Biz MS. Tess J. Lameyer, Bayan Ruth Frank, ve Dr Michael A. Muniak düzenlemeler ve yorumlar için, ve Dr Ryohei Yasuda Max Planck Florida 2pFLIM edinme yazılımı için teşekkür ederiz. Bu çalışma iki beyın girişimi Ödülleri U01NS094247 (H.Z. ve Me) ve R01NS104944 (H.Z. ve tum), bir R01 Grant R01NS081071 (tum) ve bir R21 Grant R21NS097856 (H.Z.) tarafından destekleniyordu. Tüm ödüller Ulusal nörolojik hastalıklar Enstitüsü ve Stroke, Amerika Birleşik Devletleri vardır.

Burada açıklanan tüm yöntemler, Oregon Sağlık ve Bilim Üniversitesi Kurumsal hayvan bakımı ve kullanım Komitesi (ıAYUC) tarafından onaylanmıştır.
1.2pFLIM mikroskop kurulum
<ol><li>Bir foton Zamanlama sayımı modülü (PTCM, malzeme tablosu) yükleyin ve üreticinin kılavuzuna göre bilgisayara (Şekil 1) bağlanın. Not: Ptcm genellikle lazer darbe zamanlaması için bir "Senkronizasyon" girişi ve fotomultipler tüpünden (PMT) bir foton girişi alan bir bilgisayar tahtasındadır. Ayrıca iki foton görüntüleme kontrol yazılımından pikseller, çizgiler ve çerçeveler için saat zamanlaması alır. PTCM, bireysel fotonları farklı piksel ve çerçevelere ayırmak için saat sinyallerini kullanır.</li>
	<li>Lazer zamanlamasını ölçmek için > 200 MHz bant genişliğine sahip bir fotodiyot ekleyin. Işık yoluna dik olarak yerleştirilen fotodiyot içine lazer ışığın küçük bir kısmını yansıtmak için ışık yoluna standart bir cam lamel magazini yerleştirin (Şekil 1). Fotodiyot çıkışını PTCM 'nin "Senkronizasyon" girişine bağlayın. Not: Birçok modern lazerler de lazer zamanlaması çıktı. Bu lazerler için, fotodiyot gerekli değildir ve bir doğrudan PTCM senkron girişine lazer zamanlama çıkışını bağlayabilirsiniz.</li>
	<li>
Düşük gürültü, hızlı GaAsP PMT (Şekil 1) ile yeşıl kanal PMT 'Nin tAKARα durumunda PMT 'yi değiş tokuş yapın. PMT çıkışını PTCM 'nin sinyal girişine bağlayın.
	<ol>
<li>Konvansiyonel iki foton görüntüleme kanalı ile aynı anda yoğunluğun elde edilmesi durumunda isteğe bağlı bir sinyal bölücü (Şekil 1) ekleyin. PMT çıkışını sinyal Bölücüsü ile Birleştir ve Splitter çıkışını PTCM 'ye ve geleneksel iki foton görüntüleme modülüne bağlayın. Not: GaAsP PMTs, konvansiyonel bialkali PMTs 'den daha hızlı tek foton sinyalleri verir ve foton zamanlamasının daha hassas bir şekilde belirlenmesi için izin verir. GaAsP PMTs 'nin bazı modelleri, ortam sıcaklığının altında 10 − 35 °C ' ye kadar soğutulabilir ve karanlık sayılarının saniyede birkaç yüz altında bir seviyeye bastırılmasına izin verir (genellikle ≤ 200 sayar/s). Bu düşük gürültü seviyesi, floresan ömrünü kesin olarak ölçmek için önemlidir, çünkü gürültü foton sayımları floresans ömür eğrisinden kolayca ayırt edilemez veya çıkartılamaz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Eğer varsa, alıcı fluorophore gelen spektral kontaminasyonu en aza indirir bir bant-Pass floresan emisyon filtresi ekleyin. Örneğin, takarα için, yeşil kanal için 500 Nm ± 20 Nm bariyer filtresi, karanlık (qy ~ 0,07) Sarı floresan protein (YFP)29,30olan Acceptor Sreach 'ten gelen kontaminasyonunu azaltmak için kullanılır. Kontrol yazılımına uygun olarak ve PTCM kullanım kılavuzunda açıklandığı gibi, bireysel görüntü pikselleri, çizgiler ve çerçeveler için saatler gibi zamanlama sinyallerini bağlayın. Uygun veri denetimi ve edinme yazılımını yükleyin. Not: Bazı PTCM üreticileri (malzeme tablosu) 2pFLIM görüntüleme için kendi yazılım sağlar. Burada, özel yazılım Flimımage denilen kullanılır, hangi Yasuda Lab tarafından geliştirilen (Max Planck Florida, kişisel iletişim yoluyla). Bu yazılım, belirli iki foton edinme yazılımına (malzeme tablosu) bir eklenti Kullanıcı işlevi olarak işlev görür. 2pFLIM görüntü elde etmek için iki foton görüntüleme sırasında uygun zamanlamayla PTCM ile iletişim kurar ve kontrol eder.</li>
</ol>2. Motorlu Koşu bandı inşaatı
Not: Özel yapılı Motorlu Koşu bandı tasarımı Şekil 2' de gösterilir.
<ol><li>Bir köpük silindiri (Ø = 200 mm), ince bir testere ile 150 mm uzunluğa keser. Alternatif olarak, tutkal bir köpük topu iki yarısı birlikte ve dikiş üzerine yer bandı. İsteğe bağlı olarak, silindir üzerinde çekiş artırmak için silindir üzerinde profil ile bir kauçuk Mat tutkal.</li>
	<li>Silindir düz tarafında silindir merkezi üzerinden bir 1/4 inç çapı delik matkap veya köpük topu kullanılırsa topun her yarısında ortasında bir 1/4 inç çapı delik matkap.</li>
	<li>
Bir 1/4 inç çapı çelik aks delik üzerinden yükleyin. Köpük silindir/topu aks için köpük uyumlu tutkal kullanarak tutkal. İsteğe bağlı olarak, iki esnek şaft kavramaları değiştirin (1/4 inç iç çapı) köpük silindir/topu aks bağlantı güçlendirmek için. Not: Birçok ortak yapıştırıcı köpük çözünebilir unutmayın.<ol>
<li>Her Şaft bağlantısı için, şaft bağını düz tarafına ve dikdörtgen metal plakasının (0,7 mm x 15 mm x 76 mm) ortasına yerleştirin. Plakayı şaft bağlamasına kaynak yapın. Matkap bir 1/4 inç delik plakanın merkezinde modifiye mil montaj için izin aks ve iki vida delik orta metal plaka lateral içine.</li>
		<li>Şaft bağını, köpük silindiri/topuna karşı aks üzerine takın. İkincisi kullanıldığında, hafifçe topun eğriliği sığacak şekilde plaka viraj. Makarayı/topu aks üzerinde düzeltmek için yan deliklere vidalar yerleştirin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bir kafes plakasının merkezinde 3/8-32 bir iplik matkap ve dokunun ve döner kodlayıcı takın. Motorun Post tutucuya ekmesine izin vermek için sağ açılı motor Braketinin tabanına bir vida deliği takın. Esnek şaft bağlantısı kullanarak hem döner kodlayıcı hem de motoru aks sonuna takın.</li>
	<li>Motor ve döner kodlayıcı için mesajlar kullanarak bir alüminyum ekmek tahtası üzerinde monte koşu bandı yükleyin (Şekil 2). Motor girişlerini hız kumandasını ve döner kodlayıcı çıkışını bilgisayar veri edinme (DAQ) kartının analog girişine bağlayın. Not: Rotasyon açısal hız voltaj olarak döner kodlayıcı tarafından kodlanmış ve MATLAB yazılmış AnimalTracker denilen özel yazılım kullanılarak dijimleştirilmiş.</li>
	<li>Headplate uyumlu tutucuyu sağ açılı bir braket üzerine takın. Koşu bandı önünde ekmek plakasına sağlam bir yazı takın ve montajlı headplate tutucuyu gönderinin sağ açılı braketi ile takın (Şekil 2). Headplate tutucu çubukların aks ile hizalandığından emin olun, böylece Mouse koşu bandı üzerinde yeterli ve rahat bir yürüyüş pozisyonu kabul edebilir (Şekil 2C).</li>
</ol>3. fare Cortex tAKARα sensörü ifadesi
<ol><li>
Utero Elektroporasyon içinde
	<ol>
<li>IUE için bir DNA çözümünü, bir plazmid DNA 'Sı (3 − 4 μg/μL; bir CAG promotor, sensör dizisi ve bir Woodchuck hepatit virüsü içeren sensör yapıları) hızlı yeşil boya (enjeksiyon sırasında görselleştirme için)% 0,2 son konsantrasyonu ekleyerek hazırlayın Transkripsiyon sonrası yanıt elemanı [WPRE] translasyonel arttırıcı) çözünür/su veya Tris-EDTA seyreltilmiş.</li>
		<li>E1624' de IUE için zamanlanmış hamile kadın fareyi (örn. C57BL/6) hazırlayın. Isoflurane ile fareyi anestezize (indüksiyon için% 4 ve bakım için% 1,5,% 95 O2 ile% 5 CO2) ve 5 mg/kg Meloxicam ve 4 mg/kg Bupivacaine içeren peri-operatif analjeziklerin subkutan enjeksiyonu uygulayın. Karın boşluğunu bir neşter ve bir çift makas ile açın ve uterin boynuzlarını dikkatlice açığa çıkarın.</li>
		<li>Daha önce24tarif olarak, bir yarımküre lateral ventrikül embriyo başına 1 ΜL DNA çözeltisi enjekte.</li>
		<li>Düzenli ıUE gerçekleştirin24 kortikal nöronlar için korteks pozitif elektrot sonu ayak yerleştirerek ve kullanarak 5 100-ms kare bakliyat (38 V) 1 Hz bir electroporator ile. Not: Elektroporasyon için farklı kortikal bölgeler, elektrot son ayak lateral ventrikül göreli yerleştirme değiştirerek hedeflenebilir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Stereotaktik enjeksiyon
	<ol>
<li>Stereotaktik cerrahi26için postnatal gün 30 bir fare hazırlayın. Adım 3.1.2 ' de açıklandığı gibi fareyi anestezize ve 5 mg/kg Carprofen içeren peri-operatif analjeziklerin subkutan enjeksiyonu uygulayın.</li>
		<li>Dilute AAV serotip 2/1 (AAV2/1) şırınga filtrelenmiş (0,2 μm selüloz asetat membranı) fosfat tamponlu salin içinde hsyn-takarα-wpre ' i ampirik olarak belirlenmiş bir titresi (~ 1 x 109− 1 x 1010 genomes/μL) olarak ifade eder.</li>
		<li>Motor korteks için aşağıdaki koordinatlarda bir mikroskoptan altında bir el matkap kullanarak bir ~ 500 μm çapı delik matkap: 0,5 mm anterior bregma, 1,2 AA lateral orta çizgi için.</li>
		<li>Bir enjektör monte (örneğin, yağ hidrolik manipülatör, özel yapılan dalgıç/Cam Pipet tutucu ile) bir motorlu manipülatör. Enjeksiyon iğnesini bregma-lambda düzlemine göre 15 ° açıyla yerleştirin. Sırasıyla anterior-posterior ve dorsal-ventral eksenler boyunca 700 μm ve 200 μm ilerlemesine eşdeğer x-ve z-Axes arasında diyagonal bir hareket programlamak. Not: Amaçlanan görüntüleme alanının hemen üstündeki dokuya zarar vermemek için, AAV parçacıkları bregma-lambda düzlemine göre bir açıyla enjekte edilir.</li>
		<li>Enjeksiyon iğnesinin ucunu matkap deliğinin ortasına yerleştirin ve yukarıda açıklanan diyagonal hareketi (~ 25 μm/s) yavaşça çalıştırın. Bu prosedür enjeksiyonu Merkezi 1,2 mm anterior bregma, 1,2 mm lateral orta hat, 0,2 mm Pia altında konumlandıracaktır.</li>
		<li>20 nL seyreltilmiş viral parçacıklar (~ 10 nL/dak) enjekte edilir. En az 10 dakika bekleyin ve yavaşça enjeksiyon iğnesini (~ 12,5 μm/s) geri çekin.</li>
		<li>Stereotaktik enjeksiyon prosedürü ve tutkal/sütür cilt26bitirmek.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. kraniyal pencerenin montajı
<ol><li>IUE (Bölüm 3,1) veya viral partiküllerin stereotaktik enjeksiyonu (Bölüm 3,2), postnatal gün 30 ve 60 arasında tAKARα ifade fareler üzerinde kraniyal pencerenin yerleştirme gerçekleştirin. Viral parçacıklar ile enfekte fare için, virüs enjeksiyonu sonra en az iki hafta kraniyal pencereyi uygulayın. Aşağıdaki detaylar ile daha önce27,28, açıklandığı gibi kranial pencereyi yükleyin. Adım 3.1.2 olarak açıklandığı gibi fareyi anestezize ve peri-operatif analjezikler 0,075 mg/kg Buprenex ve anti-inflamatuar Ajan Dexamethasone 4 mg/kg deri altı enjeksiyon uygulayın.</li>
	<li>Periost çıkarın ve boyun kas geri çekin. Cerrahi sonrası boyun kas maruz önlemek için doku yapıştırıcı ile kafatası cildin kenarı tutkal.</li>
	<li>Bir neşter kullanarak yavaşça kazarak kafatasından herhangi bir periost kurur ve çıkarın. İstenilen görüntüleme alanını çevreleyen görüntüleme başlığı (8 mm iç çapı) yerleştirin. Yapıştırıcı, siyoakrilat bazlı tutkal kullanarak kafatası headplate, diş akrilik çimento izledi. Optimum yapışma için, headplate maruz ve kurutulmuş kafatası bağlı olduğundan emin olun. Tutkal Hızlandırıcı sertleştirme hızlandırmak için kullanılabilir.</li>
	<li>Bir diş matkap kullanarak ve Dura mater maruz (adım 3.2.3 belirtildiği gibi koordinatlar) hedeflenen görüntüleme alanı üzerinde çapı 5 mm 'lik bir daire çizin.</li>
	<li>Tüm kraniyal pencereyi kapsayacak şekilde dura yüzeyine, yapay dura olarak da adlandırılan şeffaf polimer ince bir tabaka uygulayın. Polimer korur ve Dura mater stabilize. Dura mater üzerinde steril bir dairesel lamel magazini (5 mm çapı) yerleştirin. Pencerenin kenarlarında uygulanan siyoakrilat tutkal ile lamel magazini sabitleyin ve ardından diş akrilik çimento.</li>
</ol>5. In vivo Two-foton floresans ömür boyu görüntüleme mikroskobu
<ol><li>Kranial pencerenin yükleme sonrası 2 hafta içinde veya ötesinde 2pFLIM görüntüleme başlar (Bölüm 4). Fare habituate görüntüleme çalışması başlamadan önce fare sık kullanım ve scru, stres nedeniyle deneysel girişim minimize.</li>
	<li>İki foton lazeri kontrol eden yazılımı kullanarak 960 Nm 'ye iki foton uyarma lazer dalga boyu ayarlayın.</li>
	<li>Fare% 4 Isoflurane kullanarak anestezize. Kuyruk-tutam ve nefes oranları gözlemleyerek uygun anestezizasyon onaylayın. Yani, Kuyruk-tutam ve solunum hızı hiçbir yanıt olmalıdır ~ 1 saniye başına nefes azaltılmalıdır. Gereksiz prosedür süresini en aza indirmek ve anestezinin sadece 2-3 dakika sürdüğü için göz yağları kullanılmaz.</li>
	<li>Anestezileştirilmiş fareyi Motorlu Koşu bandına aktarın (Şekil 2C) ve Mouse 'un headplate 'i koşu bandı kurulumunun headplate tutucusuna bağlayın (Ayrıntılar için bkz. Şekil 2 ). 70% etanol ile Mouse üzerinde kranial pencere lamel magazini yüzeyini temizleyin.</li>
	<li>2pFLIM amacı altında monte fare ile motorlu koşu bandı yerleştirin. Kranial pencere lamel magazini ve amaç arasında damıtılmış su bir damla uygulayın.</li>
	<li>Takılı fare anesteziden uyanırken, takılı fare anesteziden uyanıp, Mouse 'un en az 10 dk. monitör solunum hızı için koşu bandı ve mikroskop ortamına acclimated hale bırakın.</li>
	<li>Epi-aydınlatma altında enjeksiyon konumuna gidin. Sonraki görüntüleme seanslarında aynı ilgi alanının (YG) görüntülemesinde yardımcı olmak için, aydınlık alan altında belge fiducial özellikleri (yani, kan damarlarını).</li>
	<li>Beyin dokusu yayılan ışık dışında herhangi bir gelen ışık ortadan kaldırır. Epi-aydınlatma ışık kaynağını kapatın ve 2pFLIM makinesinin muhafazasının kapanmasını yapın. Donanım komut voltajı kontrolünü değiştirerek 2pFLIM PMT 'yi etkinleştirin.</li>
	<li>Bir z-Stack 2pFLIM görüntü kullanarak 2pFLIM edinme yazılımı Flimımage aşağıdaki önerilen ayarları görüntüleme tAKARα-pozitif somata uyanık fareler. Kare ortalaması 3 kare, tarama hızı 2 ms/hat, görüntü boyutu 128 x 128 piksel ve görüş alanı 90 − 100 μm olarak ayarlanır. Hazırlama ve donanım yapılandırmasına göre görüntüleme ayarlarını yapın.</li>
	<li>
Elde edilen görüntüyü FLIMview 'de inceleyin (ev içinde geliştirilen özel yazılımlar; bkz. Bölüm 6). Foton sayımı optimize etmek ve fotobleaching en aza indirmek için adım 5,9 aşağıdaki görüntüleme ayarlarını yapın. Not: Bir tAKARα-pozitif Soma in vivo yaşam boyu görüntüleme için YG 'de uygulanabilir bir entegre foton sayısı, belirli bir uyarıcının sonucu olan sinyal genine bağlı olarak ~ 1000 − 10000 fotonlar ( tartışmakonusuna bakın).<ol>
<li>Gerektiğinde, azaltılmış görüş alanı, düşük tarama hızı, artan lazer gücü ve entegre foton sayılarını artırmak ve ömür boyu tahmin hatasını azaltmak için ortalamanın artan kare sayısı kullanın. Aynı zamanda, fotoobleaching en aza indirmek için minimal temel lazer gücü, çerçeve ortalamasını ve tarama hızını kullandığınızdan emin olun.</li>
	</ol>
</li>
	<li>5,10 adımda belirlenen ayarları kullanarak z-yığını alımını tekrarlayarak normal bir zaman aralığında görüntü (örn. her 30 − 60 s). Sıfır koşu bandı hızında en az 15 dakika için temel 2pFLIM görüntüleri kazanın.</li>
	<li>2pFLIM görüntüler alırken 15 dk için ~ 15 cm/s koşu bandı rotasyon hızını ayarlayın. Koşu bandı rotasyonunu kapattıktan sonra ≥ 20 dk için görüntüleme işlemine devam edin, zorunlu lokomotif durdurulduktan sonra PKA aktivitesinin süresini değerlendirmek için.</li>
</ol>6.2pFLIM görüntü analizi
<ol><li>
Elde edilen görüntüleri FLIMview içinde açın ve aşağıdaki parametreleri FLIMview olarak ayarlayın. Not: parametre ayrıntıları tartışma bölümünde açıklanmıştır.<ol>
<li>FLIMview 'deki tek foton sayımı (SPC) minimum ve maksimum Aralık alanlarını tıklayın. Genellikle sırasıyla 1,2 − 2 ile 10 − 12 NS arasında değişen uygun minimum ve maksimum SPC aralığı değerini girin.</li>
		<li>FLIMview t0 değer alanına tıklayın ve t0 değeri (genellikle ~ 2 NS) girin. FLIMview 'da ömür boyu parlaklık minimum eşik değeri alanına tıklayın ve istenen eşik değerini 5 − 30 fotonlara girin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Yeni Grup düğmesine (N) tıklayın ve bir deneme grubu adı atayın. Bu, eklenen her FLIM görüntüsünden veri birleştiren bir grup oluşturur.</li>
	<li>FLIMview Roi kontrolleri modülünde Roi düğmesine tıklayın ve bir takarα-pozıtıf Soma etrafında bir ROI çizin. Diğer z derinliklerindeki arka plan fotonlardan kaynaklanan sinyal kontaminasyonunu en aza indirmek için, FLIMview 'daki z-yığını kontrol sürgülerinde alt ve üst z sınırını taşıyarak z-yığını aralığını azaltın.</li>
	<li>+ Butonuna tıklayarak gruba flim görüntüsünü ekleyin (adım 6,2). YG ve ömür boyu tahmin hatası (δ,) için Ortalama yaşam süresini (LT, ortalama foton emisyon süresi [MPET] olarak da adlandırılır) hesaplamak için Calc düğmesine tıklayın.</li>
	<li>Kronik 2pflim görüntüleme dizisinde bir sonraki dosyayı açın. 6,4 adımı yineleyin. Zaman içinde doku sürüklenme olabilir, çünkü zaman içinde aynı tAKARα-pozitif Soma ölçmek için YG ve z-Stack aralığının konumunu ayarlamak emin olun.</li>
	<li>Grup denetimleri modülünün açılan menüsünde DELTAMPET/mpet0 ' ı seçin. Taban çizgisi # alanına tıklayın ve dizin (ler) girin (örn., 6,3 adımda oluşturulan gruptaki ilk beş görüntü için 1 2 3 4 5 ). Bu, temel kullanım ömrünü hesaplamak için kullanılan görüntüleri (LT0) tanımlayacaktır.</li>
	<li>Grafiğe tıklayın tanımlanan ROI 'de deneme sırasında tAKARα 'NıN flim yanıtı (δlt/lt0) içeren bir grafik oluşturmak için. Tek ROIs 'in ömür boyu (ΔLT) karşılık gelen temel ömür (LT0) arasında normalleştirilmiş değişiklikler, farklı roıs genelinde lokomotlama SıRASıNDA PKA aktivitesinin karşılaştırılması için izin verir.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Neurobiology+of+Slow+Synaptic+Transmission.">The Neurobiology of Slow Synaptic Transmission.</a> Science. 294 (5544), 1024-1030 (2001).</li><li>Petersen, S. E., Posner, M. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+attention+system+of+the+human+brain:+20+years+after.">The attention system of the human brain: 20 years after.</a> Annual Review of Neuroscience. 35 (2), 73-89 (2012).</li><li>Sun, Y., Hunt, S., Sah, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Norepinephrine+and+Corticotropin-Releasing+Hormone:+Partners+in+the+Neural+Circuits+that+Underpin+Stress+and+Anxiety.">Norepinephrine and Corticotropin-Releasing Hormone: Partners in the Neural Circuits that Underpin Stress and Anxiety.</a> Neuron. 87 (3), 468-470 (2015).</li><li>Berke, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+does+dopamine+mean?.">What does dopamine mean?.</a> Nature Neuroscience. 21 (6), 787-793 (2018).</li><li>Chen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+G&#945;q-Coupled+Neuromodulator+Receptors+Activate+Protein+Kinase+A.">Endogenous G&#945;q-Coupled Neuromodulator Receptors Activate Protein Kinase A.</a> Neuron. 96 (5), 1070-1083 (2017).</li><li>Madison, D. V., Nicoll, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclic+adenosine+3&#8217;,5&#8217;-monophosphate+mediates+beta-receptor+actions+of+noradrenaline+in+rat+hippocampal+pyramidal+cells.">Cyclic adenosine 3&#8217;,5&#8217;-monophosphate mediates beta-receptor actions of noradrenaline in rat hippocampal pyramidal cells.</a> The Journal of Physiology. 372 (1), 245-259 (1986).</li><li>Yasuda, H., Barth, A. L., Stellwagen, D., Malenka, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+developmental+switch+in+the+signaling+cascades+for+LTP+induction.">A developmental switch in the signaling cascades for LTP induction.</a> Nature Neuroscience. 6 (1), 15-16 (2003).</li><li>Pedarzani, P., Storm, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKA+mediates+the+effects+of+monoamine+transmitters+on+the+K++current+underlying+the+slow+spike+frequency+adaptation+in+hippocampal+neurons.">PKA mediates the effects of monoamine transmitters on the K+ current underlying the slow spike frequency adaptation in hippocampal neurons.</a> Neuron. 11 (6), 1023-1035 (1993).</li><li>Brandon, E. P., Idzerda, R. L., McKnight, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKA+isoforms,+neural+pathways,+and+behaviour:+making+the+connection.">PKA isoforms, neural pathways, and behaviour: making the connection.</a> Current Opinion in Neurobiology. 7 (3), 397-403 (1997).</li><li>Radnikow, G., Feldmeyer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer-+and+Cell+Type-Specific+Modulation+of+Excitatory+Neuronal+Activity+in+the+Neocortex.">Layer- and Cell Type-Specific Modulation of Excitatory Neuronal Activity in the Neocortex.</a> Frontiers in Neuroanatomy. 12 (January), (2018).</li><li>Kennedy, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+trends+in+in+vivo+neurochemical+monitoring+by+microdialysis.">Emerging trends in in vivo neurochemical monitoring by microdialysis.</a> Current Opinion in Chemical Biology. 17 (5), 860-867 (2013).</li><li>Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hitchhiker&#8217;s+Guide+to+Voltammetry:+Acute+and+Chronic+Electrodes+for+In+Vivo+Fast-Scan+Cyclic+Voltammetry.">Hitchhiker&#8217;s Guide to Voltammetry: Acute and Chronic Electrodes for In Vivo Fast-Scan Cyclic Voltammetry.</a> ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 221-234 (2017).</li><li>Hamel, E. J. O., Grewe, B. F., Parker, J. G., Schnitzer, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+level+brain+imaging+in+behaving+mammals:+An+engineering+approach.">Cellular level brain imaging in behaving mammals: An engineering approach.</a> Neuron. 86 (1), 140-159 (2015).</li><li>Allen, M. D., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcellular+dynamics+of+protein+kinase+A+activity+visualized+by+FRET-based+reporters.">Subcellular dynamics of protein kinase A activity visualized by FRET-based reporters.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 348 (2), 716-721 (2006).</li><li>Zhang, J., Ma, Y., Taylor, S. S., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+encoded+reporters+of+protein+kinase+A+activity+reveal+impact+of+substrate+tethering.">Genetically encoded reporters of protein kinase A activity reveal impact of substrate tethering.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (26), 14997-15002 (2001).</li><li>Chen, Y., Saulnier, J. L., Yellen, G., Sabatini, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+PKA+activity+sensor+for+quantitative+analysis+of+endogenous+GPCR+signaling+via+2-photon+FRET-FLIM+imaging.">A PKA activity sensor for quantitative analysis of endogenous GPCR signaling via 2-photon FRET-FLIM imaging.</a> Frontiers in Pharmacology. 5 (April), 1-12 (2014).</li><li>Ma, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Highly+Sensitive+A-Kinase+Activity+Reporter+for+Imaging+Neuromodulatory+Events+in+Awake+Mice.">A Highly Sensitive A-Kinase Activity Reporter for Imaging Neuromodulatory Events in Awake Mice.</a> Neuron. 99 (4), 665-679 (2018).</li><li>Yellen, G., Mongeon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+two-photon+imaging+of+fluorescent+biosensors.">Quantitative two-photon imaging of fluorescent biosensors.</a> Current Opinion in Chemical Biology. 27, 24-30 (2015).</li><li>Tang, S., Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+ERK+and+PKA+Activation+in+Single+Dendritic+Spines+during+Structural+Plasticity.">Imaging ERK and PKA Activation in Single Dendritic Spines during Structural Plasticity.</a> Neuron. 93 (6), 1315-1324 (2017).</li><li>Tillo, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liberated+PKA+Catalytic+Subunits+Associate+with+the+Membrane+via+Myristoylation+to+Preferentially+Phosphorylate+Membrane+Substrates.">Liberated PKA Catalytic Subunits Associate with the Membrane via Myristoylation to Preferentially Phosphorylate Membrane Substrates.</a> Cell Reports. 19 (3), 617-629 (2017).</li><li>Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+spatiotemporal+dynamics+of+neuronal+signaling+using+fluorescence+resonance+energy+transfer+and+fluorescence+lifetime+imaging+microscopy.">Imaging spatiotemporal dynamics of neuronal signaling using fluorescence resonance energy transfer and fluorescence lifetime imaging microscopy.</a> Current Opinion in Neurobiology. 16 (5), 551-561 (2006).</li><li>Theurkauf, W. E., Vallee, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+characterization+of+the+cAMP-dependent+protein+kinase+bound+to+microtubule-associated+protein+2.">Molecular characterization of the cAMP-dependent protein kinase bound to microtubule-associated protein 2.</a> Journal of Biological Chemistry. 257 (6), 3284-3290 (1982).</li><li>Zhong, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcellular+dynamics+of+type+II+PKA+in+neurons.">Subcellular dynamics of type II PKA in neurons.</a> Neuron. 62 (3), 363-374 (2009).</li><li>Borrell, V., Yoshimura, Y., Callaway, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+delivery+to+telencephalic+inhibitory+neurons+by+directional+in+utero+electroporation.">Targeted gene delivery to telencephalic inhibitory neurons by directional in utero electroporation.</a> Journal of Neuroscience Methods. 143 (2), 151-158 (2005).</li><li>Baumgart, J., Baumgart, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortex-,+Hippocampus-,+Thalamus-,+Hypothalamus-,+Lateral+Septal+Nucleus-+and+Striatum-specific+In+utero+Electroporation+in+the+C57BL/6+Mouse.">Cortex-, Hippocampus-, Thalamus-, Hypothalamus-, Lateral Septal Nucleus- and Striatum-specific In utero Electroporation in the C57BL/6 Mouse.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53303 (2016).</li><li>Lowery, R. L., Majewska, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracranial+Injection+of+Adeno-associated+Viral+Vectors.">Intracranial Injection of Adeno-associated Viral Vectors.</a> Journal of Visualized Experiments. (45), 1-4 (2010).</li><li>Mostany, R., Portera-Cailliau, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Craniotomy+Surgery+Procedure+for+Chronic+Brain+Imaging.">A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (12), 18-19 (2008).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nature Protocols. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Murakoshi, H., Lee, S. J., Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Highly+sensitive+and+quantitative+FRET-FLIM+imaging+in+single+dendritic+spines+using+improved+non-radiative+YFP.">Highly sensitive and quantitative FRET-FLIM imaging in single dendritic spines using improved non-radiative YFP.</a> Brain Cell Biology. 36 (1-4), 31-42 (2008).</li><li>Murakoshi, H., Shibata, A. C. E., Nakahata, Y., Nabekura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dark+green+fluorescent+protein+as+an+acceptor+for+measurement+of+F&#246;rster+resonance+energy+transfer.">A dark green fluorescent protein as an acceptor for measurement of F&#246;rster resonance energy transfer.</a> Scientific Reports. 5, 1-11 (2015).</li><li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Procedures+for+behavioral+experiments+in+head-fixed+mice.">Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice.</a> PLoS ONE. 9 (2), (2014).</li><li>Yu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+central+amygdala+controls+learning+in+the+lateral+amygdala.">The central amygdala controls learning in the lateral amygdala.</a> Nature Neuroscience. 20 (12), 1680-1685 (2017).</li><li>Harvey, C. D., Collman, F., Dombeck, D. A., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+dynamics+of+hippocampal+place+cells+during+virtual+navigation.">Intracellular dynamics of hippocampal place cells during virtual navigation.</a> Nature. 461 (7266), 941-946 (2009).</li><li>Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+intracellular+signaling+using+two-photon+fluorescent+lifetime+imaging+microscopy.">Imaging intracellular signaling using two-photon fluorescent lifetime imaging microscopy.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 7 (11), 1121-1128 (2012).</li><li>Mehta, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-fluorophore+biosensors+for+sensitive+and+multiplexed+detection+of+signalling+activities.">Single-fluorophore biosensors for sensitive and multiplexed detection of signalling activities.</a> Nature Cell Biology. 20 (10), 1215-1225 (2018).</li></ol>

Yazarların ifşa etmesi gereken hiçbir şey yok.

Bu protokol, beyin-sabit davranan fareler içinde nöromodülasyon-tetiklenen PKA etkinliğini görselleştirmek için FRET-FLıTM sensörü tAKARα kullanımını gösterir. Bu uygulama, elde edilen FLIM sinyalinin fizyolojik nöroformüller arasındaki olayların17ile alakalı olduğunu göstermek Için tAKARα in vitro ve in vivo kapsamlı test ve karakterizasyonu üzerine kuruludur. Burada, bir in vivo uygulama, motor korteks lokomotif kaynaklı PKA aktivite, beyin sensörü teslim prosedürle...

Neuromodulation, ayrıca yavaş sinaptik iletim olarak bilinen, farklı davranışsal durumlar sırasında beyin fonksiyonu üzerinde güçlü bir kontrol oluşturur, stres gibi, uyarılma, dikkat, ve lokomotasyon1,2,3, 4. önemini rağmen, ne zaman ve nerede nöromodüller olayların yer alır çalışma hala kendi bebeklik içindedir. Nöromodüller, asetilkolin dahil, dopamin, noradrenalin, serotonin, ve birçok nörofobiler, G protein birleştiğinde reseptörleri etkinleştirmek (GPCRs), hangi sırayla sıra tetikleyici hücre içi ikinci haberci yolları zaman çizelgelerin geniş bir pencere ile değişen saniyeye kadar saat. Her nöromodülatör sinyalizasyon olayları ayrı bir dizi tetikler iken, Camp/protein kinaz a (PKA) yolu birçok nöromodüller için ortak bir aşağı yol olduğunu1,5. Kamp/PKA yolu nöronal uyarılabilirlik, sinaptik iletim ve plastisite6,7,8,9düzenler ve bu nedenle, nöronal ağ dinamikleri tunes. Farklı nöronlar veya nöronal türler nöromodüller reseptörlerinin farklı türleri veya seviyeleri ifade çünkü10, aynı hücre içi nöromodüller içinde hücre dışı etkileri farklı nöronlar arasında heterojen olabilir, ve böylece, olması gerekir hücresel çözünürlükte okudu. Bugüne kadar, davranış sırasında bireysel nöronlar in vivo nöromodüller olayları izlemek için zor kalır.
Nöromodülasyonun yer alan dinamiklerini incelemek için uygun bir kayıt modalitesi gereklidir. Mikrodializ ve hızlı tarama döngüsel voltammetri sık nöromodüller serbest çalışma için kullanılır, ancak hücresel olayları izlemek için uzamsal çözünürlük eksikliği11,12. Nüfus görüntüleme13nöronal elektrik aktivitesi için bir vekil olarak kullanılan kalsiyum dinamiklerine benzer, PKA görüntüleme hücresel çözünürlükte nöronal bir nüfus arasında nöromodüller olayları okumak için kullanılabilir. Mevcut protokol, hayvan davranışları sırasında PKA etkinliklerini izlemek için geliştirilmiş A-kinase aktivite muhabirinin (AKAR) kullanımını açıklar. Burada açıklanan yöntem, fizyolojik nöromodüller içeren olayları izleyen temporal çözünürlüğe sahip hücre dışı çözünürlükte nöronal nüfusun eşzamanlı olarak görüntülenmesi için izin verir.
Akars bir donör ve bir PKA fosforilasyon substrat peptid ve bir Forkhead-ilişkili (FHA) alan, alt substrat fosforile serin veya treonin bağlanan bir Acceptor floresan proteinleri oluşur14,15. PKA yolunun aktivasyonu üzerine, AKAR substrat peptid fosforilated olduğunu. Sonuç olarak, FHA etki alanı fosforilated substrat peptid bağlar, böylece yakın yakınlığı içine iki fluorophores getiren, AKAR kapalı devlet olarak anılacaktır. Fosforilated AKAR 'ın kapalı durumu, donör ve alıcı fluorophores arasındaki Förster rezonans enerji transferinin (FRET) artması ile sonuçlanır. Fosforile akars oranı PKA aktivite16düzeyine bağlı olduğundan, biyolojik bir örnekteki fret miktarı PKA aktivite seviyesini ölçmek için kullanılabilir16,17,18, 19,20.
AKARs 'ın erken versiyonları, öncelikle iki renkli onay görüntüleme14için tasarlanmıştır. Beyin dokusuna daha derin görüntüleme yapılırken, onay yöntemi, dalga boyu bağımlı ışık saçılma17,18,21nedeniyle sinyal distorsiyonu muzdarip. Aşağıda anlatıldığı gibi, floresans ömür boyu görüntüleme mikroskopisi (flim) Bu sorunu ortadan kaldırır, çünkü flim sadece florophore18,21tarafından yayılan fotonları ölçer. Sonuç olarak, FRET 'in FLıTM ölçümü doku derinliği17' den etkilenmez. Buna ek olarak, bir "karanlık" (yani, düşük kuantum verimi [QY]) alıcı fluorophore varyantı kullanılabilir. Bu, ikinci bir sensördeki eşzamanlı görüntüleme veya morfolojik Marker17,19,20ile ortogonal nöronal özelliklerin çoğullu ölçümünü kolaylaştırmak için bir renk kanalını serbest bırakır.
FLM görüntüleme bir fluorophore heyecanlı durumda, yani, floresan ömrü18harcıyor zaman nicelik. Bir fluorophore zemin devlet, böylece heyecanlı devletin sonuna dönüş, genellikle bir foton emisyonu ile koncomitates. Bireysel bir heyecanlı molekül için bir foton emisyon Stokastik olmasına rağmen, bir nüfusun ortalama floresan ömrü bu özel fluorophore bir özelliğidir. Florozların saf nüfusu aynı anda heyecanlı olduğunda, ortaya çıkan floresan tek bir üstel çürüme takip edecektir. Bu üstel çürümenin zaman sabiti, genellikle floresan proteinleri için bir ila dört nanosaniyeden oluşan ortalama floresans ömürüne karşılık gelir. Bir heyecanlı donör fluorophore zemin devlet dönüş de FRET tarafından ortaya çıkabilir. FRET varlığında, donör fluorophore floresans ömrü azalır. Fosforlu AKARs, nispeten daha uzun donör floresans ömrünü sergiler. PKA tarafından fosforilasyon üzerine, sensör daha kısa bir ömür sergiliyor çünkü donör ve alıcı fluorophores birbirlerine yakın getirilir ve FRET artar. AKARs nüfusunun floresans ömrünü ölçmek bu nedenle PKA aktivitesinin seviyesini temsil eder.
AKARs 'ın erken versiyonları, tek hücreli çözünürlükte in vivo görüntüleme için başarıyla kullanılmadı. Bu esas olarak, AKAR sensörlerin düşük sinyal amplitüle fizyolojik aktivasyonlarının17' si nedeniyle olur. Son zamanlarda, iki foton floresan ömür boyu görüntüleme mikroskobu (2pFLIM) için mevcut AKAR sensörlerini sistematik olarak karşılaştırarak, alternatif sensörlerin daha fazla gerçekleştirilmesi için FLIM-AKAR denilen bir sensör bulunmuştur. Ayrıca, hedeflenen akars (takars) denilen flim-akar türevleri bir dizi belirli alt hücresel konumlarda PKA etkinliğini görselleştirmek için geliştirilmiştir: mikrotübüller (takarα), sitossol (takarβ), aktin (takarδ), filasentous aktin (takarε), membran (takarγ), ve postsinaptik yoğunluk (tAKARζ). TAKARs arasında, tAKARα 2,7-Fold tarafından norepinefrin tarafından ortaya çıkarılan sinyal genliği arttı. Bu bilgi ile tutarlı olduğunu PKA nöronlar çoğunluğu mikrotübüller için dinlenme durumunda demirlemiş22,23. tAKARα 2pFLIM için mevcut AKARs arasında en iyi oyuncu oldu. Ayrıca, tAKARα birden fazla nöromodüller tarafından saptanan fizyolojik olarak ilgili PKA aktivitesini algıladı ve tAKARα ifadesi nöronal fonksiyonları17değiştirmez.
Son zamanlarda, tAKARα başarıyla kafa sabit davranan fareler17PKA etkinliklerini görselleştirmek için kullanıldı. Bu uygulanan lokomotif yüzeysel tabaka nöronların Soma içinde PKA etkinliğini tetikleyen gösterildi (Katman 1 ile 3, bir derinliğe kadar ~ 300 μm Pia) motor, varil, ve görsel korseleler. Lokomotlama tetiklenen PKA aktivitesi, β-adrenergik reseptörleri ve D1 Dopamin reseptörlerinin sinyallerine bağlı olarak, ancak D2 dopamin reseptör antagonisti tarafından etkilenmez. Bu çalışma, takars 'ın 2pflim kullanarak nöromodülasyon olaylarını izleme yeteneğini göstermektedir.
Geçerli protokolde, uygulanan lokomotif paradigma sırasında baş sabit uyanık fareler içinde PKA aktivite görüntüleme için tüm yöntem altı adımda açıklanmıştır. İlk olarak, geleneksel iki foton mikroskobu 2pFLIM yetenekleri eklenmesi (Şekil 1). İkincisi, motorlu bir koşu bandı inşaatı (Şekil 2). Üçüncü olarak, DNA plazmidlerin utero Elektroporasyon (IUE) veya Adeno ile ilişkili virüsün (AAV) stereotaktik enjeksiyonu ile fare korteksinde takarα sensörünün ifadesi. IUE için ameliyatlar için mükemmel protokoller24,25 ve viral parçacıklar stereotaktik enjeksiyon26 daha önce yayınlandı. Kullanılan anahtar parametreler aşağıda açıklanmıştır. İleri, kraniyal pencerenin montajı. Mükemmel protokoller daha önce kranial pencere cerrahisi için yayımlandı27,28. Standart protokollerden değiştirilmiş birkaç adım açıklanmıştır. Beşinci, performans içinde vivo 2pFLIM. Altıncı, 2pFLIM görüntü analizleri (Şekil 3 ve Şekil 4). Bu yaklaşım, diğer birçok baş-sabit davranışsal paradigmalar ve beyin alanları için kolayca uygulanabilir olmalıdır.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.2 &#956;m cellulose acetate syringe filter</td>
			<td>Nalgene</td>
			<td>190-2520</td>
			<td>Step 3.2.2.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16x 0.8 NA water-immersion objective</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>MRP07220</td>
			<td>Step 5.5.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-pin cable</td>
			<td>US digital</td>
			<td>CA-MIC3-SH-NC</td>
			<td>Step 2.5. To connect rotation sensor to the DAQ input of the microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum bread board</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>MB1012</td>
			<td>Step 2.5.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnimalTracker MATLAB software</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Step 2.5 and sections 5 - 6. Will be provided upon request to the lead author</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Band-pass barrier filter</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>ET500-40m</td>
			<td>Step 1.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cage plate</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CP01</td>
			<td>Step 2.4. Used as mount for rotation sensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon steel burrs for micro drill, 0.5 mm tip diameter</td>
			<td>FST</td>
			<td>19007-05</td>
			<td>Steps 3.2.3. and 4.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circular coverslip (5mm diameter)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>101413-528</td>
			<td>Step 4.5.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom-made injection needle holder</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Step 3.2.4. Technical details provided upon request to the lead author</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental acrylic</td>
			<td>Yates Motloid</td>
			<td>44114</td>
			<td>Steps 4.3. and 4.5.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental drill; Microtorque ii</td>
			<td>Ram products</td>
			<td>66699</td>
			<td>Steps 3.2.3. and 4.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dowsil transparent polymer</td>
			<td>The Dow Chemical Company</td>
			<td>3-4680</td>
			<td>Step 4.5. Artificial dura</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electroporation electrode</td>
			<td>Bex</td>
			<td>LF650P5</td>
			<td>Step 3.1.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electroporator</td>
			<td>Bex</td>
			<td>CUY21</td>
			<td>Step 3.1.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast green FCF</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>F7258-25G</td>
			<td>Step 3.1.1.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FLIMimage MATLAB software</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Section 5. Kindly provided by Dr. Ryohei Yasuda, Max Planck Florida</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FLIMview MATLAB software</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Sections 5. and 6. Will be provided upon request to the lead author</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foam-compatible glue (Gorilla White Glue)</td>
			<td>Gorilla</td>
			<td>5201204</td>
			<td>Step 2.3.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Headplate</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Step 4.3. Technical details provided upon request to the lead author</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Headplate holder</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Step 2.6. Technical details provided upon request lead author, used in combination with mounting post bracket and right-angled bracket</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydraulic micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MO-10</td>
			<td>Step 3.2.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Krazy glue</td>
			<td>Krazy glue</td>
			<td>KG82648R</td>
			<td>Step 4.3. Cyanoacrylate-based glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-noise fast photomultiplier tube</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>H7422PA-40 or H10769PA-40</td>
			<td>Step 1.3.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB 2012b</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Steps 2.6, and sections 5, and 6. Used to run microscope acquisition and data analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motor</td>
			<td>Zhengke</td>
			<td>ZGA37RG</td>
			<td>Step 2.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motor speed controller</td>
			<td>Elenker</td>
			<td>EK-G00015A1-1</td>
			<td>Step 2.5.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized micromanipulator</td>
			<td>Sutter</td>
			<td>MP-285</td>
			<td>Step 3.2.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting base</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>BA1S</td>
			<td>Step 2.5. Used for posts for motor and sensor in combination with PH4 and TR2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting post</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>P14</td>
			<td>Step 2.6. Used for headplate holder post in combination with PB2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting post base</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PB2</td>
			<td>Step 2.6. Used for headplate holder post in combination with P14</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting post bracket</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>C1515</td>
			<td>Step 2.6. Used in combination with right-angle bracket and headplate holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical post</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>TR2</td>
			<td>Step 2.5. Used for posts for motor and sensor in combination with BA1S and PH4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline</td>
			<td>&#925;/&#913;</td>
			<td>&#925;/&#913;</td>
			<td>Step 3.2.2. Protocol: Cold Spring Harbor Protocols 2006, doi: 10.1101/pbd.rec8247</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photodiode</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FDS010</td>
			<td>Step 1.2.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photon timing counting module</td>
			<td>Becker and Hickl</td>
			<td>SPC-150</td>
			<td>Step 1.1.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasmid: tAKAR&#945; (CAG-tAKAR&#945;-WPRE)</td>
			<td>Addgene</td>
			<td>119913</td>
			<td>Step 3.1.3.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Post holder</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PH4</td>
			<td>Step 2.5. Used for posts for motor and sensor in combination with BA1S and TR2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Right-angle bracket</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AB90</td>
			<td>Step 2.6 Used in combination with mounting post bracket and headplate holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotation sensor</td>
			<td>US digital</td>
			<td>MA3-A10-250-N</td>
			<td>Step 2.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber mat</td>
			<td>Rubber-Cal</td>
			<td>B01DCR5LUG</td>
			<td>Step 2.1.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaft coupling (1/4 inch x 1/4 inch)</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>6208K433</td>
			<td>Steps 2.3. and 2.4.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ScanImage 3.6</td>
			<td>Svoboda Lab/Vidrio Technology</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Steps 5.9. and 6.1.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Signal splitter</td>
			<td>Becker and Hickl</td>
			<td>HPM-CON-02</td>
			<td>Step 1.3.1.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel axle (diameter 1/4 inch, L = 12 inch)</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>1327K66</td>
			<td>Step 2.3.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic alignment systsem</td>
			<td>David kopf</td>
			<td>1900</td>
			<td>Steps 3.2. and 4.1. modified; Sutter micromanipulator, custom-made injection needle holder, hydraulic micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two-photon microscope</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Section 5. Built based on Modular in vivo multiphoton microscopy system (MIMMS) from HHMI Janelia Research Campus (https://www.janelia.org/open-science/mimms)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond tissue adhesive</td>
			<td>3M</td>
			<td>14006</td>
			<td>Step 3.2.6.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Virus: tAKAR&#945; (AAV2/1 hSyn-tAKAR&#945;-WPRE)</td>
			<td>Addgene</td>
			<td>119921</td>
			<td>Step 3.2.2.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>White PE foam roller (8 x 12 inch)</td>
			<td>Fabrication enterprises INC.</td>
			<td>30-2261</td>
			<td>Step 2.1.1.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>White polystyrene fom ball halves</td>
			<td>GrahamSweet</td>
			<td>200mm diameter 2 hollow halves</td>
			<td>Step 2.1.1.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zipkicker</td>
			<td>PACER</td>
			<td>PT29</td>
			<td>Step 4.3. Hardening accelerator</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualizing protein kinase a activity in head-fixed behaving mice using in vivo two-photon fluorescence lifetime imaging microscopy

Nöromodüller beyin fonksiyonunda güçlü kontrol sağlar. Nöromodüller sistemlerinin fonksiyon bozukluğu nörolojik ve psikiyatrik bozukluklarla sonuçlanır. Önemini rağmen, hücresel çözünürlük ile nöromodüller olayları izlemek için teknolojiler sadece ortaya çıkmaya başlıyor. Nöromodulatörler, dopamin gibi, norepinefrin, asetilkolin, ve serotonin, onların ilgili G protein-bağlantılı reseptörleri ile nöronal uyarabilirlik modüle için hücre içi sinyal olayları tetikleyici, sinaptik iletişim, ve diğer nöronal fonksiyonları, böylece nöronal ağda bilgi işleme düzenleyen. Yukarıda belirtilen nöromodüller cAMP/protein kinaz A (PKA) yolu üzerine yakınsama. Bu nedenle, tek hücreli çözünürlüğe sahip in vivo PKA görüntüleme, nöronal elektrik faaliyetleri için kalsiyum görüntülemede benzer bir şekilde nöromodüller olayları için bir okuma olarak geliştirilmiştir. Burada, bir yöntem kafa sabit davranan fareler korteks bireysel nöronlar düzeyinde PKA etkinliğini görselleştirmek için sunulmaktadır. Bunu yapmak için, Förster rezonans enerji transferine (FRET) dayanan, tAKARα adlı geliştirilmiş A-kinaz aktivite muhabiri (AKAR) kullanılır. Bu genetik olarak kodlanmış PKA sensörü, DNA plazmidlerinin utero Elektroporasyon (IUE) veya Adeno ile ilişkili virüsün (AAV) stereotaktik enjeksiyonu ile motor korteks haline getirilmiştir. FRET değişiklikleri iki foton floresans ömür boyu görüntüleme mikroskobu (2pFLIM), ışık-saçılma beyin dokusunda FRET sinyali ölçmek için onay FRET ölçümleri üzerinde avantajları sunan kullanılarak görüntülenmiş. Zorunlu lokomotif sırasında PKA etkinliklerini incelemek için tAKARα, hızlı kontrollü bir motorlu koşu bandı üzerinde çalışan veya istirahat eden, uyanık, baş sabit fareler korteks üzerinde kronik kraniyal pencere aracılığıyla görüntülenmiştir. Bu görüntüleme yaklaşımı, ilgili davranışlara bağlı PKA etkinliklerini ve diğer FLIM tabanlı sensörlere in vivo görüntüleme için çalışmak üzere diğer birçok beyin bölgesine geçerli olacaktır.

FRET-FLıTM sensörleri, neuromodulation ile ilgili cAMP/PKA yolu da dahil olmak üzere birçok farklı sinyalizasyon yollarının görselleştirilmesine olanak tanır. Geçerli protokol, son zamanlarda geliştirilen tAKARα sensörünü 2pFLIM ile kombinasyon halinde kullanır ve kafa sabit davranan farelerde PKA etkinliklerini görselleştirebilir. Çoğu mevcut iki foton mikroskopları, Şekil 1 ' de gösterildiği gibi üç ila dört bileşen ekleyerek 2p...

Watch this Scientific Journal Video about Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy at JoVE.com

Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Bir prosedür protein kinaz görselleştirmek için sunulmuştur baş-sabit, davranan fareler bir aktivite. Gelişmiş A-kinaz aktivite muhabiri, tAKARα, kortikal nöronlar içinde ifade edilir ve kafatası penceresinden görüntüleme için erişilebilir hale gelmiştir. İki foton floresans ömür boyu görüntüleme mikroskopisi, uygulanan lokomotif sırasında PKA etkinliklerini görselleştirmek için kullanılır.

In vivo Iki foton floresans ömür boyu görüntüleme mikroskobu kullanarak kafa-sabit davranan fareler Içinde bir aktivite, protein kinaz görselleştirme

Neuromodulation exerts powerful control over brain function. Dysfunction of neuromodulatory systems results in neurological and psychiatric disorders. ...

Yöntemimiz yeni bir protein kigaz bir sensör hedef A kiazaktivite muhabiri alfa veya tAKAR denilen kullanır

visualizing-protein-kinase-activity-head-fixed-behaving-mice-using

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K Görüntüleme.  Oregon Health & Science University. Yöntemimiz yeni bir protein kigaz bir sensör hedef A kiazaktivite muhabiri alfa veya tAKAR denilen kullanır

Video: Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

Fare Omurilik İki foton Mikroskop kullanarak in vivo Görüntüleme

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Nörobilim

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

Ultrasonik Kan-beyin bariyeri bozulması ve Manganez kontrastlı MRG kullanma İşlevsel beyin görüntüleme

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

In Vivo Two-Photon Microscopy of Single Nerve Endings in Skin

Nerve endings in skin are involved in physiological processes such as sensing1 as well as in pathological processes such as neuropathic pain2. Their close-to-surface positioning facilitates microscopic imaging of skin nerve endings in living intact animal. Using multiphoton microscopy, it is possible to obtain fine images overcoming the problem of strong light scattering of the skin tissue. Reporter transgenic mice that express EYFP under the control of Thy-1 promoter in neurons (including periphery sensory neurons) are well suited for the longitudinal studies of individual nerve endings over extended periods of time up to several months or even life-long. Furthermore, using the same femtosecond laser as for the imaging, it is possible to produce highly selective lesions of nerve fibers for the studies of the nerve fiber restructuring. Here, we present a simple and reliable protocol for longitudinal multiphoton in vivo imaging and laser-based microsurgery on mouse skin nerve endings.

In Vivo Two-Photon Microscopy of Single Nerve Endings in Skin

The protocol for dynamic longitudinal imaging and selective laser lesion of nerve endings in reporter transgenic mice is presented.&#160;

Cilt Tek Sinir Endings Vivo İki-Foton Mikrokopisi

Nerve endings in skin are involved in physiological processes such as sensing1 as well as in pathological processes such as neuropathic pain2. Their ...

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as addition/removal of synapses, occur in an experience-dependent manner, providing the structural foundation of neuronal plasticity. As postsynaptic components of the most excitatory synapses in the cortex, dendritic spines are considered to be a good proxy of synapses. Taking advantages of mouse genetics and fluorescent labeling techniques, individual neurons and their synaptic structures can be labeled in the intact brain. Here we introduce a transcranial imaging protocol using two-photon laser scanning microscopy to follow fluorescently labeled postsynaptic dendritic spines over time in vivo. This protocol utilizes a thinned-skull preparation, which keeps the skull intact and avoids inflammatory effects caused by exposure of the meninges and the cortex. Therefore, images can be acquired immediately after surgery is performed. The experimental procedure can be performed repetitively over various time intervals ranging from hours to years. The application of this preparation can also be expanded to investigate different cortical regions and layers, as well as other cell types, under physiological and pathological conditions.

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

Time-lapse imaging in the living animal provides valuable information on structural reorganization in the intact brain. Here, we introduce a thinned-skull preparation that allows transcranial imaging of fluorescently labeled synaptic structures in the living mouse cortex by two-photon microscopy.

İki-Foton<em&gt; In vivo</em&gt; Bir inceltilmiş-kafatası Hazırlık kullanarak Fare Cortex dendritik dikenler Görüntüleme

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

Vivo Yenidoğan farelerde kortikal nöronların iki fotonlu görüntüleme

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent and cause visual impairment and blindness. Understanding how such diseases progress is critical to formulating new treatments. In vivo&#160;microscopy in animal models of disease is a powerful tool for understanding neurodegeneration and has led to important progress towards treatments of conditions ranging from Alzheimer&#39;s disease to stroke. Given that the retina is the only central nervous system structure inherently accessible by optical approaches, it naturally lends itself towards in vivo imaging. However, the native optics of the lens and cornea present some challenges for effective imaging access.
This protocol outlines methods for in vivo two-photon imaging of cellular cohorts and structures in the mouse retina at cellular resolution, applicable for both acute- and chronic-duration imaging experiments. It presents examples of retinal ganglion cell (RGC), amacrine cell, microglial, and vascular imaging using a suite of labeling techniques including adeno-associated virus (AAV) vectors, transgenic mice, and inorganic dyes. Importantly, these techniques extend to all cell types of the retina, and suggested methods for accessing other cellular populations of interest are described. Also detailed are example strategies for manual image postprocessing for display and quantification. These techniques are directly applicable to studies of retinal function in health and disease.

In vivo imaging is a powerful tool for the study of biology in health and disease. This protocol describes transpupillary imaging of the mouse retina with a standard two-photon microscope. It also demonstrates different in vivoimaging methods to fluorescently label multiple cellular cohorts of the retina.

Transpupiller İki Foton Fare Retinasının In vivo Görüntülenmesi

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent ...

Evaluation and Manipulation of Neural Activity Using Two-Photon Holographic Microscopy

Recent advances in optical bioimaging and optogenetics have enabled the visualization and manipulation of biological phenomena, including cellular activities, in living animals. In the field of neuroscience, detailed neural activity related to brain functions, such as learning and memory, has now been revealed, and it has become feasible to artificially manipulate this activity to express brain functions. However, the conventional evaluation of neural activity by two-photon Ca2+ imaging has the problem of low temporal resolution. In addition, manipulation of neural activity by conventional optogenetics through the optic fiber can only simultaneously regulate the activity of neurons with the same genetic background, making it difficult to control the activity of individual neurons. To solve this issue, we recently developed a microscope with a high spatiotemporal resolution for biological applications by combining optogenetics with digital holographic technology that can modify femtosecond infrared laser beams. Here, we describe protocols for the visualization, evaluation, and manipulation of neural activity, including the preparation of samples and operation of a two-photon holographic microscope (Figure 1). These protocols provide accurate spatiotemporal information on neural activity, which may be useful for elucidating the pathogenesis of neuropsychiatric disorders that lead to abnormalities in neural activity.

We developed a two-photon holographic microscope that can visualize, assess, and manipulate neural activity using high spatiotemporal resolution, with the aim of elucidating the pathogenesis of neuropsychiatric disorders that are associated with abnormal neural activity.

İki Foton Holografik Mikroskopi Kullanılarak Nöral Aktivitenin Değerlendirilmesi ve Manipülasyonu

Recent advances in optical bioimaging and optogenetics have enabled the visualization and manipulation of biological phenomena, including cellular ...

In Vivo Wide-Field and Two-Photon Calcium Imaging from a Mouse Using a Large Cranial Window

Wide-field calcium imaging from the mouse&#39;s neocortex allows one to observe cortex-wide neural activity related to various brain functions. On the other hand, two-photon imaging can resolve the activity of local neural circuits at the single-cell level. It is critical to make a large cranial window to perform multiple-scale analysis using both imaging techniques in the same mouse. To achieve this, one must remove a large section of the skull and cover the exposed cortical surface with transparent materials. Previously, glass skulls and polymer-based cranial windows have been developed for this purpose, but these materials are not easily fabricated. The present protocol describes a simple method for making a large cranial window consisting of commercially available polyvinylidene chloride (PVDC) wrapping film, a transparent silicone plug, and a cover glass. For imaging the dorsal surface of an entire hemisphere, the window size was approximately 6 x 3 mm2. Severe brain vibrations were not observed regardless of such a large window. Importantly, the condition of the brain surface did not deteriorate for more than one month. Wide-field imaging of a mouse expressing a genetically-encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6f, specifically in astrocytes, revealed synchronized responses in a few millimeters. Two-photon imaging of the same mouse showed prominent calcium responses in individual astrocytes over several seconds. Furthermore, a thin layer of an adeno-associated virus was applied to the PVDC film and successfully expressed GECI in cortical neurons over the cranial window. This technique is reliable and cost-effective for making a large cranial window and facilitates the investigation of the neural and glial dynamics and their interactions during behavior at the macroscopic and microscopic levels.

In Vivo Wide-Field and Two-Photon Calcium Imaging from a Mouse Using a Large Cranial Window

The present protocol describes making a large (6 x 3 mm2) cranial window using food wrap, transparent silicone, and cover glass. This cranial window allows in vivo wide-field and two-photon calcium imaging experiments in the same mouse.

İn Vivo Büyük Bir Kraniyal Pencere Kullanarak Bir Fareden Geniş Alan ve İki Foton Kalsiyum Görüntüleme

Wide-field calcium imaging from the mouse&#39;s neocortex allows one to observe cortex-wide neural activity related to various brain functions. On the ...

Zebra Balığı Ön Beyininde Davranış İzleme ve Nöral Aktivite Örüntüsü

Two-Photon Calcium Imaging of Forebrain Activity in Behaving Adult Zebrafish

Adult zebrafish (Danio rerio) exhibit a rich repertoire of behaviors for studying cognitive functions. They also have a miniature brain that can be used for measuring activities across brain regions through optical imaging methods. However, reports on the recording of brain activity in behaving adult zebrafish have been scarce. The present study describes procedures to perform two-photon calcium imaging in the dorsal forebrain of adult zebrafish. We focus on steps to restrain adult zebrafish from moving their heads, which provides stability that enables laser scanning imaging of the brain activity. The head-restrained animals can freely move their body parts and breathe without aids. The procedure aims to shorten the time of head restraint surgery, minimize brain motion, and maximize the number of neurons recorded. A setup for presenting an immersive visual environment during calcium imaging is also described here, which can be used to study neural correlates underlying visually triggered behaviors.

Yazar Spotlight: Yetişkin Zebra Balığı Beyin Araştırmalarındaki Gelişmeler 

Here, we present a protocol to perform two-photon calcium imaging in the dorsal forebrain of adult zebrafish.

Davranan Yetişkin Zebra Balıklarında Ön Beyin Aktivitesinin İki Fotonlu Kalsiyum Görüntülemesi

Adult zebrafish (Danio rerio) exhibit a rich repertoire of behaviors for studying cognitive functions. They also have a miniature brain that can be used ...