JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

Microsurgical sidewall aneurysms in rats are created by end-to-side anastomosis of an aortic graft to the abdominal aorta. We present step-by-step instructions and discuss anatomical and surgical details for successful experimental saccular aneurysm creation.

Abstract

النماذج التجريبية تمدد الأوعية الدموية كيسية ضرورية لاختبار خيارات العلاج الجراحي واللف والأجهزة الجديدة قبل أن يتم إدخالها في الممارسة السريرية. وعلاوة على ذلك، هناك حاجة إلى نماذج تجريبية لتوضيح البيولوجيا تمدد الأوعية الدموية المعقدة مما يؤدي إلى تمزق تمدد الأوعية الدموية من كيسية.

وقد أنشئت عدة أنواع مختلفة من نماذج تجريبية لتمدد الأوعية الدموية كيسية في الأنواع المختلفة. كثير منهم، ومع ذلك، تتطلب مهارات خاصة، معدات باهظة الثمن، أو في البيئات الخاصة، الأمر الذي يحد من استخدامها على نطاق واسع. وهناك حاجة إلى نموذج تجريبي بسيط وقوي، وغير مكلفة كأداة موحدة يمكن استخدامها بطريقة موحدة في مختلف المؤسسات.

الفئران المجهرية البطن نموذج جدار الأبهر تمدد الأوعية الدموية يجمع بين إمكانية لدراسة كل استراتيجيات علاجية جديدة اللف والأساس الجزيئي للتمدد الأوعية الدموية في البيولوجيا موحدة وغير مكلفةالطريقة. ويتم حصاد الطعوم موحدة عن طريق الشكل والحجم، والهندسة من الانزلاق الأبهر الصدري فأر المتبرع ومن ثم نقلهم إلى الفئران المتلقي syngenic. تتم خياطة تمدد نهاية إلى جنب مع مستمرة أو توقف 9-0 خيوط النايلون إلى الشريان الأورطي البطني infrarenal.

نقدم الإرشادات الإجرائية خطوة بخطوة، معلومات عن المعدات اللازمة، ومناقشة التفاصيل التشريحية والجراحية الهامة لخلق المجهرية الناجح لجدار الأبهر البطني تمدد الأوعية الدموية في الفئران.

Introduction

تمزق في الشريان الدماغي الكيسية يسبب تمدد الأوعية الدموية نزيف يهدد الحياة مما يؤدي إلى السكتة الدماغية، والضرر العصبي الدائم أو الوفاة. تمزق يمكن الوقاية منها عن طريق إما لقطة المجهرية أو تمدد الأوعية الدموية انسداد الأوعية الدموية من الداخل. لم يتم بعد تأسيس العلاج الطبي لمنع نمو وتمدد الأوعية الدموية تمزق.

وهناك حاجة إلى نماذج تجريبية لتمدد الأوعية الدموية كيسية لدراسة علم الأحياء من تمدد الأوعية الدموية الشريانية واختبار الأجهزة واستراتيجيات علاجية جديدة. لهذه الأغراض، تم وضع عدة نماذج مختلفة في أنواع مختلفة، ونشرت 1. وتستخدم نماذج تمدد الأوعية الدموية الكبيرة في الخنازير والكلاب والأرانب ويفضل لاختبار اللف الابتكارات في مجال العمارة تمدد الأوعية الدموية المعقدة 1،2. نماذج الفئران تمدد الأوعية الدموية، من ناحية أخرى، تسمح اختبار الأسئلة البحثية في الأنواع المعدلة وراثيا 3،4 وتسهيل توضيح تمدد الأوعية الدموية في البيولوجيا الخلوية والجزيئيةمستوى أفضل بكثير من الأنواع الكبيرة 1. على الرغم من اللف العابرة للالسباتي ونشر الجهاز عبر الحرقفي يقتصر على الفئران أكبر (> 400-500 ز) والدعامات أصغر من 2.0 ملم و 1.5 ملم وقطرها 5،6، ويمكن أيضا أن توضع الدعامات من خلال الإدراج المباشر في الأبهر البطني قطاع إيواء تمدد الأوعية الدموية التجريبية. العمل السابق باستخدام الفئران المجهرية جدار الأبهر البطني نموذج تمدد الأوعية الدموية أثبتت جدواه في الأجهزة صمي اختبار الرواية واستخدامه في دراسة الأساس الجزيئي للتمدد الأوعية الدموية البيولوجيا 3،7.

العديد من النماذج التجريبية تمدد الأوعية الدموية كيسية المنشورة حاليا تتطلب معدات باهظة الثمن، وبيئات خاصة (مثل غرف العمليات المعقمة مع قدرات التنظير)، الأشعة التداخلية الكفاءة، أو استخدام الأنواع باهظة الثمن. هذه المتطلبات تحد من انتشار استخدام هذه النماذج، وتؤدي إلى استخدام نماذج مختلفة في مختبرات مختلفة، والتي ماكيس مقارنة البيانات والتحليل التلوي من الصعب، إن لم يكن مستحيلا. وهناك حاجة إلى نموذج تجريبي بسيط وقوي، وغير مكلفة كأداة موحدة يمكن استخدامها بطريقة موحدة في مختلف مختبرات من أجل الحصول على نتائج مماثلة من مؤسسات مختلفة. لهذا الغرض، أنشأنا الفئران جدار الشريان الأبهر الشرايين الكيسية نموذج تمدد الأوعية الدموية.

الهدف من هذا التقرير هو تقديم الإرشادات الإجرائية خطوة بخطوة، معلومات عن المعدات اللازمة، ومناقشة الخصائص التشريحية والجراحية الهامة لخلق المجهرية الناجح لجدار البطن تمدد الأوعية الدموية الأبهري في الفئران.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

ملاحظة: ذكر فئران ويستار (متوسط ​​وزن الجسم: 356 ± 44 غرام؛ 10-14 أسابيع من العمر) كانوا يقيمون في غرفة الحيوان في 22-24 درجة مئوية، واثني عشر ساعة ضوء / دورة الظلام مع حرية الوصول إلى نظام غذائي بيليه، ماء الصنبور العادية وتلقى أيضا الرعاية الإنسانية وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية. تم استعراض التجارب التي وافقت عليها لجنة رعاية الحيوان في جامعة هلسنكي، فنلندا.

ملاحظة: في المظاهرة التالية أسلوبنا الجراحي كما يلي: تخدير الفئران بواسطة تكييفها الوزن الحقن تحت الجلد من هيدروكلوريد medetomidine (0.5 ملجم / كجم)، والحقن داخل الصفاق من الكيتامين هيدروكلوريد (50 ملغ / كلغ). اختبار لعدم وجود رد الفعل إصبع القدم قرصة للتأكد من أن الفئران هو تخدير كامل. تطبيق مرهم العين، مقطع موقع الجراحية، وتنظيف الجلد بمطهر مناسب، على سبيل المثال الكلورهيكسيدين، إما في الكحول أو الماء. غسل اليدين وارتداء ملابس واقية، وغطاء الرأس والوجهقناع، وقفازات جراحية معقمة. لديك المساعدات مساعد الجراحية في الحفاظ على الظروف جراحة العقيم وتوثيق الخصائص الجراحية (كما هو موضح في الجدول رقم 1). رصد عمق التخدير كل 15 دقيقة أثناء الجراحة باتباع معدل التنفس ومعدل ضربات القلب، وكرد فعل على تحفيز الضارة (اصبع القدم اختبار قرصة). أعطيت حقن تحت الجلد البوبرينورفين (0.03 ملجم / كجم) لتسكين بعد العملية الجراحية إذا لزم الأمر ويتكرر كل 12 ساعة.

1. الأجهزة، مستهلكات، وتحديد المواقع

  1. إبقاء الغرفة جراحة الحيوانات الصغيرة الهدوء، العقيم، والحفاظ على درجة حرارة الغرفة في 23 ± 3 درجة مئوية. لإجراء جراحة تمدد الأوعية الدموية التجريبية الحد الأدنى من المعدات التالية ضرورية:
    1. استخدام كبار المجهر الجراحي الجدول تجهيزه بشكل مثالي مع نطاق مساعد وكاميرا رقمية المجهر. استخدام سطح مسامية قابلة لإعادة الاستخدام والتشغيل للتنظيف سطح أداة لحماية مقاعد البدلاء المختبر.
    2. إعداد المواد الاستهلاكية مثل المطهرات الجلدية، المالحة الفسيولوجية، ومسحات أصغر وأكبر الشاش ومواد خياطة الجروح بما في ذلك 9-0 الغرز الصغيرة، 5-0 غير قابل للامتصاص، و3-0 خياطة للامتصاص.
    3. استخدام الأدوات الجراحية القياسية التالية: مقص جراحي، ملقط الأنسجة، رش الأنسجة اللينة أو ضام الذاتي الاحتفاظ، واثنين من البعوض المشابك الجراحية.
    4. استخدام مجموعة أساسية المجهرية الصك الذي يتضمن: حامل إبرة مجهرية منحني، واحدة المنحني واثنين microforceps على التوالي، وmicroscissor مستقيمة أو منحنية.
    5. الحفاظ على الأدوات المجهرية في طبق الكلى مليئة ملحي معقم للحفاظ على الصك غير لزجة ونظيفة أثناء الجراحة. يتم تعبئة الطبق الكلى مع حصيرة من المطاط أو القفازات الجراحية لمنع الأضرار التي لحقت نصائح من الأدوات الدقيقة. التأكد من أن جميع الإمدادات معقمة ويتم تنفيذ الإجراء مع تقنية العقيم وفقا للتوصيات الحالية لعملية جراحية بقاء على حيوانات المختبر 8-10.
    6. وبالإضافة إلى ذلك، استخدم قضيب كليب الأوعية الدموية وثلاثة المشابك الأوعية الدموية مؤقتة ارضحي. من المهم أن تستخدم المشابك لديها السلطة إغلاق منخفضة لمنع إصابة الجدار رقيقة جدا من الشريان الأورطي الفئران. أيضا بإعداد حاكم بقضبان نصف ملليمتر الحجم، وسادة مطاطية صغيرة ملونة، وإبرة حادة قصيرة.
    7. وضع الفئران في موقف ضعيف، شل على حد سواء الأمامية وهند الكفوف مع الشريط الجراحية دون تطبيق التمدد أو الضغط على الجلد، وتنحني ظهورهم مع علامة سميكة أو الكي القلم بوضعه تحت منطقة الخشب من الظهر. من المهم الحصول على أكبر قدر من العمود الفقري القطني قعس ممكن من أجل تحسين التعرض خلف الصفاق والوصول إلى الشريان الأورطي infrarenal مما يسهل مفاغرة المجهرية. ويوصى هذا المواقع لإنشاء الشريان الأورطي البطني تمدد الأوعية الدموية ولكن ليس من الضروري للحصاد الكسب غير المشروع الصدري.

2. حصاد الكسب غير المشروع

  1. Uالتخدير العام التانجو، فتح التجويف الصدري (الكسب غير المشروع بدء وقت نقص التروية). تطبيق قرصة أخمص قدميه الضارة للتأكد من أن الفئران لا يستجيب قبل الشروع في الخطوات التالية. قطع طريق جدار البطن وسط السطح البطناني، التعرف على الحجاب الحاجز فقط فوق الكبد، وقطع النسيج الضام في أسفل الحجاب الحاجز للسماح بالوصول إلى القفص الصدري. مع مقص كبير، جنبا حادة أسفل، وقطع طريق الأضلاع سنتيمتر واحد فقط اليسار واليمين من خط الوسط القفص الصدري وفتح التجويف الصدري. تتم تعبئة الرئتين إلى الجانب الأيمن من القلب. التضحية الفئران عن طريق الحقن داخل القلب مع جرعة زائدة من الكيتامين hydrochloride.Pulmonary الجذع، الوريد تحت الترقوة الأيسر، غادر الوريد الأجوف الجمجمة، والوريد azygous تتداخل مع حصاد الشريان الأورطي الصدري القريبة.
  2. الذيلية إلى عروق بارزة هناك نقطة دخول جيدة لبدء تشريح الشريان الأورطي الصدري تنازلي باستخدام مقص الصغرى وmicroforceps.
  3. تتبع الشريان الأورطي الصدري بACK من الجدار الظهري من الصدر صعودا إلى قوس الأبهر من تراجع حادة لطيف وتشريح مع المشبك الجراحية البعوض.
  4. المشبك ثم قطع الأوردة مع مقص. الحفاظ على المشابك على الأوردة واستخدامه كقاعدة ضام لفضح قوس الأبهر الأساسي.
  5. وضع غير قابل للامتصاص 6-0 الحرير ربطة فقط فوق الأول الشريان الأبهر وربي ترك.
  6. قطع الشريان الأورطي النازل أسفل الشريان تحت الترقوة الأيسر ثم تحت ربطة. تقليم يمكن القيام به من أجل الحصول على متعامدة الهندسة تمدد الأوعية الدموية موحدة، أو إذا لزم الأمر، للحصول على زاوية محددة بين محور تمدد الأوعية الدموية والشريان الأورطي. قياس الكسب غير المشروع في العرض والطول.
    ملاحظة: يمكن إما أن تحصد زرع الطعوم على الفور في الفئران المتلقي أو مواصلة تجهيزها لتحقيق decellularization الجدار الكسب غير المشروع. ويمكن تخزين الطعوم Decellularized في -4 درجة مئوية حتى إعادة زرع في وقت لاحق (الشكل 1). عشروقد تبين الإلكترونية decellularization الجدار إلى تمدد الأوعية الدموية تمدد الأوعية الدموية يؤهب للتكبير 11.

3. الكسب غير المشروع Decellularization

  1. ترقيع المانحة تجميد في الفوسفات مخزنة المالحة في -4 درجة مئوية.
  2. في اليوم التالي، ذوبان الجليد الطعوم، شطف مع الماء النقي ومنزوع الأيونات في درجة حرارة الغرفة، واحتضان لمدة 10 ساعة عند 37 درجة مئوية في 0.1٪ دوديسيل كبريتات الصوديوم.
  3. أخيرا، وغسل دوديسيل الصوديوم الطعوم المعالجة كبريتات ثلاث مرات مع الإثارة لطيف، اعادة تجميد في الفوسفات مخزنة المالحة، والحفاظ على -4 درجة مئوية حتى الاستخدام.

4. تمدد الأوعية الدموية الأنشاء

  1. تشريح الشريان الأورطي البطني
    1. بعد أن تم مخدرة الحيوان، مقطع الفراء من موقع الجراحي وتنظيف البشرة بمطهر مناسب. اختبار لعدم وجود استجابة أخمص القدمين قرصة قبل شق الجلد. بدء الداني شق 1CM إلى الأعضاء التناسلية طن موقف وسط السطح البطناني (وقت بدء التشغيل). فصل بعناية الجلد من عضلات الكامنة. نهاية تشريح واحد الى اثنين سم تحت عظمة القص.
    2. بعناية ولكن بحزم سحب عضلات البطن الأساسية لتجنب الأضرار التي لحقت الأجهزة الأساسية. تمديد قطع طولية على طول الخط ألبا صعودا إلى عملية الخنجري وتنتهي في اتجاه والذيلية على مستوى المثانة.
    3. تطبق بلطف الضغط على المثانة لتفريغها من أجل تسهيل الوصول إلى الفضاء خلف الصفاق.
    4. تحريك الأمعاء الصغيرة والأعور بارز إلى اليمين أو اليسار. التعرف على الأمعاء الغليظة وهي القولون النازل على الجزء السفلي الأيسر من تجويف البطن.
    5. قطع الرباط بين الأمعاء الدقيقة والقولون الهابط في اتجاه والجمجمة للسماح التعرض أوسع من جدار الجسم الظهرية. وضع ضام الذاتي الاحتفاظ عقد أحشاء حدة.
    6. المكان المثالي لنهاية إلى جانب تمدد الأوعية الدموية مفاغرة طق وجدت على مستوى بين كلوي والأوردة الحرقفي القطني. الشريان الأورطي البطني يكمن خلف الصفاق جزءا لا يتجزأ من الأنسجة الدهنية. أثناء تشريح إيلاء اهتمام خاص إلى إقران الحالب شفافة تقريبا والأوعية الخصية.
    7. إذا كانت هناك حاجة مزيد من التراجع من الأمعاء، استخدم مقايضة الشاش أكبر. وقعس قطني العمود الفقري الناجم خلال تحديد المواقع عن طريق وضع القلم الكي أو كائن مماثل تحت أسفل الظهر من الفئران، ويقلل بشكل كبير من الحاجة إلى الأمعاء التراجع.
    8. يتم تغطية السطح البطني من جدار الجسم الظهرية مع الصفاق الجداري رقيقة. مرة واحدة يتم فتح هذا، تصور الشريان الأورطي فقط تحتها. أثناء تشريح حاد ودقيق حادة في الشريان الأورطي البطني من الأوردة الكبيرة المجاورة فهم فقط البرانية لتجنب الأضرار التي لحقت جدار الوعاء الدموي.
    9. نادرا، تنشأ الشرايين القطنية الصغيرة، سفينة قطعي من السطح الظهري من الشريان الأورطي البطني وتتداخل مع التحضير. ربط وقطع من السفينة هو نيدائرة التنمية الاقتصادية لتجنب ناز الوراء أثناء خياطة تمدد الأوعية الدموية. استخدام ملقط المنحنية الدقيقة يمكن أن تسهل وضع رباط في العمق.
  2. نهاية إلى جانب التحام
    1. وضع وسادة مطاطية ملونة تحت الشريان الأورطي البطني ونجد أنه مع مسحة الشاش الصغيرة. إزالة النسيج الضام فضفاضة والبرانية على مستوى الموقع مفاغرة المخطط له.
    2. المشبك القاصي الأبهر البطني إلى مفاغرة أولا، ثم الداني (بداية الأبهر الوقت لقط). وهذا يضمن ملء حازم السفينة ويسهل بضع الشريان لاحق.
    3. إجراء بضع الشريان باستخدام المقص الصغير مستقيمة أو منحنية. الملقط الصغير يحمل ما يصل قطعة صغيرة جدا من جدار الوعاء الدموي لقطع شكل بيضاوي الشكل.
    4. تدفق الشريان تماما مع المياه المالحة في كلا الاتجاهين باستخدام إبرة حادة الرؤوس.
    5. وضع الغرز الأولين من هذا مفاغرة نهاية إلى جنب في نهاية الداني والقاصي من بضع الشريان (وقت البدء مفاغرة). تجنب استيعاب من جدار الوعاء الدموي مع ملقط الصغرى كلما أمكن ذلك. تأكد من أن يتم وضع كل الخيط من خلال جميع طبقات من جدار الوعاء الدموي.
    6. أداء خياطة الغرز إما مستمرة أو متقطعة. إذا ما تم اختيار خياطة توقف ثم وضع الجانب الخلفي تسعة o`clock خياطة أولا. الغرز اللاحقة يمكن البدء بصرف النظر متباعدة المتاخمة للخياطة الأولى. فهم البرانية بعناية. تجنب أي عصر / استيعاب من البطانية.
    7. عند الانتهاء من الجدار الخلفي، تحقق الجزء endoluminal من مفاغرة لخياطة الجروح في غير محله. أداء نفس الإجراءات في نفس الترتيب على الجانب الأمامي. ضمان أن أول ما مجموعه ثلاثة عقدة في خياطة غير ثابتة ولكن ليس ضيق جدا.
  3. الارقاء وإغلاق
    1. بعد اكتمال النهاية إلى جانب مفاغرة (مفاغرة نهاية الوقت)، وشطف مع المياه المالحة الموقع وإزالة المشبك البعيدة أولا للسماح ارتجاعي (نهاية الأبهر تحامل الوقت ونهاية الفساد نقص التروية منظمة الشفافية الدوليةلي).
    2. في حالة حدوث نزيف واضح من ارتجاعي قد تكون هناك حاجة لغرزة اضافية (وقت البدء من الارقاء). في حالة ناز البسيط و تحقيق الإرقاء مع ضغط لطيف على الموقع النزيف باستخدام قطعة صغيرة من الشاش مسحة.
    3. إزالة المشبك الأوعية الدموية القريبة، وشطف الموقع مفاغرة مرة أخرى، وقطع نهايات المتبقية من ربطة في تمدد الأوعية الدموية القبة.
    4. تأكيد المباح من تمدد الأوعية الدموية عن طريق الملاحظة من زيادة حجم تمدد الأوعية الدموية خلال ذروة موجة نبض الشرايين. تقييم البعيدة البطن الشريان المباح من خلال مباشر "اختبار حلب".
    5. إزالة ورقة من البلاستيك ومسحة الشاش صغيرة تحتها. دوامة الدم النابض في تمدد الأوعية الدموية خلق مرئيا بوضوح.
    6. تغطية خطوط الدرز حول مفاغرة مع قطع صغيرة من الأنسجة الدهنية أو Spongostan لالإرقاء إضافية إذا ناز الصغيرة لا تزال موجودة (وقت الانتهاء من الارقاء).
    7. إزالة الأنسجة الرخوة رش ومسحات الشاش.وضع الامعاء الصغيرة، والأعور، وكتلة الدهون مرة أخرى في وضعها الصحيح.
    8. إغلاق عضلات البطن خط الوسط باستخدام 5-0، 4-0، 3-0 أو الغرز resorbable أو غير قابل للامتصاص تليها الجلد إغلاق الجرح باستخدام تقنية خياطة مستمرة مع خياطة 3-0 resorbable polyfilament (نهاية وقت التشغيل). ملاحظة: في تسامحت خبرتنا الفئران الغرز الجلد resorbable أفضل من خيوط حيدة غير قابل للامتصاص.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تتألف سلسلة الطيار 14 الفئران. بعد ذلك تم تشغيل ما مجموعه 84 الحيوانات وفقا لبروتوكول المعروضة لعدة مشاريع بحثية بين مارس وسبتمبر 2012. إضافية 29 الحيوانات بمثابة المانحين لترقيع الشرايين كيسية. وأجريت التجارب المتبقية باستخدام الطعوم معاملة ما قبل حصادها وتخزينها من ال...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

التقدم في فهمنا لعلم الأحياء معقد من الشريان الدماغي الكيسية تمدد الأوعية الدموية يعتمد على تحليل البيانات الوبائية والسريرية، وتستكمل الدراسات المختبرية على عينات من المرضى والعمل التجريبي في النماذج الحيوانية 3،12،13.

ا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

الكتاب ليس لديهم مصلحة مالية أو تجارية في أي من الأدوية أو المواد أو المعدات المستخدمة.

Acknowledgements

The authors are solely responsible for the design and conduct of the presented study. Dr. Marbacher was supported by a grant from the Swiss National Science Foundation (PBSKP3-123454). The authors declare no conflict of interests.

Author contributions to the study and manuscript preparation include the following. Conception and design: SM, JM, JF. Acquisition of data: SM, EA, JF. Analysis and interpretation of data: SM, JF, JM. Drafting the article: SM, JF, JM. Critically revising the article: JH, MN. Statistical analysis: SM, JF. Study supervision: JF, JH, MN.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
MedetomidineAny genericon
KetaminAny genericon
BuprenorphineAny genericon
Phosphate buffered saline
Sodium dodecyl sulfate (0.1%)
3-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP824G
5-0 non absorbable sutureEthicon Inc., USA8618G
6-0 non absorbable silk sutureB. Braun, GermanyC0761060
9-0 nylon micro sutureB. Braun, GermanyG1118471
SpongostanEthicon Inc., USAMS0002
Operation microscopeLeica , GermanyM651
Digital microscope cameraSony, JapanSSC-DC58AP
Standard surgical instrumentsB. Braun, GermanyMultipleSee protocol 1.4
Microsurgical instrumentsB. Braun, GermanyMultipleSee protocol 1.5
Vascular clip applicatorB. Braun, GermanyFT495T
Temporary vascular clampsB. Braun, GermanyFT250T
Graph Pad Prism statistical software GraphPad Software, San Diego, California, USAV 6.02 for Windows

References

  1. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).
  2. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR. American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).
  3. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).
  4. Marjamaa, J., et al. Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging. at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).
  5. Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. The Journal of surgical research. , 166-191 (2011).
  6. Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91, 393-395 (2005).
  7. Marjamaa, J., et al. Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils. Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).
  8. with the support of the NC3Rs. Aseptic Technique in Rodent Surgery. , Newcastle University. cited 2014 Oct 3] Available from: http://www.procedureswithcare.org.uk/aseptic-technique-in-rodent-surgery (2014).
  9. Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).
  10. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new. , (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45, 248-254 (2014).
  12. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35, 2287-2293 (2004).
  13. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms. Acta neuropathologica. , 123-773 (2012).
  14. Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility. AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).
  15. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).
  16. Marjamaa, J., et al. High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model. Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

92

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved