cell processing, implanting, and radiotherapy of the mouse using an intracranial model.

Bir Ortotopik Fare Beyin Tümörü Modelinde Kombinasyon Radyoterapi

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the ...

Tıp

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high molecular weight compounds from the bloodstream and into brain tissue. Some direct delivery success in humans has been achieved via implantation of transcranial catheters; however this method is highly invasive and associated with numerous complications. A less invasive alternative would be to dose the brain through a surgically implanted, semipermeable membrane such as the nasal mucosa that is used to repair skull base defects following endoscopic transnasal tumor removal surgery in humans. Drug transfer though this membrane would effectively bypass the BBB and diffuse directly into the brain and cerebrospinal fluid. Inspired by this approach, a surgical approach in mice was developed that uses a donor septal mucosal membrane engrafted over an extracranial surgical BBB defect. This model has been shown to effectively allow the passage of high molecular weight compounds into the brain. Since numerous drug candidates are incapable of crossing the BBB, this model is valuable for performing preclinical testing of novel therapies for neurological and psychiatric diseases.

A mouse model of human endoscopic skull base reconstruction has been developed that creates a semipermeable interface between the brain and nose using nasal mucosal grafts. This method allows researchers to study delivery to the central nervous system of high molecular weight therapeutics which are otherwise excluded by the blood-brain barrier when administered systemically.

Farelerde Beyin Doğrudan İlaç Teslim heterotopik mukozal aşılanması Prosedürü

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

Translational Orthotopic Models of Glioblastoma Multiforme

Genetically engineered mouse (GEM) models for human glioblastoma multiforme (GBM) are critical to understanding the development and progression of brain tumors. Unlike xenograft tumors, in GEMs, tumors arise in the native microenvironment in an immunocompetent mouse. However, the use of GBM GEMs in preclinical treatment studies is challenging due to long tumor latencies, heterogeneity in neoplasm frequency, and the timing of advanced grade tumor development. Mice induced via intracranial orthotopic injection are more tractable for preclinical studies, and retain features of the GEM tumors. We generated an orthotopic brain tumor model derived from a GEM model with Rb, Kras, and p53 aberrations (TRP), which develops GBM tumors&#160;displaying linear foci of necrosis by neoplastic cells, and dense vascularization analogous to human GBM. Cells derived from GEM GBM tumors are injected intracranially into wild-type, strain-matched recipient mice and reproduce grade IV tumors, therefore bypassing the long tumor latency period in GEM mice and allowing for the creation of large and reproducible cohorts for preclinical studies. The highly proliferative, invasive, and vascular features of the TRP GEM model for GBM are recapitulated in the orthotopic tumors, and histopathology markers reflect human GBM subgroups. Tumor growth is monitored by serial MRI scans. Due to the invasive nature of the intracranial tumors in immunocompetent models, carefully following the injection procedure outlined here is essential to prevent extracranial tumor growth.

Here, we describe a preclinical orthotopic mouse model for GBM, established by intracranial injection of cells derived from genetically engineered mouse model tumors. This model displays the disease hallmarks of human GBM. For translational studies, the mouse brain tumor is tracked by in vivo MRI and histopathology.

Glioblastoma multiforme'un Translasyonel Ortotopik Modelleri

Genetically engineered mouse (GEM) models for human glioblastoma multiforme (GBM) are critical to understanding the development and progression of brain ...

Kanser Araştırmaları

<meta charset="utf8"></head><body>Bir fare modelinde enjeksiyon sonrası ortak karotis arter onarımı

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Onkolitik Virüsler ve MikroRNA'lar için İntraarteriyel Dağıtım Stratejileri Yoluyla Glioblastoma Tedavisini İlerletmek

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

<meta charset="utf8"></head><body>Murin Glioblastomunda Görüntü Kılavuzluğunda Tedavi Uygulaması için Demir Oksit Nanopartikülleri

Nanoparticle Delivery of an Oligonucleotide Payload in a Glioblastoma Multiforme Animal Model

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most common and aggressive form of primary brain malignancy for which there is no cure. The blood-brain barrier is a significant hurdle in the delivery of therapies to GBM. Reported here is an image-guided, iron oxide-based therapeutic delivery nano platform capable of bypassing this physiological barrier by virtue of size and accumulating in the tumor region, delivering its payload. This 25 nm nano platform consists of crosslinked dextran-coated iron oxide nanoparticles labeled with Cy5.5 fluorescent dye and containing antisense oligonucleotide as a payload. The magnetic iron oxide core enables tracking of the nanoparticles through in vivo magnetic resonance imaging, while Cy5.5 dye allows tracking by optical imaging. This report details the monitoring of the accumulation of this nanoparticle platform (termed MN-anti-miR10b) in orthotopically implanted glioblastoma tumors following intravenous injection. In addition, it provides insight into the in vivo delivery of RNA oligonucleotides, a problem that has hampered the translation of RNA therapeutics into the clinic.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Glioblastoma Tedavisi için Demir Oksit Nanopartikülleri ile Yenilikçi Kanser Tedavileri

The blood-brain barrier is a significant hurdle in the delivery of therapies for glioblastoma, a disease for which there is no cure. Here, we report an in vivo image-guided iron oxide therapeutic nano platform that can bypass this physiological barrier by virtue of size and accumulate in the tumor.

Bir Glioblastoma Multiforme Hayvan Modelinde Bir Oligonükleotid Yükünün Nanopartikül Teslimi

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most common and aggressive form of primary brain malignancy for which there is no cure. The blood-brain barrier is a ...

An Immunocompetent Murine Model for Laser Interstitial Thermal Therapy of Glioblastoma

Glioblastoma (GB), the most aggressive form of primary brain cancer, accounts for approximately half of all high-grade primary brain tumors in adults and has no cure. Laser interstitial thermal therapy (LITT) is a Food and Drug Administration (FDA)-approved treatment for GB and is used in patients who may not be candidates for conventional surgical resection. While the clinical efficacy of LITT has been established, research beyond clinical case studies and case series is limited and hindered by the lack of an established animal model. This protocol uses C57BL/6 mice and syngeneic CT2A glioma cancer cell line to closely recapitulate human GB&#160;while also using a 1064 nm Neodymium-doped Yttrium Aluminum Garnet (Nd:YAG) laser, such as is used in one of the two FDA-approved LITT systems, providing excellent pre-clinical relevance. The successful establishment of this LITT murine model will provide a valuable platform for investigating the unique features of LITT ablation and its effects on the tumor microenvironment, potentially leading to improved therapeutic strategies.

Glioblastoma is a devastating form of primary brain cancer, and laser interstitial thermal therapy is emerging as a promising alternative to conventional surgical resection for inoperable glioblastoma. This protocol describes an optimized pre-clinical mouse model that can be used to study treatment effects or adjuvant and combinatorial treatments.

Glioblastoma (GB), the most aggressive form of primary brain cancer, accounts for approximately half of all high-grade primary brain tumors in adults and ...

Bir Fare Modelinde Tedavi Edici Kök Hücrelerin Glioblastomaya İntranazal Dağıtımı

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Bir Ortotopik Fare Beyin Tümörü Modelinde Kombinasyon Radyoterapi

Farelerde Beyin Doğrudan İlaç Teslim heterotopik mukozal aşılanması Prosedürü

Glioblastoma multiforme'un Translasyonel Ortotopik Modelleri

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Bir Glioblastoma Multiforme Hayvan Modelinde Bir Oligonükleotid Yükünün Nanopartikül Teslimi

Bir Glioblastoma Multiforme Hayvan Modelinde Bir Oligonükleotid Yükünün Nanopartikül Teslimi

Bir Glioblastoma Multiforme Hayvan Modelinde Bir Oligonükleotid Yükünün Nanopartikül Teslimi

An Immunocompetent Murine Model for Laser Interstitial Thermal Therapy of Glioblastoma