SML bir öğrencilik Kanada Sağlık Araştırma Enstitüleri tarafından desteklenmektedir, MG bir burs FRQS solunum sağlık ağdan tarafından desteklenmektedir (Fonds de recherche du Québec-Santé) ve YB FRQS gelen bir araştırma bilim adamı.
YAZARLARIN KATKI Tüm yazarlar el yazması ve/veya video anlayışına katkıda bulunmuştur. Toplanan verileri SML ve LD. SML, LD, YB, DM, DB ve AR veri analizi, rakamlar ve el yazması yazma nesil katkıda bulunmuştur. YB, AR, KL ve MG video script hazırlanmasında tutulmuştu. Oyun YB, KL ve MG tarafından gerçekleştirildi.

Aşağıdaki yordamlar Quebec kalp ve akciğer Enstitüsü hayvan bakımı Komitesi tarafından Kanada Konseyi hayvan bakım (CCAC) yönergeleri uyarınca kabul edildi.
1. hazırlık
<ol><li>Çalışma
	<ol>
<li>(Kritik) Herhangi bir deneme gerçekleştirmeden önce uygun onayları (Örneğin, IACUC) ve eğitimler (Örneğin, hayvan işleme) elde edilir.</li>
		<li>Ekipman ve işletim yazılım ile kendinizi alıştırın. Kullanıcı kılavuzları okuyun ve gerekirse, sitelerin sayısı tanımlamak, girdi sinyalleri, Analizörleri ve parametreler için bir yapılandırma dosyası oluşturun. Not: Yüksek örnekleme oranı (2 KHz) seçtiğinizden emin olun.</li>
		<li>Faiz parametrelerinin Analizörleri ayarlarını yapılandırın.<ol>
<li>Tuning araç çubuğu ve sonra Analizörleriseçin.</li>
			<li>Akış eşik doğru nefes ayıran bir değere ayarlayın (fare: 0.5 mL/s) ve Solunum oranı hesaplamak t i + Te için tercih.</li>
			<li>Barometrik basınç (760 mm Hg) için bir değer ayarlamak ve inspiratory/ekspiratuar birimin geçerli kabul edilmesi bir nefes için maksimal sapmayı belirtin (fare: %20).</li>
			<li>Kabul sınırlarını ayarlamak için ayar üzerinde hesaplanan parametreleri alanında tıklatın. Not: Aşağıdaki ayarlar açıklanmıştır fare deneyler için kullanıldı: ilham zaman, 50-170 ms; zaman aşımı süresi, 40-180 ms; nefes, 30 kadar 450 bpm sıklığı; Özel hava yolu direnci, 0-15 cmH2O·s; en az 3 ondalık duyarlığını ile midexpiratory akışı.</li>
			<li>Bir kez tam, iletişim penceresi çıkmak için Uygula ve Kapat seçin.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Araç çubuğu menüsünden Tuning tekrar ve depolama sonra istenen veri depolama oranını ayarlamak için gidin. Pencereden çıkmak için Uygula ve Kapat'ı tıklatın. Not: Her 10 ortalama s genellikle kullanılır.</li>
		<li>Bir dizi komut ve her biri için istediğiniz zamanlama tanımlamak için işletim yazılım içinde bir iletişim kuralı oluşturun. Bir örnek Şekil 1' de görüntülenir.</li>
		<li>Deneme bir madde aerosol tarafından yönetim gerektiriyorsa, uygun çözümler ve dilutions test edilecek konsantrasyonları göre hazırlayın.</li>
	</ol></li>
	<li>Hayvan
	<ol>
<li>Konut odasından uzak sakin bir alanda çalışmak. Hayvanlar çevre değişikliğe uyum sağlar.</li>
		<li>Hayvanlar tartmak ve uygun kısıtlama boyutunu seçin.</li>
		<li>(Kritik) Restrainer ve yordamlar deneme başlangıcı önce hayvanlara alışmana. Deneysel tasarım, birden çok calıştıkları oturum süresi artan bağlı olarak (Örneğin, 5-30 dakika) gerekli olabilir. Not: Değil alışmana hayvanlar çalışma kaldırılması gerekir.<ol>
<li>Her calıştıkları oturum belgili tanımlık hayvan içinde geri açmasını devam restrainer Ekle; Cihazın dikey olarak tutan yararlı olabilir.</li>
			<li>Hayvan konumda olduğunda, arka pistonu yerleştirin ve nazikçe aşırı bir güç uygulamadan yerine kilitlemek.</li>
			<li>(Kritik) Görsel olarak hayvan normal nefes kontrol edin. Gerekirse, kilitleme mekanizması taşıyarak konumunu belirleyin. Hayvanın siklikla restrainer iç duvarları karşı istirahat onun burnu ile burun konisi dışında çıkıntılı emin olun.</li>
			<li>Torasik odası arka panelindeki ayırmak, torasik odasında açılış kauçuk ile hayvan içeren restrainer takın ve odası kapatın.</li>
			<li>Baş odası eklemek ve önyargı bir akış sağlar. 0,5 L/min bir akışı için bir fare.</li>
			<li>Hayvan 5 min için dinlenmek izin verir.</li>
			<li>Hayvan sakin olduğunda, burun ve göğüs akışını sinyalleri kaydını Başlat seçimini yapın. Bilgisayar ekranında izleri düzgün ve düzenli nefes desen görüntülemek doğrulayın; Şekil 2' deki örneğe bakın. Not: Protokolün sprey yönetim bir madde içeriyorsa, tuzlu bir meydan okuma calıştıkları yordamda dahil edilebilir.</li>
			<li>Her oturumun sonunda, hayvan torasik odası ve restrainer kaldırmak ve onun konut kafes ve oda geri dönün.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Ekipman
	<ol>
<li>Deneme günü, deneysel bir oturum başlatın ve uygun yapılandırma dosyası yüklenemedi. Not: Deney için istenen protokol içerdiğini doğrulayın.</li>
		<li>Çalıştırmak için araç çubuğu menüsünde git. Deneme ve hayvanın bilgilerini girin. Bir kez bitmiş, pencerenin altındaki Çalıştır düğmesini tıklatın.</li>
		<li>Sistem kalibrasyon ile devam edin. Her site kalibre ve sinyali ayrı ayrı girişi.<ol>
<li>Önyargı akışı jeneratörü açın boru parçası ile baş odası bağlayın ve akış hızını ayarlama.</li>
			<li>Bir kap ile baş odası en iyi açılış kapatın.</li>
			<li>Torasik odası arka panelindeki ayırmak, sıkıca kafa ve hermetik bir mühür oluşturmak için vücut odası arasında açılış kauçuk içinde ayarlama aracı ekleyin. O zaman kapatın ve torasik odası arka panelindeki re-attach.</li>
			<li>Yan bağlantı noktası torasik odasının kaplıdır doğrulayın.</li>
			<li>Yazılım araç çubuğu menüsünden Tuning ve sonra Ayarla'yagidin.</li>
			<li>Giriş 1 (göğüs)'e gidip göğüs akışını sinyal için kalibrasyon iletişim kutusunu başlatmak için Ayarla seçeneğini belirleyin.</li>
			<li>(Kritik) Kalibrasyon iletişim penceresinde listelenen parametrelerden ekran uygun ayarları, Yani, fiziksel stres düşük değer uygulanandoğrulayın: 0; Fiziksel stres uygulanan yüksek değer:-20 mL/s; Örnekler: entegre. Bir kez bitmiş, düşük örnekler penceresinde tıklatın.</li>
			<li>Üretilen sinyal ekran pencere boyunca sabit olduğundan emin olun ve sonra Kapat' ı tıklatın.</li>
			<li>20 mL şırınga bir plastik konnektör ve boru parçası kullanarak göğüs odası yan bağlantı noktası üzerinden bağlanır.</li>
			<li>(Kritik) Yüksek örnekler penceresinde seçin ve hemen hava 20 mL olarak sürekli bir akış hızı, 2 s sürecinde odanın içine enjekte.</li>
			<li>Üretilen sinyal tamamen vitrin içinde göründüğünden emin olun. Sinyal ortalanmış ve sıfır hattı çevresinde simetrik olup olmadığını doğrulamak için ok simgesini kullanın. Sonra Kapat' ı tıklatın. Sıfır yanında tıkırtı üstünde kaldırmak AC uzaklığı örnekleri penceresinde herhangi bir mahsup hesabı kaldırmak Not: Yüksek değer kalibrasyon, gerekirse redone.</li>
			<li>Sonuçta elde edilen Ölçekli giriş aralığı önerilen Aralık içinde olduğundan emin olun (fare: ±280 ±420 mL/s). (Kritik) Değerleri kabul edilebilir aralığın dışında kalibrasyon adımları yineleyin.</li>
			<li>Baş odası benzer bir şekilde göğüs odası (adım 1.3.3.6) kalibre edin. Bu sefer, giriş 2 (nazal)seçin. Not: (Önemli) Fiziksel stres yüksek değer uygulanan değerini ayarlamak + 20 mL/s. Bu arka odası ile ilgili olarak açık odası akışında kutuplar değişecek. Hayvan nefes alıyor, bu nedenle, iki akış sinyalleri neredeyse aşamasında, kenara sRaw hesaplamakta kullanılan gecikme olacaktır.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. akciğer işlev ölçümleri
<ol><li>Hayvanlar tartmak ve kendi vücut ağırlıkları unutmayın.</li>
	<li>Hayvan restrainer içinde eklemek ve torasik Pletismograf odası (adım 1.2.3.1-1.2.3.5) yerleştirin.</li>
	<li>Hayvan en az 5 dakika dinlenmek izin verir.</li>
	<li>Komutları Protokolü ilk adımı seçerek başlayın ve ardından yürütmeküzerinde.</li>
	<li>Bilgisayar ekranında hayvanın nefes sinyalleri vardır düzenli ve düzgün (Şekil 2) işaretleyin. Yazılım otomatik olarak bir nefes nefes olarak hesaplanan parametrelerini görüntüler. Hayvanın parametreleri kararlı olduğunu doğrulayın.</li>
	<li>10 dakika kadar için temel koşullar altında nefes desen kaydedin.</li>
	<li>Bir test madde aerosol tarafından yönetimini içeren iletişim kuralları için aşağıdaki gibi yapın:<ol>
<li>Nebulizatör zamanında ve görev döngüsü, gerektiği gibi ayarlayın. Not: Bu makalede gösterdi örneklerde Nebulizatör için %10 5 görev döngüsü, ameliyat s.</li>
		<li>Yanıtı kaydettikten ve bir araç mücadele (Örneğin, serum) gerçekleştirebilirsiniz.</li>
		<li>Gerekirse, adımları (konsantrasyonları iki katınamesela ) tırmanan içinde Nebulizatör konsantrasyon değiştirerek test madde konsantrasyonları artan hayvan ortaya çıkarmak. Yanıtı kaydettikten sonra her yönetim.</li>
		<li>Deneysel oturumun sonunda otomatik olarak bitmiş değil, kaydı durdurmak ve hayvan onun konut kafes ve oda dönün.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Gerekirse, çalıştırmak başka bir deneysel oturum çalıştırmak için araç çubuğu menüsünden seçin.<ol>
<li>Arada oturum, Pletismograf odaları temiz ve Nebulizatör su ile durulayın. Not: Alkol kullanımı Pletismograf için geri dönüşümsüz hasara neden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Çalışmanın zaman içinde tekrar tekrar değerlendirme içeriyorsa, seçilen her timepoint, tüm ölçüm sıra yineleyin. Not: Bu akıllıca çalışma bazı hassas ölçümler solunum mekaniği ve/veya akciğer birimleri1,15ile tamamlamak için tavsiye edilir.</li>
</ol>3. veri analizi
Not: Yazılımı otomatik olarak deneysel dosyayı kaydeder ve deneysel oturum kapatıldığında kaydedilen parametreler verir.
<ol><li>Faiz her hayvan ve deneysel grubu için parametreler için satır taban çizgisi ortalamasını hesapla. Not: Tablo 1 sağladıkları bilgi türüne göre kategorize tipik parametre sayısını listeler.</li>
	<li>Alakalı olduğunda, belirli bir noktaya (Örneğin, maksimum veya minimum değer), ortalama veya tam zamanlı kurs kullanarak her konsantrasyon faiz parametrelere okudu aerosolize madde etkisini değerlendirmek; bir normalleştirme temel için de kabul edilebilir.</li>
	<li>Grup ve bir tablo veya grafik biçiminde hataları kullanarak sonuçları bildirin. Sonuçlar istatistiksel analiz. Not: Bu da çalışmanın, iki yönlü ANOVAs ile tekrarlanan önlemler etkisini methacholine, alerjen-ev-toz mite (HDM) – ve onların etkileşim farklı DCP dökümanları (sRaw ve EF50) yanı sıra farklı FOT dökümanları değerlendirmek için kullanılmıştır (RN, G ve H), her iki suşlar farelerin içinde. Sidak'ın birden fazla karşılaştırma testleri sonra hangi alerjik fareler denetim fareler farklı methacholine konsantrasyonları belirlemek için kullanılmıştır. Ayni sınav gün, HDM ve onların etkileşim, taban çizgisi (yani, daha önce methacholine) etkisini değerlendirmek için güzel hava yolu obstrüksiyonu (sRaw ve EF50) ve havalandırma desen (BF, TV, MV ve EIP) kullanılmıştır. Pearson korelasyon DCP ve RN FOT ile elde ile elde edilen sRaw arasındaki bağıntıları değerlendirmek için kullanılmıştır. Tüm istatistiksel analizler ve grafikler alternatif standart istatistiksel yazılım (Örneğin, GraphPad prizma) kullanılarak yapıldı. p ≤ 0,05 boş varsayımı reddetmek için yeterli kabul edildi.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+respiratory+system+mechanics+in+mice+using+the+forced+oscillation+technique.">Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique.</a> J Vis Exp. (75), e50172 (2013).</li><li>Bates, J. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CORP:+Measurement+of+lung+function+in+small+animals.">CORP: Measurement of lung function in small animals.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (5), 1039-1046 (2017).</li><li>Bates, J. H., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+lung+function+in+mice:+the+phenotyping+uncertainty+principle.">Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle.</a> J Appl Physiol. 94 (4), 1297-1306 (2003).</li><li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+respiratory+function+in+mice+using+unrestrained+whole-body+plethysmography.">Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography.</a> J Vis Exp. (90), e51755 (2014).</li><li>Enhorning, G., van Schaik, S., Lundgren, C., Vargas, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+plethysmography,+does+it+measure+tidal+volume+of+small+animals?.">Whole-body plethysmography, does it measure tidal volume of small animals?.</a> Can J Physiol Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).</li><li>Vijayaraghavan, R., Schaper, M., Thompson, R., Stock, M. F., Alarie, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristic+modifications+of+the+breathing+pattern+of+mice+to+evaluate+the+effects+of+airborne+chemicals+on+the+respiratory+tract.">Characteristic modifications of the breathing pattern of mice to evaluate the effects of airborne chemicals on the respiratory tract.</a> Arch Toxicol. 67 (7), 478-490 (1993).</li><li>Willis, D. N., Liu, B., Ha, M. A., Jordt, S. E., Morris, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Menthol+attenuates+respiratory+irritation+responses+to+multiple+cigarette+smoke+irritants.">Menthol attenuates respiratory irritation responses to multiple cigarette smoke irritants.</a> FASEB J. 25 (12), 4434-4444 (2011).</li><li>Neuhaus-Steinmetz, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+development+of+airway+hyperresponsiveness+and+acute+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+allergic+inflammation.">Sequential development of airway hyperresponsiveness and acute airway obstruction in a mouse model of allergic inflammation.</a> Int Arch Allergy Immunol. 121 (1), 57-67 (2000).</li><li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tidal+midexpiratory+flow+as+a+measure+of+airway+hyperresponsiveness+in+allergic+mice.">Tidal midexpiratory flow as a measure of airway hyperresponsiveness in allergic mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 280 (3), L565-L573 (2001).</li><li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+measurement+of+midexpiratory+flow+indicates+bronchoconstriction+in+allergic+rats.">Noninvasive measurement of midexpiratory flow indicates bronchoconstriction in allergic rats.</a> J Appl Physiol (1985). 93 (4), 1208-1214 (2002).</li><li>Pennock, B. E., Cox, C. P., Rogers, R. M., Cain, W. A., Wells, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+noninvasive+technique+for+measurement+of+changes+in+specific+airway+resistance.">A noninvasive technique for measurement of changes in specific airway resistance.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (2), 399-406 (1979).</li><li>DeLorme, M. P., Moss, O. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+function+assessment+by+whole-body+plethysmography+in+restrained+versus+unrestrained+mice.">Pulmonary function assessment by whole-body plethysmography in restrained versus unrestrained mice.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 47 (1), 1-10 (2002).</li><li>Flandre, T. D., Leroy, P. L., Desmecht, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+somatic+growth,+strain,+and+sex+on+double-chamber+plethysmographic+respiratory+function+values+in+healthy+mice.">Effect of somatic growth, strain, and sex on double-chamber plethysmographic respiratory function values in healthy mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (3), 1129-1136 (2003).</li><li>Criee, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body+plethysmography--its+principles+and+clinical+use.">Body plethysmography--its principles and clinical use.</a> Respir Med. 105 (7), 959-971 (2011).</li><li>Robichaud, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+full-range+pressure-volume+curves+in+mice+and+rats.">Automated full-range pressure-volume curves in mice and rats.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (4), 746-756 (2017).</li><li>Mizutani, N., Goshima, H., Nabe, T., Yoshino, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complement+C3a-induced+IL-17+plays+a+critical+role+in+an+IgE-mediated+late-phase+asthmatic+response+and+airway+hyperresponsiveness+via+neutrophilic+inflammation+in+mice.">Complement C3a-induced IL-17 plays a critical role in an IgE-mediated late-phase asthmatic response and airway hyperresponsiveness via neutrophilic inflammation in mice.</a> J Immunol. 188 (11), 5694-5705 (2012).</li><li>Nabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+basophils+and+mast+cells+infiltrating+the+lung+by+multiple+antigen+challenges+in+asthmatic+responses+of+mice.">Roles of basophils and mast cells infiltrating the lung by multiple antigen challenges in asthmatic responses of mice.</a> Br J Pharmacol. 169 (2), 462-476 (2013).</li><li>Morris, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immediate+sensory+nerve-mediated+respiratory+responses+to+irritants+in+healthy+and+allergic+airway-diseased+mice.">Immediate sensory nerve-mediated respiratory responses to irritants in healthy and allergic airway-diseased mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (4), 1563-1571 (2003).</li><li>Merazzi, D., Mortola, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+changes+in+ambient+temperature+on+the+Hering-Breuer+reflex+of+the+conscious+newborn+rat.">Effects of changes in ambient temperature on the Hering-Breuer reflex of the conscious newborn rat.</a> Pediatr Res. 45 (3), 370-376 (1999).</li><li>Rao, R., Nagarkatti, P. S., Nagarkatti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delta(9)+Tetrahydrocannabinol+attenuates+Staphylococcal+enterotoxin+B-induced+inflammatory+lung+injury+and+prevents+mortality+in+mice+by+modulation+of+miR-17-92+cluster+and+induction+of+T-regulatory+cells.">Delta(9) Tetrahydrocannabinol attenuates Staphylococcal enterotoxin B-induced inflammatory lung injury and prevents mortality in mice by modulation of miR-17-92 cluster and induction of T-regulatory cells.</a> Br J Pharmacol. 172 (7), 1792-1806 (2015).</li><li>Agrawal, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+mucin+secretion+with+MARCKS-related+peptide+improves+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+asthma.">Inhibition of mucin secretion with MARCKS-related peptide improves airway obstruction in a mouse model of asthma.</a> J Appl Physiol (1985). 102 (1), 399-405 (2007).</li><li>Mabalirajan, U., Aich, J., Agrawal, A., Ghosh, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mepacrine+inhibits+subepithelial+fibrosis+by+reducing+the+expression+of+arginase+and+TGF-beta1+in+an+extended+subacute+mouse+model+of+allergic+asthma.">Mepacrine inhibits subepithelial fibrosis by reducing the expression of arginase and TGF-beta1 in an extended subacute mouse model of allergic asthma.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (3), L411-L419 (2009).</li><li>Desmet, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+experimental+asthma+by+decoy-mediated+local+inhibition+of+activator+protein-1.">Treatment of experimental asthma by decoy-mediated local inhibition of activator protein-1.</a> Am J Respir Crit Care Med. 172 (6), 671-678 (2005).</li><li>Zang, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+C+Fibers+Modulate+MMP-12+Production+via+PAR2+and+Are+Involved+in+the+Long-Term+Airway+Inflammation+and+Airway+Hyperresponsiveness+Induced+by+Respiratory+Syncytial+Virus+Infection.">Pulmonary C Fibers Modulate MMP-12 Production via PAR2 and Are Involved in the Long-Term Airway Inflammation and Airway Hyperresponsiveness Induced by Respiratory Syncytial Virus Infection.</a> J Virol. 90 (5), 2536-2543 (2015).</li><li>Shukla, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carryover+of+cigarette+smoke+effects+on+hematopoietic+cytokines+to+F1+mouse+litters.">Carryover of cigarette smoke effects on hematopoietic cytokines to F1 mouse litters.</a> Mol Immunol. 48 (15-16), 1809-1817 (2011).</li><li>Murphy, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+function+assessment+in+safety+pharmacology.">Respiratory function assessment in safety pharmacology.</a> Curr Protoc Pharmacol. , (2003).</li><li>Lofgren, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restrained+whole+body+plethysmography+for+measure+of+strain-specific+and+allergen-induced+airway+responsiveness+in+conscious+mice.">Restrained whole body plethysmography for measure of strain-specific and allergen-induced airway responsiveness in conscious mice.</a> J Appl Physiol (1985). 101 (5), 1495-1505 (2006).</li><li>DiMaria, G. U., Wang, C. G., Bates, J. H., Guttmann, R., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Partitioning+of+airway+responses+to+inhaled+methacholine+in+the+rat.">Partitioning of airway responses to inhaled methacholine in the rat.</a> J Appl Physiol (1985). 62 (3), 1317-1323 (1987).</li><li>Hoymann, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+function+measurements+in+rodents+in+safety+pharmacology+studies.">Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies.</a> Front Pharmacol. 3, 156 (2012).</li><li>Agrawal, A., Singh, S. K., Singh, V. P., Murphy, E., Parikh, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Partitioning+of+nasal+and+pulmonary+resistance+changes+during+noninvasive+plethysmography+in+mice.">Partitioning of nasal and pulmonary resistance changes during noninvasive plethysmography in mice.</a> J Appl Physiol (1985). 105 (6), 1975-1979 (2008).</li><li>McLeod, R. L., Young, S. S., Erickson, C. H., Parra, L. E., Hey, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+nasal+obstruction+in+the+allergic+guinea+pig+using+the+forced+oscillation+method.">Characterization of nasal obstruction in the allergic guinea pig using the forced oscillation method.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (3), 153-159 (2002).</li><li>Miyahara, S., Miyahara, N., Takeda, K., Joetham, A., Gelfand, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiologic+assessment+of+allergic+rhinitis+in+mice:+role+of+the+high-affinity+IgE+receptor+(FcepsilonRI).">Physiologic assessment of allergic rhinitis in mice: role of the high-affinity IgE receptor (FcepsilonRI).</a> J Allergy Clin Immunol. 116 (5), 1020-1027 (2005).</li></ol>

DB ve AR SCIREQ bilimsel solunum cihazları Inc, bu yazının içeriği ile ilgili konular dahil bir ticari varlık tarafından istihdam edilmektedir. DB de hisse sahibi. SCIREQ Inc bir Shipyard teknolojileri şirketidir.

Akciğer işlev bilinçli hayvanlarda ölçmek için yeteneği açıkça solunum araştırmada garanti kapsamındadır. Genel olarak, DCP bilinçli ve kendiliğinden hayvanlar26nefes solunum sisteminin havalandırma işlevi değerlendirmek için ilginç bir yaklaşımdır. Daha ayrıntılı olarak, DCP veya onun baş-out değişik kez sağlanan bilgilerin kalitesi ve invasiveness3 (Tablo 2) istenen seviyeye arasında doğru dengeyi sağladığına. Teknik çeşitli türler (Örneğin, fare, sıçan, eskiden şiling şimdi domuz) veya hayvan boyutları için adapte edilebilir ve birçok araştırma uygulamalarda kullanılabilir. Çok sayıda hayvanlarda aynı anda paralel çalışma tasarım, solunum fonksiyon yinelenen şekilde izlemek ve zaman içinde bir yanıt kinetik yakalamak için değerlendirmek özellikle yararlıdır. Buna ek olarak, tekniği basittir ve nispeten zamanında öğrenilebilir. Bu uygulamalı yönleri tanımlamak için bir örnek kritik adımları tartışmak olarak pletismografisi tekniği de ölçülü ve ilgili olarak mevcut yazıda, DCP ölçümleri farelerde istihdam bir protokolün kullanılmış olduğunu sonuçlar.
Bilinçli hayvanlar ile çalışırken, bu tekrarlanabilir sonuçlar üretmek için (Örneğin, sessiz oda sınırlı sayıda kişi veya aktivite ile) çevre çevrenin koşulları kontrol etmek için esastır. Restrainers çeşitli boyutlarda gel beri nefes hareketleri soğukkanlı olması uygun boyutu ile başlamak önemlidir. Yasaklama nefes sıklığı12etkiler de farelerde oluşturulduktan de yararlı ve sık sık deneysel kurulum ve yordamlar, hayvanlara alışmana için gerekli gibi. Deneysel tasarım veya koşullara bağlı olarak, birden çok oturum artımlı süreleri, gerekli olabilir. Son olarak, izin süresi bir denemenin başlangıcında Oda değişikliği ve gerekli işleme için ayarlamak hayvanlar için nefes desen sürekli olarak düzenli ve satır taban çizgisi, rahat olması etkili bir basit unsurlardan biridir. Hayvanların rahat, iyi adapte ve sakin olduğu koşullarda çalışma da sonuç değişkenliği ve kalite açısından yararlı olacaktır. Hava yolu kalibre artırmak ve azaltmak indüklenen bir bronchoconstriction katekoiamin, stres kaynaklı herhangi bir sürümünü de sınırlandırır.
Mümkün olduğu kadar sıkıca burun ve göğüs akışı ayırmak için bir ihtiyaç olduğunu anlamak önemlidir. Sistem veya okudu tür bağlı olarak, sızdırmazlık mekanizması şekli de olduğu gibi etkinliğini değişebilir. Biz burada açıklanan DCP içinde hayvanın burun yasaklama aygıt arasında mühür oluşturulur. Gibi bir düşüş oksijen için hayvan mevcut düzeyi önemli etkileri sonuçlanır DCP solunum işleviyle değerlendirirken, bu da yeterli ve sürekli bir önyargı akışı sağlamak için esastır. Restrainer hayvan refahı dikkate alarak ajitasyon tarafından oluşturulan hava kaçağı için eğilimi sınırlar ve böylece verilerin kalitesini en üst düzeye çıkarır. Contrastingly, en son mühür reddedilen veri kümeleri veya bazı parametreler bir küçümseme neden olur.
Ayrıca burun akışı sinyal ayrı kaydını etkinleştirmek için baş odası genellikle hayvan aerosolize maddeler ortaya çıkarmak için kullanılır. Bu makalede gösterildiği, bu yanıt farklı derecelerde göstermek için bronchoprovocation testi gerçekleştirmek için yararlı olabilir. Bu tür deneyler, test konsantrasyonları Aralık ayarlamak türler, zorlanma veya hayvanların seks bağlı olarak gerekli olabilir okudu. Daha önce gösterdiği8,9,10,27, mevcut sonuçlar sRaw methacholine kaynaklı değişimler de invazif FOT ölçümleri havayolu direnci ile korelasyon gösterir. Sonuçları da DCP teknik FOT solunum fonksiyon bozukluğu algılamak ve akciğer (akciğer doku ve/veya küçük periferik airways) alt bölmeleri içinde lokalize bir değişmiş yanıt tanımlamak için onun yetenek gibi duyarlı değildir göstermektedir . Hayvan airways sağlam olduğundan, hava akımı28toplam solunum direnci en büyük bölümü için hesapları, üst solunum yolları, varlığı ifade ek katkı azaltacak ve aerosol dağıtımı etkileyebilir alt solunum yolları için bir ölçüm. Tablo 3 DCP tekniği ve FOT arasındaki diğer farklar özetlenmektedir. Bu hayvanın toplam havayolu direnci (üst havayolları da dahil olmak üzere) bir ölçüm sRaw tahmin etmek teorik olarak mümkün olsa da, son olarak, genellikle DCP değerlendirme gibi invaziv ölçüm tekniği ile tamamlamak için önerilir Detaylı solunum mekaniğinin doğrudan ölçümler elde FOT-29 . Çalışma hedefleri bağlı olarak, üst solunum yolu direnci ölçümleri30,31,32düşünülebilir.
Sonuç  Sınırlı invasiveness derecesini sayesinde DCP solunum araştırma önemli bir ihtiyaç yerine getirebilecek bir tekniktir. Hava akımı tıkanıklığının tartışmasız bazı dizinleri ile aynı anda bilinçli hayvanlarda havalandırma deseninin doğru sonuçlar verebilmektedir. Elde ettiği bilgileri de gerçekten bu daha invaziv yaklaşımlardan tamamlar.

Küçük hayvan modeli insan solunum hastalıkları için artan kullanımı kantitatif bu hayvanlarda solunum sisteminin işlevleri değerlendirmek için yöntemlerin geliştirilmesi sayesinde çağırdı. Şu anda, zorla salınım tekniği (FOT) küçük hayvan1,2solunum mekaniği değerlendirmek için en doğru yaklaşım kabul edilmektedir. Ancak, fenotipleme belirsizlik ilkesi tarafından belirtildiği gibi ne FOT hassasiyetle ölçüm içinde kazandı kapalı noninvasiveness3kaybına karşı işlem görmektedir. Nitekim, FOT ölçümleri anestezi, boğaz veya sözlü entübasyon yanı sıra mekanik havalandırma gerektiren son derece kontrollü deneysel koşullar altında elde edilir; gerçek hayattan uzak bir senaryo.
Burada deneysel gereksinimleri anestezik ajanların kullanımı yasak veya hayvanın doğal fizyolojik devlet az veya hiç sapma için ara durumlarda, Çift-odası pletismografisi (DCP) kabul edilebilir. Onun adından da anlaşılacağı gibi bir DCP mümkün olduğunca hermetik hayvanın kafası (veya burun),--dan onun göğüs ön odasında yalıtmak için inşa bağlı iki katı odalarının arka odasında oluşur. Belgili tanımlık tertibat içinde hayvan bilinçli ve kendiliğinden ölçülü sırasında nefes. Odaların duvarlarında genişletmek veya geri çekmek için bir sonucu olarak çevreleyen hava sıkıştırma/açma arka odası içinde ters dalga formu ama karşılık gelen hava hayvan girip hareket oluştur. Dalga biçimi nedeniyle açık odası ve arka odasında torasik hareket ile ilgili bir burun akış böylece ayrılmış ve aynı anda ele geçirdi. DCP Kur tasarımına bağlı olarak, bu dalga biçimleri sırasıyla değişiklikleri odası basınç ve hava akımı odaları girip bir fonksiyonu olarak kaydetmek için bir dizi basınç güç çeviriciler veya pneumotachographs kullanarak elde edilebilir. İkinci yaklaşımı günümüzde daha yaygındır.
Hayvanın solunum frekansı doğru pletismografisi teknikleri her türlü tarafından belirlenebilir, durum tidal hacim ve ilgili havalandırma parametreleri (Örneğin, dakika havalandırma, belirlenmesi için aynı değil iken ekspiratuar hacim, vb). Nerede hayvanın deprem ses kutusu sinyal4,5dan tahmin edilmektedir, tüm vücut Pletismograf (WBP) tekniği olarak karşı DCP teknik deprem biriminin doğru değerlendirmeler sağlar. Bu sırasında nefes akciğer hacmi değişimler ile orantılı olan hayvanın göğüs hareketi arka odasında doğrudan edinimi ile ilgilidir.
Bu doğru solunum parametreleri ek olarak (Örneğin, tidal hacim, nefes alma sıklığı ve dakika havalandırma), solunum döngüsü şeklinde bazı karışıklıklar yönetir nöronal yönleri araştırmak için de kullanılabilir solunum sürücü veya solunum refleksleri. Bu uygulamanın belirli bir örnek üst solunum yolu duyusal sinir hücreleri6inhale maddeler irritasyon potansiyelinin değerlendirilmesi olacaktır. Burada, süre sonu başlangıcı adlı bir duraklama süresi sonunda inspiratory Duraklat (EIP),6frenleme süresi olarak da denilen bir parametresi kullanılarak belirlenir. Bu duraklama tahriş edici bir madde tarafından uzaması hayvanın glottis, süre sonu6,7ilk bölümünde frenleme ölçülebilir bir süre kapatılması ile ilişkilidir.
Bir diğer önemli avantajı DCP hava akımı tıkanıklığı için hassas iki doğrulanmış ve tartışmasız parametre sağlamasıdır. Bir akış-gelgit ekspiratuar ses seviyesinde denir ve kısaltılmış EF508,9,10. Bu sona erme sırasında gelgit her nefes midway ses seviyesinde hava akımı var. EF50 göğüs akışını izleme elde edilir ve böylece açık odası (yani, bir baş-out yapılandırmasında) olmadan ölçülebilir. Diğer bir özel havayolu direnci denir ve kısaltılmış sRaw11,12,13. Bu ayrı solunum izler sıfır akışı ilham sonundaki noktasında arasındaki gecikme süresi üzerinden hesaplanan gibi sRaw belirlenmesi hayvanın burun ve göğüs akışı aynı anda kayıt gerektirir. Tarafından bu gecikme ilgili olduğu için sRaw temel açıklar mantığı expatiated daha önce11. Basitçe söylemek gerekirse, basınç gradyan Sürücü hava akımı amacıyla geliştirmek gerekir bu yana akciğer hacmi değişimler hava hareketi koyun. Bir sağlıklı hayvan sessizce nefes, bu gecikme genellikle çok küçüktür. Ancak, belirli bir akış (Örneğin, bir akış yeterli havalandırma sağlamak için yeterli) karşılamak için gerekli basınç gradyan havayolu direnci derecesi tarafından etkilenir. Bronchoconstriction sırasında Örneğin, belirli bir akış karşılamak için gerekli basınç gradyan hangi hayvan daha fazla nefes çalışması gerektiğini ima, büyüktür. Arka odası girip akışı daha büyük bir kısmını dekompresyon/sıkıştırma hava toplam torasik genişleme/olan geri çekme bölümü olan toraks içinde kaynaklanmaktadır hayvanın göğüs basıncı büyük bir degrade de anlaşılacağı burun akışı ile faz dışı. Bronchoconstriction nedeniyle artan direnç böylece arka ve ön chambers arasındaki gecikme artacaktır ve böylece sRaw artırır. Hava akımı akciğerin girip sürücüler basınç gradyan ilk torasik gaz birim (TGV) tarafından da etkilenir. Daha büyük bir TGV adlı Örneğin, genişleme/retraksiyon toraks basınç belirli bir degrade oluşturmak için gerekli ve büyüktür (sadece basınç belirli bir degrade oluşturmak için gereken birim yer değiştirme büyük olduğu için), hangi de anlaşılacağı hayvan daha fazla nefes çalışması gerekiyor. Yine, bu ekstra torasik talebiyle toraks havada decompress/sıkıştırmak için gerekli olanlar ve böylece burun akışı ile faz dışı vardır. Bu yüzden, artan bir TGV de odaları arasında gecikme artacaktır ve böylece sRaw artırır. Görüldüğü gibi bronchoconstriction ve artan TGV hava akciğer girip çizmek için daha önemli bir çaba sonucu. Bu, esas olarak, fizyolojik sRaw anlamı. 5,14solunum için gerekli iş temsil eder.
Böylece iki farklı faktörler sRaw etkiler anlaşılması önemlidir: havayolu direnci ve TGV. Aslında, sRaw havayolu direnci ve TGV11ürün olarak ifade edilebilir. Bilinçli hayvanlar onların TGV diledikleri, onların havalandırma belirli bir ortama adapte olarak değiştirebilirsiniz. Hayvanın doğal fizyolojik devlet değiştirilmemiş nerede, bu koşullar altında böylece bir değişiklik sRaw havayolu direnci bir değişiklik, TGV bir değişiklik veya ikisinin bir karışımı kaynaklanıyor ayırt etmek imkansız. Bu nedenle, bu solunum mekaniği ve/veya FOT1,15tarafından sağlananlar gibi akciğer birimleri daha invaziv ölçümleri ile DCP değerlendirilmesi tamamlayacak tavsiye edilir.
Bugüne kadar DCP çeşitli araştırma uygulamalarında kullanılmıştır. Tekniği ile veya olmadan kafa odasına kantitatif kullanılabilir ve doğru ilaç ajanlar, alerjenler, tahriş edici veya diğer aracılar gibi çeşitli maddelerin etkisi solunum fonksiyon bilinçli küçük hayvanlarda değerlendirmek 16,17,18. Açık odası aerosolize maddeler veya değişen gaz konsantrasyonları (hipoksi, hypercapnia, vb)19göstererek bir odasına olarak da kullanılabilir. Elverişli bir konuma sahip, bir kullanılazlar bu Etkilenmeler akut etkileri ölçmek sağlar. Aslında, DCP yaygın kullanımlarından biri solunum yolu hastalıkları20,21,22,23, farklı modellerde aerosolize methacholine duyarlılık derecesini değerlendirmek etmektir 24 , 25.
DCP teknik görünüşte basit olsa da, bazı pratik zorlukları deneyimsiz kullanıcılar vazgeçirmek veya hassasiyet ve tekrarlanabilirlik sonuçlarından zarar ihtimali. Mevcut kağıt bilinçli, ölçülü, kendiliğinden nefes farelerde DCP tarafından başarılı bir şekilde kayıt solunum fonksiyon için önerilen yordamları ayrıntılı bir açıklamasını sağlar. Açıklama belirtilen aygıta belirli ( Malzemeler tabloiçin bakınız). Yardımcı programı DCP değerini da gösterdi ve pulmoner Alerjik iltihabı temel test fareler iki soyu ve yanıt olarak spreyli methacholine, ortak bir modeli.

<table><tbody><tr><td>Acetyl-&amp;beta;-methylcholine chloride&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-2251</td><td>Methacholine</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Multicell</td><td>311-506-CL</td><td>PBS 10X</td></tr><tr><td>House dust mite extract</td><td>GREER</td><td>290902</td><td>HDM&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DCP complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>iox software</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aerogen Aeroneb nebulizer</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>flexiVent FX complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

assessment of respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography

Hava birimi değişiklikleri kendiliğinden bir vücut kutusu içinde nefes bilinçli bir konuya göre oluşturulan pletismografisi, invaziv olmayan bazı özellikler de Laboratuvar hayvanlarının olduğu gibi insanlarda solunum fonksiyon değerlendirmek için kullanılan bir teknik temeli altındadır. Mevcut makale küçük hayvanlarda çift-odası pletismografisi (DCP) uygulanması üzerinde duruluyor. Arka plan bilgi metodoloji yanı sıra başarılı bir şekilde kendiliğinden hayvanlar non-invaziv bir şekilde nefes bilinçli, solunum fonksiyon değerlendirmek için ayrıntılı adım adım yönerge sağlar. DCP seçtiğiniz zaman sürecinde aerosolize maddeler tarafından indüklenen değişiklikleri tanımlamak için de paralel ve tekrarlanan bir şekilde birden fazla hayvanların solunum fonksiyon izlemek için kullanılabilir. Denetim ve alerjik fareler üzerinde deneyler burada tartışın ilgili avantajları ve eksiklikleri olarak ilişkili sonuç parametreleri açıklamak, belgili tanımlık yarar tekniği göstermek için kullanılır. Genel olarak, DCP temel hem de zorlukları aerosolize maddeler ile sonra bilinçli küçük hayvanların solunum fonksiyon değerlendirmek için güvenilir olabilir geçerli ve teorik olarak ses okumayı sağlar.

Watch this Scientific Journal Video about Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography at JoVE.com

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Çift-odası pletismografisi tarafından bilinçli farelerde solunum işlevin sonucunu önerilen yordamları ayrıntılı bir açıklama sağlamak için mevcut makale hedefidir.

Solunum fonksiyon çift-odası pletismografisi tarafından bilinçli farelerde değerlendirilmesi

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

assessment-respiratory-function-conscious-mice-double-chamber

Research

JoVE Journal

Medicine

42.7K Görüntüleme.  Université Laval. Çift-odası pletismografisi tarafından bilinçli farelerde solunum işlevin sonucunu önerilen yordamları ayrıntılı bir açıklama sağlamak için mevcut makale hedefidir.

Video: Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Bilinçli Mesnetlenmemiş Fare hiperinsülinemik öglisemik Kelepçeleri

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Tıp

Murine Model of Allergen Induced Asthma

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, with the prevalence increasing.2 As with other diseases, animal models of allergic airway disease greatly facilitate understanding of the underlying pathophysiology, help identify potential therapeutic targets, and allow preclinical testing of possible new therapies. Models of allergic airway disease have been developed in several animal species, but murine models are particularly attractive due to the low cost, ready availability, and well-characterized immune systems of these animals.3 Availability of a variety of transgenic strains further increases the attractiveness of these models.4 Here we describe two murine models of allergic airway disease, both employing ovalbumin as the antigen. Following initial sensitization by intraperitoneal injection, one model delivers the antigen challenge by nebulization, the other by intratracheal delivery. These two models offer complementary advantages, with each mimicking the major features of human asthma.5
The major features of acute asthma include an exaggerated airway response to stimuli such as methacholine (airway hyperresponsiveness; AHR) and eosinophil-rich airway inflammation. These are also prominent effects of allergen challenge in our murine models,5,6 and we describe techniques for measuring them and thus evaluating the effects of experimental manipulation. Specifically, we describe both invasive7 and non-invasive8 techniques for measuring airway hyperresponsiveness as well as methods for assessing infiltration of inflammatory cells into the airways and the lung. Airway inflammatory cells are collected by bronchoalveolar lavage while lung histopathology is used to assess markers of inflammation throughout the organ. These techniques provide powerful tools for studying asthma in ways that would not be possible in humans.

Experimental mouse models of allergic asthma offer new possibilities for studying disease pathogenesis and developing new therapeutics. These models are well suited to measuring factors governing the allergic immune response, airway inflammation, and pulmonary pathophysiology.

Alerjen Bağlı Astım murin Modeli

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Kronik Spinal Kord Yaralanması Bireylerde Solunum Motor Kontrol Değerlendirmesi (RMCA) kullanarak Solunum Kas Aktivasyon Değerlendirilmesi

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Method to Obtain Pattern of Breathing in Senescent Mice through Unrestrained Barometric Plethysmography

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and minute ventilation are routinely reported. Moreover, information can be collected regarding the neural output of breathing, including the existence of central apneas and augmented breaths. An important consideration for UBP is obtaining a breathing segment with a minimal impact of anxious or active behaviors, to elucidate the response to breathing challenges. Here, we present a protocol that allows for short, quiet baselines to be obtained in aged mice, comparable to waiting for longer bouts of quiet breathing. The use of shorter time segments is valuable, as some strains of mice may be increasingly excitable or anxious, and longer periods of quiet breathing may not be achieved within a reasonable timeframe. We placed 22 month-old mice in a UBP chamber and compared four 15 s quiet breathing segments between minutes 60&#8211;120 to a longer 10 min quiet breathing period that took&#160;2&#8211;3 h to acquire. We also obtained counts of central apneas and augmented breaths prior to the quiet breathing segments, following a 30 min familiarization period. We show that 10 min of quiet breathing is comparable to using a much shorter 15 s duration. Additionally, the time leading up to these 15 s quiet breathing segments can be used to gather data regarding apneas of central origin. This protocol allows investigators to collect pattern-of-breathing data in a set amount of time and makes quiet baseline measures feasible for mice that may exhibit increased amounts of excitable behavior. The UBP methodology itself provides a useful and noninvasive way to collect pattern-of-breathing data and allows for mice to be tested over several time points.

Unrestrained barometric plethysmography is used to quantify the pattern of breathing in awake mice. We show that 15 s segments under a standardized protocol display similar values to an extended duration of quiet breathing. This methodology also allows for the quantification of apnea and augmented breaths during the first hour in the chamber.

Kontrolsüz Barometrik Plethysmography ile Senescent Farelerde Nefes Alma Şekli Elde Etme Yöntemi

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and ...

Davranış

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Transtorasik Ekokardiyografi ile Pulmoner Arter Konstrüksiyon Fare Modeli sağ ventrikül yapı ve fonksiyonlarının değerlendirilmesi

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese individuals worldwide by 2030, thus representing a growing socioeconomic burden. Simultaneously, obesity-related comorbidities, including diabetes as well as heart and chronic lung diseases, are continuously on the rise. Although obesity has been associated with increased risk for asthma exacerbations, worsening of respiratory symptoms, and poor control, the functional role of obesity and perturbed metabolism in the pathogenesis of chronic lung disease is often underestimated, and underlying molecular mechanisms remain elusive. This article aims to present methods to assess the effect of obesity on metabolism, as well as lung structure and function. Here, we describe three techniques for mice studies: (1) assessment of intraperitoneal glucose tolerance (ipGTT) to analyze the effect of obesity on glucose metabolism; (2) measurement of airway resistance (Res) and respiratory system compliance (Cdyn) to analyze the effect of obesity on lung function; and (3) preparation and fixation of the lung for subsequent quantitative histological assessment. Obesity-related lung diseases are probably multifactorial, stemming from systemic inflammatory and metabolic dysregulation that potentially adversely influence lung function and the response to therapy. Therefore, a standardized methodology to study molecular mechanisms and the effect of novel treatments is essential.

The incidence of obesity is rising and increases the risk of chronic lung diseases. To establish the underlying mechanisms and preventive strategies, well-defined animal models are needed. Here, we provide three methods (glucose-tolerance-test, body plethysmography, and lung fixation) to study the effect of obesity on pulmonary outcomes in mice.

Mayi glikoz tolerans testi, akciğer işlev ölçümü ve akciğer fiksasyonu obezite ve pulmoner sonuçlar üzerine Engelli metabolizma etkisini incelemek için

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese ...

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated measurements over weeks or months of accessory respiratory muscle activity while simultaneously measuring ventilation in a non-anesthetized, freely behaving mouse. The technique includes the surgical implantation of a radio transmitter and the insertion of electrode leads into the scalene and trapezius muscles to measure the electromyogram activity of these inspiratory muscles. Ventilation is measured by whole-body plethysmography, and animal movement is assessed by video and is synchronized with electromyogram activity. Measurements of muscle activity and ventilation in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are presented to show how this tool can be used to investigate how respiratory muscle activity changes over time and to assess the impact of muscle activity on ventilation. The described methods can easily be adapted to measure the activity of other muscles or to assess accessory respiratory muscle activity in additional mouse models of disease or injury.

This paper introduces a method for repeated measurements of ventilation and respiratory muscle activity in a freely behaving amyotrophic lateral sclerosis (ALS) mouse model throughout disease progression with whole-body plethysmography and electromyography via an implanted telemetry device.

Nöromusküler Hastalığının Fare Modelinde Solunum Kas Aktivitesi ve Havalandırma tekrarlanan ölçüm

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

Zorla Salınım Tekniği kullanarak Fare Solunum Sistemi Mekanik Değerlendirilmesi

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Biyoloji

Simplified Whole Body Plethysmography to Characterize Lung Function During Respiratory Melioidosis

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ensure that both animal welfare and scientific insights advance with the availability of new technologies. This article demonstrates the use of Simplified Whole Body Plethysmography (sWBP) to non-invasively study respiratory failure in a model of lethal respiratory melioidosis. sWBP has the sensitivity to detect breathing in mice through the entirety of the course of the disease, allowing for the moribund-associated symptoms (bradypnea and hypopnea) to be measured and potentially used to develop humane endpoint criteria.
Some of the benefits of sWBP in the context of respiratory disease are that host breath monitoring comes the closest of any physiologic measurement at assessing dysfunction of the primary infected tissue, namely, the lung. In addition to biological significance, the use of sWBP is rapid and non-invasive, minimizing stress in research animals. This work demonstrates the use of in-house sWBP apparatus to monitor disease throughout the course of respiratory failure in the murine model of respiratory melioidosis.

This protocol presents the construction and use of a Simplified Whole Body Plethysmography apparatus to monitor bacterial respiratory disease progression non-invasively.

Solunum Melioidozu Sırasında Akciğer Fonksiyonunu Karakterize Etmek için Basitleştirilmiş Tüm Vücut Pletismografisi

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ...

Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative assessment of lung function in rodent models is an important tool in the development of future therapies. Commonly used techniques for assessing respiratory function including invasive plethysmography and forced oscillation. While these techniques provide valuable information, data collection can be fraught with artefacts and experimental variability due to the need for anesthesia and/or invasive instrumentation of the animal. In contrast, unrestrained whole-body plethysmography (UWBP) offers a precise, non-invasive, quantitative way by which to analyze respiratory parameters. This technique avoids the use of anesthesia and restraints, which is common to traditional plethysmography techniques. This video will demonstrate the UWBP procedure including the equipment set up, calibration and lung function recording. It will explain how to analyze the collected data, as well as identify experimental outliers and artefacts that results from animal movement. The respiratory parameters obtained using this technique include tidal volume, minute volume, inspiratory duty cycle, inspiratory flow rate and the ratio of inspiration time to expiration time. UWBP does not rely on specialized skills and is inexpensive to perform. A key feature of UWBP, and most appealing to potential users, is the ability to perform repeated measures of lung function on the same animal.

The assessment of respiratory physiology has traditionally relied upon techniques, which require restraint or sedation of the animal. Unrestrained whole-body plethysmography, however, provides precise, non-invasive, quantitative analysis of respiratory physiology in animal models. In addition, the technique allows repeated respiratory assessment of mice allowing for longitudinal studies.

Yarı Tüm vücut pletismografisi kullanılarak Farelerde Solunum Fonksiyon Ölçme

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...