Bu çalışma Shriners Children's Boston (B. E. U., K.U., C.L.C.) tarafından finanse edilmiştir. L.C. "La Bourse des Gueules Cassées", "La Bourse Année Recherche" ve "La Bourse de l'Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris" tarafından finanse edilmektedir. Y.B. "La Bourse des Gueules Cassées" tarafından finanse edilmektedir. Y.B. ve I.F.V.R., Shriners Çocuk Hastaneleri tarafından finanse edilmektedir (Burs Kimliği sırasıyla #84308-BOS-22, #84302-BOS-21'dir). Bu materyal kısmen Ulusal Bilim Vakfı tarafından Hibe No kapsamında desteklenen çalışmalara dayanmaktadır. AET 1941543. ABD Ulusal Sağlık Enstitüleri'nin (R01EB028782, R56AI171958 ve R01DK114506) kısmi desteği minnetle kabul edilmektedir. Şekil 1 BioRender.com ile oluşturulmuştur.

İşlemler, her biri 300-400 g ağırlığındaki 3 aylık erkek Lewis sıçanları üzerinde gerçekleştirildi. Üç delinme koşulu ile toplam 24 hayvan dahil edildi: 12 sıçana anestezi olmadan kuyruk damarı delinmesi (anestezisiz grup TV) ve diğer 12 sıçan hem kuyruk damarı delinmesi (anestezi ile grup TV) hem de penil ven ponksiyonu (anestezi ile grup PV) için anestezi uygulandı. Tüm prosedürler onaylandı ve Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) yönergelerine uyuldu. Tüm hayvanlar, çalışmanın sonunda (1 aylık bir takipten sonra) aşırı dozda karbondioksit ile ötenazi yapıldı. Bu protokolde kullanılan tüm malzemeler ve aletlerle ilgili ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakınız.
1. Genel kurallar
<ol><li>IACUC kılavuzlarına uygun olarak, alınan maksimum kan hacminin her 2 haftada bir toplam kan hacminin% 10'undan fazla olmadığından emin olun9. Örneğin, 300 g'lık bir sıçanın toplam kan hacmi yaklaşık 19.2 mL'dir. Sadece ilk haftada dört kan alımı gerektiren bir protokol durumunda (gün 0, gün 1, gün 3, gün 7), toplamayı numune başına maksimum 250 μL kan ile sınırlandırın.</li>
	<li>Anestezi altında gerçekleştirilen prosedürler için, hayvanı uyuşturmak için hassas bir buharlaştırıcı aracılığıyla izofluran uygulayın. 5 dakika boyunca% 3-5 izofluran dozunda bir odada anestezi indükleyin ve işlem sırasında bir burun konisinden % 1-3 izofluran dozu kullanmaya devam edin. Solunum hızının sürekli izlenmesine bağlı olarak izofluran seviyesini ayarlayın. İşleme başlamadan önce ayak parmağınızı sıkıştırarak sedasyonun yeterli olup olmadığını doğrulayın.</li>
	<li>İşlem sırasında veya sternal yatmayı sürdürmek için yeterli bilinci yeniden kazanana kadar hayvanı gözetimsiz bırakmayın.</li>
	<li>Kan toplanmasından sonra, hayvanı kafesine geri döndürmeden önce tamamen iyileşene kadar izleyin ve tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirketine tanıtmayın. NOT: Veteriner hizmetleri ile mutabık kalınarak, kuyruk damarı veya penis damarı delinmesinden sonra işlem sonrası ağrı kesici ilaç gerekli değildi.</li>
</ol>2. Penis damarından kan alımı
<ol><li>Hazırlık<ol><li>Aşağıdaki ekipmanı hazırlayın: steril gazlı bez, eldiven, alkollü mendil, mikrokapiller kan toplama EDTA tüpü (mor kapak) ve 30 G insülin şırıngası (30 U veya 50 U).</li>
		<li>Sıçanı kafesinden çıkarın ve hassas bir buharlaştırıcı aracılığıyla izofluran ile indüksiyon için bir odaya koyun (doz:% 3 -% 5). Hayvan sakinleştirildikten sonra, prosedür masasına aktarın ve anesteziyi korumak için burnunu burun konisine yerleştirerek hayvanı sırt üstü yatırın. Solunum hızını izleyin ve izofluran seviyesini buna göre ayarlayın (idame dozu:% 1 -% 3). Prosedüre başlamadan önce hayvanın ayak parmağı tutamağı ile yeterince sakinleştirildiğini doğrulayın.</li>
	</ol></li>
	<li>Kan örneklemesi<ol><li>Geri çekilmeyi yumuşatmak için pistonu şırıngada birkaç kez ileri geri hareket ettirin. Birkaç mikrolitreyi çıkarmak için pistonu çekerek şırıngada negatif basınç oluşturun.</li>
		<li>Baskın olmayan elin yardımıyla, sünnet derisini penisin ucundan geri çekin ve glansları işaret ile başparmak arasında tutarak yavaşça çekin. Dorsal penil ven yüzeysel mavi bir kordon olarak görünecektir. Bkz. Şekil 1 ve Şekil 2.</li>
		<li>İğnenin gözü yukarı bakacak şekilde, insülin şırıngasını damarın içine 35 ° 'lik bir açıyla yerleştirin. İğne damara girdikten sonra, kan şırıngaya akacaktır.</li>
		<li>İstenilen hacmi toplamak için şırınganın pistonunu yavaş ve sabit bir hızda yavaşça çekin. NOT: Pistonu çok hızlı çekmeyin, çünkü bu damarın çökmesine ve kan akışının durmasına neden olur.</li>
		<li>Kan akışı azalırsa, iğneyi saat yönünde veya saat yönünün tersine hafifçe döndürün.</li>
		<li>Şırıngayı çıkarın. Delinme bölgesinde, aspirasyonu steril olmayan bir prosedür durumunda birkaç mikrolitre daha kan toplanmasına izin verecek bir kan damlası oluşacaktır.</li>
		<li>İlk delinme başarısız olursa, iğneyi damar üzerine daha yakın bir şekilde tekrar yerleştirin. NOT: Kuyruk damarı örneklemesinden farklı olarak, dorsal penil venin yinelemeli delinmesi genellikle başarısız olur.</li>
		<li>Kanamayı durdurmak için delinme bölgesine hafif basınç uygulayın ve bölgeyi yeni bir alkollü mendille silin.</li>
		<li>Penisi tekrar nötr konumuna getirin.</li>
		<li>İzofluranı kapatın ve tamamen iyileşene kadar sıçanı izleyin. Sıçanı kafesine geri döndürün.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Kuyruk damarı delinmesi
<ol><li>Hazırlık<ol><li>Aşağıdaki ekipmanı hazırlayın: plastik bir kısıtlayıcı tutucu, steril gazlı bez, eldivenler, alkollü mendiller, mikrokapiller kan toplama EDTA tüpü (mor kapak) ve 28 G 1/2 insülin şırıngası (30 U veya 50 U).</li>
		<li>Sıçanı kafesinden çıkarın ve hızla plastik bir kısıtlama konisine sabitleyin. Koninin büyük ucunu kuyruğun tabanının etrafına kapatın. Hayvanın rahat olduğundan ve tüm prosedür boyunca nefes almanın sınırsız olduğundan emin olun.</li>
		<li>Damarı genişletmek için kuyruğu yaklaşık 1 dakika ılık suya (37 ° C) batırın. Kuyruğu bir kağıt havluyla kurulayın. Hayvanı (süzgecine) yüzü aşağı bakacak şekilde, kuyruğu bir ısıtma yastığı üzerinde yatacak şekilde yerleştirin.</li>
		<li>Tüm hayvanı her iki tarafa da döndürerek örnekleme için sağ veya sol kuyruk damarını (mavi çizgi) seçin (bu, kuyruğun bükülmesini önler). Kan damarı delinmesi için kuyruğun terminal üçte birini kullanın, çünkü damarlar bu bölgede daha yüzeysel hale gelir. Arter ventraldir ve iki damar lateral10'dur.</li>
		<li>Kuyruğu delinme yerinde% 70 etanol mendille silin.</li>
		<li>Kuyruğun terminal üçte birinde bir açı oluşturmak için kuyruğu ısıtma yastığının kenarına yerleştirin. Bu, damarı yüzeye çıkarır ve numuneyi almak için daha fazla alan yaratır.</li>
	</ol></li>
	<li>Kan örneklemesi<ol><li>Geri çekilmeyi yumuşatmak için pistonu şırıngada birkaç kez ileri geri hareket ettirin. Birkaç mikrolitreyi çıkarmak için pistonu çekerek şırıngada negatif basınç oluşturun.</li>
		<li>Baskın olmayan işaret ve orta parmağın yardımıyla, kuyruğu ısıtma yastığına düz bir şekilde sabitleyin. Orta parmağı yakından, işaret parmağını ise delinme bölgesi bu iki parmağın arasına gelecek şekilde distal olarak yerleştirin. Kuyruğu sabitlemek için orta parmağa indeksten daha fazla baskı uygulayın, damarı sadece yakından tıkayın ve kanın birikmesine izin verin. Bkz. Şekil 1 ve Şekil 3.</li>
		<li>İğnenin gözü yukarı bakacak şekilde, insülin şırıngasını damar içine sokulana kadar işaret parmağına doğru kaydırın (bu, iğne ile kuyruk arasında 35 ° 'lik bir açı oluşturur). İğne damara girdikten sonra, kan şırıngaya akacaktır. Bu noktada, kan akışının tıkanmadığından emin olmak için işaret ve orta parmak üzerindeki basıncı serbest bırakın.</li>
		<li>İstenilen hacmi toplamak için şırınganın pistonunu sabit bir oranda yavaşça çekin. NOT: Pistonu çok hızlı çekmeyin; Bu, damarın çökmesine ve kan akışının durmasına neden olur.</li>
		<li>Kan akışı azalırsa, iğneyi her iki yönde de hafifçe döndürün.</li>
		<li>Şırıngayı kuyruktan çıkarın. Kuyruğun delinme bölgesinde bir kan damlası oluşacaktır. Bu kanın aspirasyonu, steril olmayan bir prosedür durumunda birkaç mikrolitre daha kan toplanmasına izin verir.</li>
		<li>İlk delinme başarısız olursa, iğneyi damar üzerine daha yakın bir şekilde tekrar yerleştirin. NOT: Damar, kuyruk tabanına yaklaştıkça giderek daha derin hale gelir. Şırıngada kan akışı yoksa, şırınga ile kuyruk arasındaki açıyı artırın veya iğneyi döndürün.</li>
		<li>Kanamayı durdurmak için delinme bölgesine basınç uygulayın ve bölgeyi yeni bir alkollü mendille silin. Sıçanı plastik koniden çıkarın ve kafesine geri koyun.</li>
	</ol></li>
	<li>Anestezi altında kuyruk damarı delinmesi<ol><li>Anesteziyi indüklemek ve sürdürmek için adım 2.1.1 ve adım 2.1.2'yi uygulayın.</li>
		<li>Kan alımı için 3.1.3-3.2.7 adımlarını uygulayın; bkz. Şekil 1.</li>
		<li>Hayvan kurtarma için adım 2.2.10'u gerçekleştirin.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65513/65513fig01.jpg"> Şekil 1: Bu protokoldeki farklı delinme yöntemlerinin şemaları. (A) Bilinçli, kısıtlanmış bir hayvan üzerinde modifiye kuyruk damarı delinmesi; (B) Anestezi altında modifiye kuyruk damarı delinmesi ve penis veni delinmesi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65513/65513fig01large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.</a>

Sıçanlarda Kan Alma Tekniklerinin Karşılaştırmalı Çalışması

<ol>
	<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).</li><li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture.">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).</li><li>Luzzi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collecting+blood+from+rodents:+A+discussion+by+the+Laboratory+Animal+Refinement+and+Enrichment+Forum.">Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus,+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats:+Comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables.">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li><li>Nightingale, C. H., Mouravieff, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+and+simple+method+of+intravenous+injection+into+the+laboratory+rat.">Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).</li><li>Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+A+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+isoflurane+anesthesia+on+the+cardiovascular+function+of+the+C57BL/6+mouse.">Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse.</a> ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).</li><li>Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+hemolysis+on+plasma+prothrombin+time+and+activated+partial+thromboplastin+time+tests+using+photo-optical+method.">The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method.</a> Medicine. 96 (38), 7976 (2017).</li><li>Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+haematological+and+clinical+pathology+effects+of+blood+microsampling+in+suckling+and+weaned+juvenile+rats.">Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).</li></ol>

Yazarların hiçbirinin beyan edecek çıkar çatışması yoktur.

Kuyruk damarı delinmesi, bilinçli bir sıçandan kan elde etmek için etkili bir yöntemdir. Bununla birlikte, bir hayvan anestezi altındayken, izofluranın etkisi damar spazmlarına yol açabilir ve kuyruk damarı delinmesini uygun olmayan hale getirebilir11. Bu çalışmada gösterildiği gibi, bu durumda bir alternatif, daha başarılı olan ve daha kısa sürede önemli ölçüde daha fazla kan hacmi veren penis damarından kan toplamaktır. İlk denemede bu yöntemle başarısızlık durum...

Kan örneklemesi, hem in vivo hem de in vitro olarak çoğu hayvan çalışması için gereklidir. Sıçanlarda, kan örneklemesinin sıklığı ve miktarı önemli olabileceğinden, toplama için farklı alternatiflere sahip olmak yararlıdır. Önceki çalışmalarda çeşitli yöntemler tanımlanmıştır.
En sık kullanılan teknikler kuyruk veni ponksiyonu ve safen ven kan alımıdır. Kuyruk damarı örneklemesi tüm sıçan suşları için uygundur. Uygun eğitim ile, prosedürün gerçekleştirilmesi basittir ve hayvana minimum sıkıntıya neden olur1. Benzer şekilde, safen ven kan alımı, uygun şekilde yapılması şartıyla, hızlı ve basit bir toplama yöntemidir. Her iki yöntem de anestezi gerektirmez ve her ikisi de az miktarda kanın tekrar tekrar çekilmesine izin verir. Bununla birlikte, safen ven ponksiyonu genellikle daha düşük bir kan hacmi1 verir ve bir arka bacağı delinme2 için açıkta bırakmak için iki kişinin varlığını gerektirir.
Tek bir hayvandan büyük miktarda kan toplanması gerekiyorsa, vena kavanın kardiyak delinmesi veya delinmesi kullanılabilir (kardiyak ponksiyon2 olan 150 g'lık bir sıçandan 10 mL'ye kadar kan alınabilir). Bu teknikler anestezi gerektirir ve terminal prosedürlerdir. Hayvan, bu iki teknikten herhangi birinden sonra ötenazi yapılmalıdır2. Juguler çubuk, henüz son noktasına ulaşmamış bir çalışmada büyük miktarda kan toplanması gerektiğinde kullanılabilecek bir alternatiftir. Bununla birlikte, bu teknik aynı zamanda hayvana zarar vermemek için önemli teknik beceriler gerektirir; Bu nedenle, kullanımı sınırlı olmalıdır3.
Subklaviyen ven kan alımı gibi diğer teknikler, kan alımından önce anestezik kullanımına ihtiyaç duymaz ve küçük hacimli kanın tekrar tekrar örneklenmesine izin verir. Bununla birlikte, bu teknik için kısıtlı kullanım ve uygun iğne insizyonu gereklidir. Uygun olmayan bir operasyon hayvan ağrısına ve hatta ölümle sonuçlanabilir ve bu yöntem için eğitim titiz olabilir4. 
Diğer anekdot prosedürleri, her ikisi de anestezi gerektiren orbital ponksiyon ve dil altı ven ponksiyonunu içerir ve ne tavsiye edilir ne de yaygın olarak kullanılır. Önceki çalışmalar, orbital ponksiyon ile kuyruk damarı delinmesinden daha hızlı kan toplanmasını göstermesine rağmen, dietil-eter anestezisi altında orbital ponksiyonun ikinci yöntemden daha az iyi tolere edildiği bulunmuştur (hayvanların uyarma skorlarına ve idrar üretimine dayanarak)5. Ayrıca, bu yöntem prosedürü gerçekleştiren kişinin becerisinden oldukça etkilenir ve esas olarak deneyimli veteriner hekimler tarafından gerçekleştirilir. Benzer şekilde, dil altı ven ponksiyonu daha az rahatsız edicidir ve tekrarlanan kan örneklemesi için önerilir6. Bununla birlikte, bu teknik, hayvanın ölümüne yol açabilecek yiyecek ve su alımının azalması gibi ciddi yan etkiler sunar7. 
Bu çalışmada laboratuvarımızda tekrarlanan kan örneklemesi için kullanılan iki yöntem tanımlanmaktadır. Kuyruk damarı delinmesi bilinçli bir hayvan üzerinde yapılabilir ve doku hasarı ve yan etkiler minimumdur. Bu çalışmada bu tekniğin modifikasyonu, kuyruğun işaret ve orta parmak ile stabilize edilmesini içerir, bu da tek bir operatörün kan alımını gerçekleştirmesine izin verir. Dorsal penil ven ponksiyonu, basit intravenöz enjeksiyonlar için zaten tanımlanmıştır. Bu teknik anestezi altında gerçekleştirilir ve diğer yöntemlerle ilgili zorluklar durumunda güvenilir bir kan kaynağı sağlar (örneğin, ameliyat sonrası dönemde, küçük bir hayvanla, anestezi altında perioperatif kan alımı yapılırken). Kuyruk damarı örneklemesine benzer şekilde, delinme bölgesindeki yaralanma, yukarıda belirtilen tekniklere kıyasla hayvan üzerinde küçük bir genel etkiye sahip olacaktır. 8. Bu yöntem makalesinin amacı, deneyimsiz araştırmacılara bağlama göre basit ve güvenilir kan örnekleme alternatifleri sunmaktır (örneğin, anestezi altında yapılan prosedürler için, erkek sıçanları içeren çalışmalar için, ince kuyruk damarları olan hayvanlar için).

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 28 G &#189;&#160; Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>329424</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>320468</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 L&#160; Microtainer blood collection tubes with K2EDTA</td>
			<td>BD</td>
			<td>365974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Sponges</td>
			<td>Curity</td>
			<td>6939</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine</td>
			<td>E-Z Systems</td>
			<td>EZ-190F</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>1403-704-06</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nosecone for Anesthesia</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>EZ-112</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Restraint Cone</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>ST2 52-95-86</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Heated Operating Table (Adjustable)</td>
			<td>Peco Services Ltd</td>
			<td>69023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcol Alcohol prep pads</td>
			<td>Simply Medical</td>
			<td>5110</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model

Çeşitli hematolojik parametreleri değerlendirmek için çoğu deneysel hayvan tasarımında kan örnekleri gereklidir. Bu yazıda sıçanlarda kan toplanması için iki prosedür sunulmaktadır: lateral kuyruk damarı delinmesi ve dorsal penil ven ponksiyonu, daha önce tarif edilen diğer tekniklere göre önemli avantajlar sunmaktadır. Bu çalışma, bu iki prosedürün hızlı örneklemeye (10 dakikadan az) izin verdiğini ve çoğu tahlil için yeterli kan hacmi verdiğini göstermektedir (202 μL ± 67.7 μL). Dorsal penil ven delinmesi anestezi altında yapılmalıdır, oysa lateral kuyruk damarı delinmesi bilinçli, kısıtlanmış bir hayvan üzerinde yapılabilir.
Bu nedenle, bu iki tekniğin değiştirilmesi, her durumda kan alımını sağlar. Hayvan refahını sağlamak için bir prosedür sırasında bir operatöre yardım edilmesi her zaman tavsiye edilirken, bu teknikler iki gerektiren çoğu kan örnekleme yönteminin aksine, yalnızca tek bir operatör gerektirir. Dahası, daha önce tarif edilen bu yöntemler (örneğin, juguler çubuk, subklaviyen ven kan alımı), hayvanın zarar görmesini veya ölümünü önlemek için kapsamlı bir ön eğitim gerektirirken, kuyruk damarı ve dorsal penil ven delinmesi nadiren ölümcüldür. Tüm bu nedenlerden dolayı ve bağlama göre (örneğin, erkek sıçanları içeren çalışmalar için, ameliyat öncesi veya hemen postoperatif dönemde, ince kuyruk damarları olan hayvanlar için), her iki teknik de tekrarlanan kan alımını sağlamak için dönüşümlü olarak kullanılabilir.

Blood sampling is necessary for most animal studies, both in vivo and in vitro. In rats, as the frequency and amount of blood sampling can be significant, it is helpful to have different alternatives for collection. Various methods have been described in previous studies.
The most commonly used techniques are tail vein puncture and saphenous vein blood draw. Tail vein sampling is suitable for all rat strains. With proper training, the procedure is simple to perform and causes minimal distress to the animal1. Similarly, the saphenous vein blood draw, provided it is done properly, is also a quick and simple collection method. Neither method requires anesthesia, and both allow for repeated draws of small amounts of blood. However, the saphenous vein puncture usually yields a lower blood volume1 and requires the presence of two people to leave one hindlimb exposed for puncture2.
If large amounts of blood need to be collected from a single animal, cardiac puncture or puncture of the vena cava may be used (up to 10 mL of blood can be drawn from a 150 g rat with cardiac puncture2). These techniques require anesthesia and are terminal procedures. The animal must be euthanized after any of these two techniques2. The jugular stick is an alternative that can be used if large amounts of blood need to be collected in a study that has not yet reached its endpoint. However, this technique also requires significant technical skills to avoid harm to the animal; hence, its use should be limited3.
Other techniques, such as the subclavian vein blood draw, do not need the use of anesthetics before blood collection and allow for repeated sampling of small volumes of blood. However, restrained handling and appropriate needle incision are required for this technique. An improper operation may result in animal pain or even mortality, and the training for this method may be fastidious4. 
Other anecdotal procedures include the orbital puncture and the sublingual vein puncture, both of which require an anesthetic, and neither are recommended nor widely used. Though previous studies have shown faster blood collection by orbital puncture than by tail vein puncture, it was found that orbital puncture under diethyl-ether anesthesia was less well tolerated than the latter method (based on the animals' excitation scores and urine production)5. Moreover, this method is highly influenced by the skill of the person who performs the procedure and is mainly performed by experienced veterinarians. Comparably, the sublingual vein puncture is less distressing and is recommended for repeated blood sampling6. However, this technique presents severe adverse effects such as reduced food and water intake, which can lead to the animal's death7. 
This study describes two methods used in our laboratory for repeated blood sampling. Tail vein puncture can be performed on a conscious animal, and the tissue damage and adverse effects are minimal. The modification of this technique in this study includes stabilizing the tail with the index and middle finger, which allows a single operator to perform the blood collection. The dorsal penile vein puncture has already been described for simple intravenous injections. This technique is performed under anesthesia and allows for a reliable blood source in case of difficulties with other methods (e.g., during the immediate postoperative period, with a small animal, when performing perioperative blood draw under anesthesia). Similar to tail vein sampling, the injury at the puncture site will have a minor overall effect on the animal compared to the techniques mentioned above8. The aim of this methods paper is to offer inexperienced researchers simple and reliable blood sampling alternatives according to the context (e.g., for procedures done under anesthesia, for studies including male rats, for animals with thin tail veins).

Yazar Spotlight: Sıçanlarda Bağlama Bağlı Kan Alma Yöntemleri 

Sıçan Modelinde Kan Örneklemesi için Modifiye Kuyruk Veni ve Penil Ven Delinmesi

The issue of repeated blood collection methods needs to be addressed since the majority of studies on rats require them. It's important to take into account that a sampling method can be very efficient in a certain context, but become unsuitable for another study. This protocol aims to offer simple and reliable blood sampling alternatives to researchers.Both methods can be done by a single operator and require no extensive prior training, which allows for standardized procedure. When an animal is under anesthesia, the effect of isoflurane can lead to vessel spasm and make the tail vein puncture unsuitable for blood collection. Our protocol offers an alternative in this situation, the penile vein puncture, which presents a better success rate and yields significantly more amounts of blood in less time.

Başarı, 10 dakikadan kısa bir sürede (delinme süresinden kan alımının sonuna kadar) en az 100 μL kan veren bir kan alımı olarak tanımlandı ve başarısızlık, 100 μL'den az kan veren veya gerekli kan hacmini elde etmek için 10 dakikadan fazla süren bir kan alımı olarak tanımlandı. Numune başına maksimum 250 μL kana izin verildi. İstatistiksel analizler, çoklu karşılaştırmalar için tek yönlü ANOVA testi ve ki-kare testi kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Veriler ortalama değer ± stan...

Watch this Scientific Journal Video about Context Dependent Blood Collection Methods in Rats at JoVE.com

Burada, sıçan modeli için hızlı, kolay ve güvenilir kan alma alternatifleri sunmak için bir protokol sunuyoruz. Bağlama göre üç farklı kan örnekleme yöntemini tanımlıyoruz: anestezi altında veya bilinçli bir hayvanda kuyruk damarı delinmesi ve anestezi altında dorsal penil ven delinmesi.

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Tekrarlanan kan toplama yöntemleri konusunun ele alınması gerekir, çünkü sıçanlar üzerindeki çalışmaların çoğu bunları gerektirir. Bir örnekleme yönteminin belirli bir bağlamda çok verimli olabileceğini, ancak başka bir çalışma için uygun olmadığını dikkate almak önemlidir. Bu protokol, araştırmacılara basit ve güvenilir kan örnekleme alternatifleri sunmayı amaçlamaktadır.Her iki yöntem de tek bir operatör tarafından yapılabilir ve standartlaştırılmış prosedüre izin veren kapsamlı bir ön eğitim gerektirmez. Bir hayvan anestezi altındayken, izofluranın etkisi damar spazmına yol açabilir ve kuyruk damarı delinmesini kan alımı için uygun hale getiremez. Protokolümüz bu durumda bir alternatif sunar, daha iyi bir başarı oranı sunan ve daha kısa sürede önemli ölçüde daha fazla miktarda kan veren penil damar ponksiyonu.

modified-tail-vein-penile-vein-puncture-for-blood-sampling-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

2.6K Görüntüleme.  Massachusetts General Hospital. Tekrarlanan kan toplama yöntemleri konusunun ele alınması gerekir, çünkü sıçanlar üzerindeki çalışmaların çoğu bunları gerektirir. Bir örnekleme yönteminin belirli bir bağlamda çok verimli olabileceğini, ancak başka bir çalışma için uygun olmadığını dikkate almak önemlidir. Bu protokol, araştırmacılara basit ve güvenilir kan örnekleme alternatifleri sunmayı amaçlamaktadır.Her iki yöntem de tek bir operatör tarafından yapılabilir ve standartla?...

Video: Yazar Spotlight: Sıçanlarda Bağlama Bağlı Kan Alma Yöntemleri 

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Tıp

Tail Vein Puncture Without Anesthesia

To begin, secure the rat in a plastic restraining cone, enclose the large end of the cone around the base of the tail. Ensure that the animal is comfortable and breathing is unrestricted throughout the procedure. Dip the tail in warm water for about one minute to dilate the vein, and dry the tail with a paper towel.In the restrainer, position the animal facing down with the tail lying on a heating pad. To select the appropriate tail vein for sampling, rotate the entire animal to the right or left side. Use the terminal third of the tail for blood vessel puncturing since the vessels become more superficial in this zone.Wipe the tail with 70%ethanol wipes at the puncture site and place it on the edge of the heating pad, creating an angle in the terminal third of the tail. This brings the vein to the surface and creates more space for taking the sample. For blood sampling, move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe.Secure the tail flat on the heating pad using the non-dominant index and middle finger. Place the middle finger proximally and the index finger distally with the puncture site between these two fingers. Slide the insulin syringe against the index finger with the eye of the needle pointing upward until it is inserted into the vein.This creates an angle of 35 degrees between the needle and the tail. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe from the tail and allow a blood drop to form on the puncture side of the tail. Aspirate this blood to collect a few more microliters of blood, in case of a non-sterile procedure. Apply pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe.After removing the rat from the cone, return it to its cage. The success rates with the tail vein puncture methods were compared with the success rate of the penile vein puncture method under anesthesia. Interestingly, under anesthesia, the tail vein became very unreliable and had a success rate of only 25%The success rates showed almost similar results for the tail vein puncture in conscious rats and the penile vein puncture under anesthesia.The blood sampling was performed in less than six minutes in the tail vein puncture without anesthesia, and the penile vein puncture method under anesthesia, whereas the tail vein puncture method under anesthesia took more than eight minutes due to multiple failures.

Anestezi Olmadan Kuyruk Damarı Delinmesi

Drawing Blood from the Penile Vein

Move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe. Retract the foreskin of the anesthetized rat from the end of the penis and hold the glands between the index and thumb pulling gently. The dorsal penile vein will appear as a superficial blue cord.With the eye of the needle pointing upward, insert the insulin syringe into the vein at an angle of 35 degrees. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a slow and steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe. A blood drop will form on the puncture site. Aspirate the drop to collect a few more microliters of blood in case of a non-sterile procedure.Apply light pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe. Place the penis back in its neutral position. After turning off the isoflurane, monitor the rat until complete recovery and return it to its cage.The blood volume collected in the dorsal penile vein puncture method under anesthesia was compared with the blood collected in the tail vein puncture method with and without anesthesia. The result shows that the penile vein puncture method under anesthesia and the tail vein puncture method without anesthesia yielded comparable quantities of blood.