Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

وقد برز تحفيز العصب المبهم (VNS) كأداة للحث على اللدونة متشابك المستهدفة في الدماغ الأمامي لتعديل مجموعة من السلوكيات. يصف هذا البروتوكول كيفية تنفيذ VNS لتسهيل توطيد الذاكرة الخوف الانقراض.

Abstract

Extinction describes the process of attenuating behavioral responses to neutral stimuli when they no longer provide the reinforcement that has been maintaining the behavior. There is close correspondence between fear and human anxiety, and therefore studies of extinction learning might provide insight into the biological nature of anxiety-related disorders such as post-traumatic stress disorder, and they might help to develop strategies to treat them. Preclinical research aims to aid extinction learning and to induce targeted plasticity in extinction circuits to consolidate the newly formed memory. Vagus nerve stimulation (VNS) is a powerful approach that provides tight temporal and circuit-specific release of neurotransmitters, resulting in modulation of neuronal networks engaged in an ongoing task. VNS enhances memory consolidation in both rats and humans, and pairing VNS with exposure to conditioned cues enhances the consolidation of extinction learning in rats. Here, we provide a detailed protocol for the preparation of custom-made parts and the surgical procedures required for VNS in rats. Using this protocol we show how VNS can facilitate the extinction of conditioned fear responses in an auditory fear conditioning task. In addition, we provide evidence that VNS modulates synaptic plasticity in the pathway between the infralimbic (IL) medial prefrontal cortex and the basolateral complex of the amygdala (BLA), which is involved in the expression and modulation of extinction memory.

Introduction

يوفر تكييف الخوف الكلاسيكية نموذج حيواني تستخدم على نطاق واسع لدراسة الأساس البيولوجي للاضطرابات القلق. خلال تكييف الخوف، ويقدم حافز مكره (المثير غير الشرطي، الولايات المتحدة، على سبيل المثال، وهو footshock) بالتزامن مع التحفيز محايد، مثل لهجة و / أو سياق (التحفيز مكيفة، CS). خلال تكييف الخوف، تتشكل جمعيات بين CS والولايات المتحدة. في نهاية المطاف تقديم CS يتسبب وحده استجابة الخوف (استجابة مشروطة؛ CR). في خوف الانقراض، وقدم CS مرارا وتكرارا في غياب الولايات المتحدة، مما تسبب في CR للحد تدريجيا 1. وبالتالي، انقراض الخوف مشروط هو عملية نشطة التي يتم الموهن الاستجابات السلوكية مخيفة للمثيرات محايدة عندما لم يعد التنبؤ بالنتائج مكره. انقراض الردود مشروطة يتطلب ثبات الذكريات الجديدة التي تتنافس مع الجمعيات المستفادة. ومن السمات المميزة لاضطرابات القلق هي IMPAانقراض IRED 2-4. وبالتالي، انقراض الخوف مشروط في النماذج الحيوانية تعد بمثابة نموذج هام لكل من التعلم المثبطة وكنموذج من العلاج السلوكي لاضطرابات القلق الإنسان 5،6.

لأن هناك تطابقا وثيقا بين الخوف والقلق البشري، ويعتقد أن هذه الدراسات يمكن أن توفر نظرة ثاقبة لطبيعة بيولوجية من الاضطرابات المتعلقة القلق مثل اضطراب ما بعد الصدمة، وسوف تساعد على وضع استراتيجيات للتعامل معها. هدف مهم من البحوث قبل السريرية هو لمساعدة التعلم والانقراض للحث على اللدونة المستهدفة في الدوائر الانقراض لتعزيز التعلم الانقراض. تحفيز العصب المبهم (VNS) هو نهج neuroprosthetic الغازية الحد الأدنى التي يمكن استخدامها لتوفير التشكيل الزماني ودائرة محددة ضيقة من مناطق الدماغ ونقاط الاشتباك العصبي تشارك في مهمة مستمرة. وكانت سلسلة من الدراسات التي أجريت مؤخرا من مجموعة مايكل Kilgard في جامعة تكساس في دالاس ديكأظهرت أن الاقتران VNS مع منفصلة المنبهات الحسية أو الحركية (على سبيل المثال، لهجة أو سحب رافعة) فعالة للغاية في تعزيز اللدونة القشرية لعلاج طنين 7، أو للتغلب على العجز الحركي التالية السكتة الدماغية 10/08. بالإضافة إلى ذلك، غير الوحدة VNS أن يحدث في غضون فترة زمنية قصيرة النافذة بعد التعلم يعزز بالمثل اللدونة القشرية ويعزز توطيد الذاكرة في الفئران والبشر 11-13.

النظر في دور العصب المبهم في مسار غير المتجانسة، فإنه ليس من المستغرب أنه يمكن أن تشارك في تحوير الذكريات واللدونة متشابك. درجة عالية من الأحداث العاطفية تميل إلى إنتاج ذكريات أقوى من ذكريات غير عاطفية. هذا هو الأرجح بسبب تأثير هرمونات التوتر على توطيد الذاكرة. Posttraining إدارة هرمون التوتر الأدرينالين يعزز توطيد الذاكرة في الحيوانات البشرية وغير البشرية، ولكن الأدرينالين لا يعبر الدم في الدماغ من العوائق 14، 15 . لذلك، يجب أن الإجهاد الناجم عن إطلاق الأدرينالين يؤثر على الدماغ بطريقة غير مباشرة لتعزيز توطيد الذاكرة. وتشير أدلة قوية على أن العصب المبهم قد يكون الرابط بين تعميم الأدرينالين والدماغ. وجدت مياشيتا ويليامز 16 أن إدارة النظامية من الأدرينالين زيادة المبهم اطلاق العصبية، وزيادة مستويات بافراز في اللوزة 17. إدارة النظامية من الأدرينالين لا يعزز توطيد الذاكرة عندما يتم حظر مستقبلات β الأدرينالية في اللوزة 18 مما يدل على أن العصب المبهم يلعب دورا في مسار الذي يحول التجارب إثارة عاطفيا إلى الذاكرة الطويلة الأمد.

وبالتالي، الاقتران VNS مع التدريب لديه القدرة على تعزيز تغيرات في الدماغ التي تدعم تعزيز الذاكرة والتعرض للمنبهات مكيفة في غياب التعزيز يعزز توطيد التعلم الانقراض في الفئران 19،20. نحن هنا وصف استخدام VNS لأداة سا لتعزيز اللدونة القشرية وتسهيل انقراض استجابة الخوف مشروطة.

Protocol

تتم جميع الإجراءات الموضحة في هذا البروتوكول وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة للرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية، والتي وافق عليها لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي من جامعة تكساس في دالاس.

1. بناء VNS الكفات

  1. إنشاء أداة الحفر بالنشر قبالة نهاية حادة من إبرة 22 ½ G.
  2. تشغيل نهاية حادة الآن من 22 ½ G إبرة على ملف المعدنية عدة مرات لتمهيدها. عقد الإبرة بزاوية 45º إلى ملف وتشغيله عدة مرات خلال الملف في حين تناوب عليه. سيؤدي هذا المعدن لتصبح أرق ولف الداخل. تنبيه: إدراج غيض من مشرط في نهاية قطع من إبرة وتناوب مع بعض قوة الهبوط في فض المعدن.
  3. استخدام مناظير مكبرة لتنفيذ الخطوات المتبقية في القسم 1.
  4. باستخدام مشرط (10 أو 15 شفرة) قطع 4 مم شرائح من الأنابيب.
  5. مكان واحد قطعة 4 مم علىمثقاب صغير أو أداة أخرى مماثلة في الشكل. هذا ومن المقرر أن يعقد الأنابيب في المكان في حين يتم التلاعب بها.
  6. حفر 4 ثقوب في أنابيب (الشكل 1A). يجب أن الثقوب جعل أربع نقاط من 2 مم 2 مم مربع وينبغي أن تكون نظيفة من دون حواف خشنة.
    ملاحظة: أداة الحفر يحتاج إلى resharpened (الخطوة 1.2) كل 2 أو 3 ثقوب. صعوبة مع هذه الخطوة يكاد يكون من المؤكد بسبب أداة الحفر غير حاد بما فيه الكفاية.
  7. مع الأنابيب لا تزال على قمة الحفر، واستخدام مشرط لقطع الأنابيب بالطول بين الثقوب بحيث اثنين من الثقوب في نهاية المطاف على جانبي قطع (الشكل 1B).
  8. باستخدام إبرة خياطة وخيوط الجروح، وتمرير الخيط من خلال الثقوب لإنشاء تزوير لوضع النهائي للصفعة حول العصب المبهم. نبدأ مع إبرة داخل الكفة وتمريرها من خلال واحدة من الثقوب، ثم انتقل مرة أخرى من خلال ثقب المجاور من الخارج (الشكل 1C). ربط الخيوطد معا ~ 2 سم من البلاستيك بحيث أنابيب وخيط جعل مثلث. السماح ~ 8 سم من الخيط بعد عقدة وتقليم. كرر العملية الثقوب على الجانب الآخر من الخفض. الأنبوب هو الآن على استعداد ليكون السلكية.
  9. إعداد الأسلاك لالأصفاد.
    1. قطع البلاتين الايريديوم الأسلاك إلى 70 ملم القطاعات.
    2. باستخدام أفضل نصيحة للشعلة والمجوهرات، وإنشاء لهب حاد مع مركز الأزرق الذي هو المكرر قدر الإمكان، واستخدامها لتجريد ~ 1 سم من الطلاء البلاستيكي من الأسلاك. تطبيق مركز الأزرق الشعلة إلى نهاية تجريده من السلك لإنشاء كرة صغيرة. تطبيق مركز الزرقاء من اللهب لعدة نقاط من الجزء العاري لدمج فروع سبعة معا. وسلك في هذه البقع تظهر على شبك.
    3. على الطرف الآخر من السلك، تطبيق مركز الزرقاء من اللهب حتى النهاية لإنشاء كرة صغيرة. تقليل تجريد البلاستيك على تحقيق هذه الغاية.
  10. سلك الكفة (1D الشكل).
    ملاحظة: سانتويجب أن يتم ملاحظة في القسم 1.10 تحت مناظير مكبرة.
    1. الشريط الكفة أسفل باستخدام الخيوط بحيث يتم توجيه ذلك مع خفض يعمل أفقيا. سحب المواضيع ضيق بحيث يتم سحبها الكفة مفتوحة ثم شريط أسفل المواضيع.
    2. فهم في نهاية تكور من الجانب تجريده من السلك استعداد مع # 5 ملقط، ودفع من خلال ثقب أسفل اليمين. سحب ملقط للخروج من الحفرة، وترك في نهاية السلك في وسط الكفة.
    3. إعادة فهم نهاية تكور من سلك تجريد (الآن في منتصف صفعة) ودفعها من خلال ثقب العلوي الأيمن. سحب ملقط للخروج من الحفرة، وترك السلك مرت تماما من خلال الكفة وفضفاضة على الجانب العلوي من صفعة.
    4. إعادة فهم نهاية تكور من سلك تجريد (الآن خارج صفعة على الجانب العلوي)، ودفع مرة أخرى من خلال ثقب العلوي الأيمن من الداخل. مواصلة القيام بذلك حتى السلك هو في مكان آمن: الاختبار عن طريق الجر على الطرف الآخر من السلك.
      ملاحظة:خلال هذه العملية من الأهمية بمكان التفريق بين جردت / أجزاء معزولة من السلك. يجب تجريد السلك الذي يتوضع في نهاية المطاف في "الحوض" من الكفة، ولكن يجب أن تكون معزولة كل شيء دون ثقوب أسفل (خارج صفعة على الطرف السفلي). وهذا يضمن إيصال التيار فقط إلى العصب المبهم.
    5. فهم في نهاية تكور من الجانب معزول ودفعها من خلال ثقب الأيمن السفلي من الداخل من الكفة، حلقات حولها مرة واحدة.
    6. كرر الخطوات 1.10.2 - 1.10.5 على الجانب الأيسر من صفعة بحيث سلكين في نهاية المطاف الثابتة للأنابيب، واحد على الجانب الأيمن والآخر على الجانب الأيسر.
    7. وضع دبوس من الذهب في ذراع يد العون مع فتحة مواجهة. ملء الحفرة مع تدفق.
    8. لحام نهاية معزول من السلك (مرفق الآن إلى صفعة) في دبوس.
    9. السماح للجندى لتبريد، ومن ثم تذوب مرة أخرى. وهذا يضمن وجود اتصال جيد بين نهاية السلك وطnside من دبوس. تطبيق المزيد من جندى إذا لزم الأمر. تكرار للسلك الثاني.
    10. مع الخيوط التي تعمل للحق، بمناسبة قمة الكفة مع علامة دائمة. بمناسبة أيضا دبوس من الذهب تعلق على الرصاص العلوي.

2. بناء مترسة الرأس لتنشيط العصب الحائر الإدخال الموقع

  1. قطع 30 مم شرائح 26 AWG الأسلاك النحاسية. تجريد جزء صغير على كل نهاية.
  2. قطع في نهاية ضيقة من دبابيس الذهب فضفاضة وحام نهاية تجريده من السلك إلى نهاية قطع من الذهب دبوس. إنشاء مجمعين سلك / دبوس لكل موقع المدخلات المطلوبة. وضع الموصل في يد العون وحام نهاية السلك من مركب سلك / دبوس إلى كل من اثنين من الأسنان fluxed الموصل (الشكل 2G).
  3. علامة واحدة من الأسلاك مع sharpie. أثناء الجراحة، وضع الغرسة مع السلك منقاري ملحوظ إلى سلك غير المراقب.

3. VNS جراحة

  1. إنشاء الأدوات الزجاجية المخصصة لمعالجة vaguالصورة الأعصاب أثناء الجراحة.
    1. استخدام الزجاج البورسليكات لسحب micropipette بحيث يكون لها طرف مدبب طويل. إذا لم مجتذب ماصة متاح، وكسر الزجاج لإنشاء حافة أطول.
    2. عقد نهاية غير مدبب من ماصة بقطعة قماش سميكة (لمنع الحروق) واضغط على كسر نهاية مدبب / إلى سطح مقاوم للحريق على نحو سلس أثناء تطبيق اللهب الأزرق من شعلة المجوهرات إلى نهاية مدبب. الزجاج سوف ينحني كما يتم الضغط عليه إلى السطح. تطبيق اللهب حتى ربط أو أشكال شكل J.
  2. العمليات الجراحية VNS
    1. جمع وتعقيم جميع الأدوات. إعداد، منطقة العمليات الجراحية ساخنة الصحية.
    2. تخدير الحيوانات مع الكيتامين / زيلازين (85 ملغ / كغ، 5mg / كغ، IP). تقييم عمق الطائرة التخدير عن طريق مراقبة الالفاظ الحيوان والانسحاب ردود الفعل في الاستجابة إلى أخمص القدمين و / أو الذيل معسر.
    3. يحلق أعلى الرأس والجانب الأيسر من الرقبة الحيوان. حماية العينين الحيوان مع شركة التعدينالنفط القاعدة أو مرهم للعين. تطبيق محلول اليود التطهير بشاش ثم الكحول بشاش إلى المناطق حلق. أكرر مرة واحدة.
    4. حقن 0.05 مل marcaine تحت الجلد في الجزء العلوي من الرأس والسماح للبلعة لتفريق حين وضع الحيوان في الصك التجسيمي.
    5. استخدام مشرط لجعل شق في الجلد على الجمجمة لفضح كل من امدا وbregma. إعداد مسار الكفة باستخدام الملقط حادة لنفق تحت الجلد من موقع شق من الناحية اليسرى في الجبهة من الأذن إلى الجانب الأيسر من الرقبة.
    6. سحب موقع شق مفتوح مع المرقأة. باستخدام قطعة قطن، وتطبيق بيروكسيد الهيدروجين في الجمجمة يتعرض لإزالة أي نوع من الأنسجة المتبقية.
    7. باستخدام مشرط، حفر اثنين من الثقوب بداية الضحلة في الجمجمة لوضع مسامير الربط. وينبغي أن توضع بعيدا بما فيه الكفاية الى جانب اتاحة الفرصة غرفة للزرع، ولكن ليست قريبة جدا من الأنسجة المحيطة بها. تجنب وضع مسامير مباشرة على خط الوسط.
      1. مع قوةملاحظة ومفك، حملة لولب العظام في كل من الثقوب. يجب أن تكون مسامير ضيق في الثقوب، مع قبعات 2-3 مم فوق سطح الجمجمة للسماح للغرفة لالاكريليك لملء تحت وحول مسامير.
    8. ملء الفراغ تحت، حولها، وبين مسامير مع كمية صغيرة من الاكريليك، وتجنب الأنسجة المحيطة بها. ثم ضع كمية أكبر من الاكريليك في وسط الجمجمة بين المسمارين.
    9. الاستيلاء على الزرع حتى يتم توجيه الأسلاك ملحوظ منقاري إلى سلك تحمل علامات ومكان بسرعة عملية الزرع في الاكريليك، مع الحرص على عدم الحصول على الاكريليك إلى دبابيس الذهب، ومنطقة قفل، أو موقع الإدخال على القمة. مرة واحدة في وضع السماح لضبط ~ 5 دقائق حتى تجف. ويمكن أيضا أن يتم ذلك باستخدام ذراع التجسيمي للحصول على الدعم. ملء أي شقوق أو فجوات بين الزرع والجمجمة مع مزيج اللزوجة المنخفضة من الاكريليك. السماح ليجف.
    10. استخدام مناظير مكبرة لتنفيذ الخطوات المتبقية في القسم 3.2.
    11. إزالة عشرالبريد الحيوان من الصك التجسيمي. وضع الحيوان على جانبها الأيمن، وتناوب عليه قليلا نحو موقف بطني.
    12. إجراء شق صغير حوالي أكثر من حبل الوريد الأيسر. وينبغي أن يكون عظم الفك والترقوة مسافة واحدة تقريبا لموقع شق. توسيع شق باستخدام تشريح حادة حتى يتم الوصول إلى الطبقة العضلية. يجب أن يكون قصي خشائي، قصي لامي، واللامية الكتفية العضلات مرئية. استخدام الكامشات العضلات للحفاظ على موقع مفتوحة.
    13. يواصل تشريح حادة على طول الشقوق الطبيعية بين العضلات. ابحث عن النبض من الشريان السباتي. سوف يتوجه من خلال العضلات نحو ينبض كشف الشريان السباتي. سحب عضلات الظهر مع ضام العضلات. غمد تحتوي على الشريان السباتي يحتوي أيضا على العصب المبهم. فظة بعناية تشريح غمد مع مقص.
    14. تحديد العصب المبهم. وهو أكبر عصب في غمد السباتي وعادة ما تكون الى جانب والحيوان الأيسر من الشريانولكن يمكن العثور على أي من الجانبين. التبديل إلى الأدوات الزجاجية المخصصة وفصل العصب المبهم من الشريان السباتي. وينبغي أن يكون العصب خالية من أي نوع من الأنسجة الأخرى لا يقل عن 5 مم.
    15. من شق على رأسه، وذلك باستخدام الخيوط على جانب الكفة المقابلة ليؤدي، وسحب الكفة من خلال نفق تحت الجلد التي سبق بالملقط أو المرقأة الصغيرة. دفع من خلال الأنسجة في موقع شق على الرقبة.
    16. رفع بلطف العصب حتى باستخدام الأدوات الزجاجية ودفع المواضيع على جانب الكفة المقابلة ليقود تحت العصب. سحب المواضيع على طول الطريق من خلال، مع الحرص على عدم فرك ضد العصبية. يجب أن تكون الكفة متاخم لالعصبية.
    17. التأكد من أنها موجهة الكفة مع 'رأس' الجانب ملحوظ متفوقة. إسقاط الأعصاب في منتصف الكفة. يجب أن العصب الآن تكمن في كلا الأسلاك في القاع الكفة (الشكل 2B). ربط الخيوط معا لإغلاق الكفة.
    18. على مترسة الرأس، والمكونات دبابيس تعلق على الكفة إلى دبابيس الذهب على موقع مدخلات التحفيز. المكونات دبوس ملحوظ في دبوس من الذهب تعلق على الأسنان الأكثر الأمامي على موقع مدخلات المحاكاة.
    19. للتحقق من أن الكفة يحفز بشكل صحيح العصب المبهم، نفذ وقف التنفس الاختبار من قبل، وربط مشجعا للموقع مساهمة التحفيز على مترسة الرأس وتشغيل التحفيز (0.2 مللي أمبير، 60 هرتز، تصل إلى 10 ثانية). يجب أن يتوقف التنفس لفترة وجيزة، وينبغي أن ينخفض ​​معدل ضربات القلب، والتحقق من وظيفة الكفة.
    20. تأمين العلامات على موقع مدخلات التحفيز مع الاكريليك. تغطية الأسلاك وتحقق من أن يتعرض دبابيس وأسلاك لا تؤدي إلى دوائر قصيرة. استخدام الاكريليك لضمان سلاسة على أي عقبات أو لملء أي ثغرات. السماح ليجف.
    21. خياطة أغلقت كلا الموقعين شق. حقن 0.05 مل marcaine تحت الجلد بالقرب من موقع شق الرقبة. تطبيق مرهم مضاد حيوي لشق المواقع. اختياريا، وترك موصل الذكور في مكان على موقع مدخلات التحفيز لمنع تلف أو انسداد أثناء عملية الشفاء.
    22. علاج مع المضادات الحيوية ومتابعة الرعاية القياسية بعد العمليات الجراحية بما في ذلك التسكين المناسب. عودة الحيوانات إلى مرفق إيواء الحيوانات بعد أن تستعيد الحركة. سماح 5 أيام للتعافي. لضمان طول العمر الأقصى وظيفة مترسة الرأس، حيوانات المنزل منفردة للفترة المتبقية من التجربة.
      ملاحظة: الفئران الشام VNS الخضوع لعملية جراحية نفسها، ومع ذلك تم تصميم الدائرة لقصيرة في مستوى مترسة الرأس (أي، هو مزروع في مترسة الرأس ويتم فصل العصب المبهم من الشريان السباتي، ولكن يتم وضع أي صفعة الكهربائي في جميع أنحاء العصب).

4. السمعية تكييف الخوف

ملاحظة: هذا البروتوكول تكييف الخوف هو أكثر كثافة من أكثر 21 لأن الهدف من هذه التجارب هو تعزيز الانقراض. معتدلا مع تكييف الخوف من أن تنطفئ بسهولة، ويمكن لها تأثير الكلمة يحجب هذا التعزيز.

  1. حيوانات المنزل على 12 ساعة ضوء / دورة الظلام مع إعلان بالمال وبالشهرة أيضا الحصول على الغذاء والماء. التعامل مع الحيوانات يوميا خلال التعافي من الجراحة.
  2. إعداد جهاز تكييف والاختبار، والتي تتكون من مربع هواء فعال يضم في الغرفة-الموهن الصوت (الشكل 2C). مربع هواء فعال له جدران من البلاستيك الشفاف، 20 × 20 × 20 سم، ويحتوي على الفولاذ المقاوم للصدأ شبكة الكلمة التي يتم توصيلها إلى مولد صدمة القدم. استخدام البيت الأبيض ضوء لإلقاء الضوء على غرفة لتسجيل الفيديو. استخدام كيلوهرتز 9، 85 ديسيبل SPL النغمة مثل التحفيز مشروط.
  3. السلوك سجل باستخدام الكاميرا الرقمية الموجودة داخل الغرفة، فوق مربع هواء فعال. عرض ورصد الدورة على جهاز كمبيوتر تقع خارج الغرفة السلوك. حفظ ملفات الفيديو لتحليلها لاحقا.
  4. مسح غرف مع الايثانول 70٪ قبل وبعد كل دورة للقضاء على العظة الشمية.
  5. الخوف شرط الفئران لمدة 2 يوم (الشكل 3A). تأكد من أن الفئران ليست فييخشى الحظ من لهجة من خلال تقديم 5 طن (9 كيلو هرتز، 85 ديسيبل، 30 ثانية) في اليوم الأول. تأكد من أن مستويات تجميد تكاد لا تذكر.
    1. اتبع هذه العروض لهجة الأولية مع 8 لهجة footshock (1 ثانية، و 0.5 مللي أمبير) حدودا على كل من 2 أيام متتالية. تكرار حدودا لهجة footshock مرة أخرى في اليوم الثاني. تختلف بين التحفيز الفاصلة (ISI) بين 2 و 4 دقيقة، بمتوسط ​​3 دقائق لكل المحاكمة. بطريقة عشوائية النقطة التي الصدمة يحدث خلال لهجة.
  6. في اليوم الثالث، اختبار قوة للرابطة لهجة / الصدمة. لعب 4 طن مع ISI 3، 4، أو 5 دقائق (4 دقائق في المتوسط) في غياب footshocks وتسجيل سلوك الحيوانات تجميد خلال العروض لهجة وخلال فترة ما بين التحفيز-فترات باعتبارها تدابير للاستجابة الخوف مكيفة (CFR).
  7. في يوم 4، يبدأ التدريب الانقراض مع VNS أو الشام VNS.
    1. المكونات الفئران في مشجعا عن طريق إدخال موصلات للذكور من stimulatoص في ​​موقع مدخلات التحفيز. مكان الحيوانات في الغرفة (الشكل 2A، 2C). تعيين مشجعا إلى 0.4 مللي أمبير، و 500 ميكرو ثانية عرض النبض في 30 هرتز. تعيين التحفيز لمدة إجمالية قدرها 30.15 ثانية، بدأ 150 ميللي ثانية قبل ظهور لهجة. الحيوانات لعب 4 نغمات (كما في الخطوة 4.6) وإقران كل عرض لهجة مع VNS أو الشام VNS.
  8. اختبار دوري للسلامة الكهربائية من صفعة ومدخلات الموقع باستخدام الذبذبات.
    1. المكونات الحيوان في وضعها الطبيعي كما وتقسيم الإخراج من التحفيز والتشجيع لالذبذبات.
    2. تعيين مجموعة على الذبذبات كما -20 V إلى +20 V وتشغيل التحفيز. الموجي من التحفيز 30 هرتز يجب أن يكون مرئيا على الذبذبات. التحفيز تتجاوز 10 V في حجم تشير مقاومة عالية وصفعة يعمل بشكل غير صحيح أو اتصال في موقع مدخلات التحفيز.
  9. لاختبار تأثير VNS على التدريب الانقراض تشغيل اختبار CFR الثاني (كما في الخطوة 4.6)في يوم 5. تسجيل الوقت الذي يقضيه تجميد أثناء العروض التقديمية لهجة ومقارنة لتجميد خط الأساس المسجل خلال اختبار CFR الأول (الخطوة 4.6).
  10. تحليل أشرطة الفيديو باستخدام مراقب مستقل وهو أعمى لظروف العلاج. قياس الوقت الذي يقضيه تجميد أثناء العروض التقديمية لهجة باستخدام ساعة توقيت. تجميد يعرف بأنه الجمود الكامل، وخلالها الفئران يسلك التنفس السريع، رئيس خفضت، ونشر الكفوف 22. يمكن تقسيم تحليل السلوك تجميد إلى مرحلتين: خلال عرضه لهجة وأثناء الفاصل الزمني بين التحفيز.

5. في فيفو تسجيلات مستدعى امكانات الحقل

ملاحظة: هذه الخطوة اختيارية. يتم تسجيل امكانات الحقل أثار للدروع 24 ساعة بعد اختبارات الإعادة (يوم 5) في الفئران تخدير الأيزوفلورين التي تقام في جهاز التجسيمي، وفقا للإجراءات القياسية 23،24.

  1. جمع وتعقيم جميع الأدوات.
  2. لحث التخدير مع isoflurane (5٪ في الأكسجين 100٪، معدل التدفق 1L / دقيقة) في غرفة البلاستيك الشفاف. تقييم عمق الطائرة التخدير عن طريق مراقبة الالفاظ الحيوان والانسحاب ردود الفعل في الاستجابة إلى أخمص القدمين و / أو الذيل معسر. استخدام الزيوت المعدنية أو مرهم للعين لحماية العينين.
  3. حقن 0.05 مل marcaine تحت الجلد في الجزء العلوي من الرأس والسماح للبلعة لتفريق. استخدام مشرط والمرقأة لإزالة مترسة الرأس من الجمجمة. استخدام القوة أقل قدر ممكن لتجنب حجب bregma.
  4. وضع الحيوان في الصك التجسيمي. استخدام مشرط لتوسيع شق لفضح كل من امدا وbregma. الحفاظ على الطائرة التخدير مع isoflurane (3٪ في الأكسجين 100٪، معدل التدفق 1 لتر / دقيقة) عن طريق الرؤوس.
  5. حفر ثقوب في الجمجمة فوق القشرة قبل الجبهية infralimbic (IL) واللوزة basolateral (BLA). يخفض الميكروية الزجاج (2M بوكل؛ 1-2 MOhms المقاومة) في جيش تحرير بلوشستان (D / V: 7.2، A / P: 2.7، M / L: 4.9 من bregma) وstimulatايون الكهربائي في المنطقة IL من قشرة الفص الجبهي وسطي (D / V: 4.6، A / P: 3.0 M / L: 0.7 من bregma) (الشكل 4A).
  6. تحفيز IL لاستحضار العبوات الخارقة للدروع في جيش تحرير بلوشستان. تم الحصول على بيانات هو مبين في الشكل 4 بالإعدادات التالية: A نبض التحفيز من 0.3 مدة ميللي ثانية، وذلك باستخدام كثافة التحفيز التي تتوافق مع 40٪ من الكثافة الحالية الحد الأدنى الذي أثار رد فعل ميدان القصوى (على أساس منحنى المدخلات والمخرجات تحديدها قبل جمع البيانات الأساسية)، تسليم كل 15 ثانية.
  7. جمع البيانات الأساسية لمدة لا تقل عن 10-15 دقيقة قبل تحريض اللدونة متشابك.
    ملاحظة: بروتوكول يستخدم لاستحضار اللدونة متشابك سوف تختلف مع متطلبات التجارب، ويجب أن يتم اختيار بعناية من قبل كل مجرب. وتظهر بيانات في الشكل 4C التغييرات في EFP التالية 3 رشقات نارية من 100 البقول في 50 هرتز (2 ثانية)، مع فترات بين انفجار 20 ثانية في شدة التيار الدنيا التي تستثيرد أقصى قدر من الاستجابة الميدانية.
  8. قياس السعة من المتفجرات المخترقة للدروع والتي تمثل الفرق بين متوسط ​​نافذة مللي ثانية 5 قبل القطع الأثرية التحفيز ومتوسط ​​نافذة 5 ميللي ثانية حول 20-25 ميللي ثانية بعد القطع الأثرية التحفيز، الموافق ذروة السلبية للإمكانات المجال. تطبيع البيانات الأساسية وتحديد متوسط ​​خط أساس 10 دقيقة الى 100٪. استخدام سعة EFP بلغ متوسط ​​فترة 10 دقيقة أخرى بعد تحريض اللدونة (على سبيل المثال، 40-50 دقيقة بعد الاستقراء) لتقييم التغيرات على المدى الطويل في EFP السعة.
  9. بعد نهاية تسجيل قطع رأس تخدير الحيوان واستخراج الدماغ. إعداد الأنسجة للتحقق النسيجي للوضع قطب كهربائي.

النتائج

يوضح هذا القسم أمثلة من النتائج التي يمكن الحصول عليها باستخدام VNS في تركيبة مع التعلم الانقراض للحد من التعبير عن استجابة الخوف مكيفة في الفئران. ليوم 1 و 2 (السمعية تكييف الخوف)، تم تدريب الفئران على مهمة تكييف الخوف السمعية التي تم إقران footshocks مع لهجة. في يوم 3 (قبل اخ?...

Discussion

نقدم هنا البروتوكول الذي يستخدم لتسهيل انقراض الخوف مشروط خلال جلسة واحدة من التعرض للمنبهات مشروطة 19 و لتعديل اللدونة في مسار بين القشرة infralimbic واللوزة basolateral التي قد توسط الانقراض التعلم 20. خطوة حاسمة لنجاح هذا البروتوكول هو تسليم مناسب من VNS خلال التدر?...

Disclosures

The authors have no competing interests or conflicts.

Acknowledgements

This research was supported by the National Institute of Mental Health MH 086960-01A1 (Christa K. McIntyre).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Alcohol
AtropineFisherA0132-5G
BetadineHenry Schein69066950
Hydrogen peroxide CVS209478
KetamineHenry Schein 1129300
MarcaineHenry Schein6312615
Mineral OilCVS152355
NeosporinCVS629451
OxygenHome Depot304179
PennicillinFisherPENNA-10MU
PropaneHome Depot304182
XylazineHenry Schein4019308
Tools
Jewelery TorchSmith Equipment23-1001D
Sewing NeedleWalgreens441831
#5 Forceps (2)Fine Science Tools11254-20
Soldering IronHome Depot 203525863
AmScope SM-4TX-144A 3.5X-45X Circuit Board Boom Stereo Microscope + 144 LEDAmScopeSM-4TX-144A
Helping HandsA-M Systems 726200
Scalpel Blade HolderFine Science Tools10003-12
Metal FileHome Depot6601
RulerHome Deopt202035324
Curved Hemostats Fine Science Tools130009-12
Fine ScissorsFine Science Tools14058-09
SpatulaFine Science Tools
Small ScrewdriverHome Depot646507
Magnetic Fixator Retraction SystemFine Science Tools18200-04, 18200-01, 18200-05
Heating PadWalgreens30294
ClippersWalgreens277966
SharpieStaples125328
Ring ForcepsFine Science Tools11103-09
Custom Micropipette Glass Tools (J shape and Straight) - Borosilicate glassSutter InstrumentB150-110-10
Adson ForcepsFine Science Tools11006-12
Cuffs
TubingBraintree Scientific IncMRE-065
Platinum Iridium WireMedwire10IR9/49T
Gold PinsMill-Max1001-0-15-15-30-27-04-0
Suture ThreadHenry Schein100-5797
22 G NeedlesFisher 14-815-525
Paper TapeFisher 03-411-602
SolderHome Deopt327793
Flux Home Deopt300142
Scalpel Blade, 10 or 15Stoelting52173-10
Silastic Laboratory Tubing .51 mm ID x .94 mm ODFisher 508-002
Headcaps
Connector Pieces (male)Omnetics Connector CorporationA25001-004
Headcap pieces (female)Omnetics Connector CorporationA24001-004
Teets Dental Acrylic, Liquid and PowderA-M Systems525000, 526000
26 Gauge Solid Copper WireStaples1016882  
Surgery
Bone ScrewsStoelting+CB33:C6151457
Scalpel Blades, 10 or 15Stoelting52173-10
1 ml syringesFisher14-826-261
22 G NeedlesFisher 14-815-525
27 G NeedlesFisher14-826-48
2" x 2" GauzeFisher22-362-178
SwabsFisher19-120-472
Puppy PadsPetCo1310747
Kim WipesFisher06-666-A
Chamber and Behavioral Setting 
Husky Metal Front Base Cabinet (30WX19DX34H)Home Depot100607961
Quiet Barrier­ HD Soundproofing Material (Sheet) (PSA)soundproofcow.com10203041
Convoluted Acoustic Foam Panelsoundproofcow.com10432400
Isolated Pulse Stimulator Model 2100A-M Systems720000
Digital Camera - Logitech Webcam C210LogitechB003LVZO88
MatLabMathworks.com
Sinometer 10MHz Single Channel OscilloscopeSinometerCQ5010C
OxyLED T-01 DIY Stick-on Anywhere 4-LED Touch Tap LightOXYLEDB00GD8OKY0
5k ohm potentiomterAlpha ElectronicsB00CTWDHIO
Extech 407730 40-to-130-Decibel Digital Sound Level MeterExtech InstrumentsB000EWY67W
DSCK-C Dual Output, scrambled shockerKinder Scientific Co

References

  1. Quirk, G. J., Mueller, D. Neural mechanisms of extinction learning and retrieval. Neuropsychopharmacol. 33 (1), 56-72 (1038).
  2. Milad, M. R., Orr, S. P., Lasko, N. B., Chang, Y., Rauch, S. L., Pitman, R. K. Presence and acquired origin of reduced recall for fear extinction in PTSD: results of a twin study. J Psychiat Res. 42 (7), 515-520 (2008).
  3. Jovanovic, T., Norrholm, S. D., Blanding, N. Q., Davis, M., Duncan, E., Bradley, B., Ressler, K. J. Impaired fear inhibition is a biomarker of PTSD but not depression. Depress Anxiety. 27 (3), 244-251 (2010).
  4. Norrholm, S. D., et al. Fear extinction in traumatized civilians with posttraumatic stress disorder: relation to symptom severity. Biol Psychiat. 69 (6), 556-563 (2011).
  5. Phelps, E. A., LeDoux, J. E. Contributions of the amygdala to emotion processing: from animal models to human behavior. Neuron. 48 (2), 175-187 (2005).
  6. Pape, H. C., Paré, D. Plastic synaptic networks of the amygdala for the acquisition, expression, and extinction of conditioned fear. Physiol Rev. 90 (2), 419-463 (2010).
  7. Engineer, N. D., et al. Reversing pathological neural activity using targeted plasticity. Nature. 470 (7332), 101-104 (2011).
  8. Porter, B. A., et al. Repeatedly pairing vagus nerve stimulation with a movement reorganizes primary motor cortex. Cereb Cortex. 22 (10), 2365-2374 (2012).
  9. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. 45, 3097-3100 (2014).
  10. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehab Neural Re. 28 (7), 698-706 (2014).
  11. Clark, K. B., Krahl, S. E., Smith, D. C., Jensen, R. A. Post‐training unilateral vagal stimulation enhances retention performance in the rat. Neurobiol Learn Mem. 63 (3), 213-216 (1995).
  12. Clark, K. B., Smith, D. C., Hassert, D. L., Browning, R. A., Naritoku, D. K., Jensen, R. A. Posttraining electrical stimulation of vagal afferents with concomitant vagal efferent inactivation enhances memory storage processes in the rat. Neurobiol Learn Mem. 70 (3), 364-373 (1998).
  13. Clark, K. B., Naritoku, D. K., Smith, D. C., Browning, R. A., Jensen, R. A. Enhanced recognition memory following vagus nerve stimulation in human subjects. Nat. Neurosci. 2, 94-98 (1999).
  14. McGaugh, J. L. amygdala modulates the consolidation of memories of emotionally arousing experiences. Annu Rev Neurosci. 27, 1-28 (2004).
  15. McGaugh, J. L., Roozendaal, B. Role of adrenal stress hormones in forming lasting memories in the brain. Curr Opin Neurobiol. 12, 205-210 (2002).
  16. Miyashita, T., Williams, C. L. Epinephrine administration increases neural impulses propagated along the vagus nerve: Role of peripheral beta-adrenergic receptors. Neurobiol Learn Mem. 85 (2), 116-124 (2006).
  17. Williams, C. L., Men, D., Clayton, E. C., Gold, P. E. Norephinephrine release in the amygdala after systemic injection of epinephrine or escapable footshock: contribution of the nucleus of the solitary tract. Behavioral Neurosci. 112 (6), 1414-1422 (1998).
  18. Liang, K. C., Juler, R. G., McGaugh, J. L. Modulating effects of post-training epinephrine on memory: involvement of the amygdala noradrenergic system. Brain Res. 368 (1), 125-133 (1986).
  19. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biol Psychiat. 73 (11), 1071-1077 (2013).
  20. Peña, D. F., Childs, J. E., Willett, S., Vital, A., McIntyre, C. K., Kroener, S. Vagus nerve stimulation enhances extinction of conditioned fear and modulates plasticity in the pathway from the ventromedial prefrontal cortex to the amygdala. Front Behav Neurosci. 8 (327), (2014).
  21. Maren, S. Overtraining does not mitigate contextual fear conditioning deficits produced by neurotoxic lesions of the basolateral amygdala. J Neurosci. 18 (8), 3088-3097 (1998).
  22. Blanchard, R. J., Blanchard, D. C. Crouching as an index of fear. J Comp Physiol Psych. 67 (3), 370-375 (1969).
  23. Maroun, M. Stress reverses plasticity in the pathway projecting from the ventromedial prefrontal cortex to the basolateral amygdala. Eur J Neurosci. 24 (10), 2917-2922 (2006).
  24. Moussawi, K., et al. N-Acetylcysteine reverses cocaine-induced metaplasticity. Nat Neurosci. 12, 182-189 (2009).
  25. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiol. Rev. 53 (1), 159-227 (1973).
  26. Aalbers, M., Vles, J., Klinkenberg, S., Hoogland, G., Majoie, M., Rijkers, K. Animal models for vagus nerve stimulation in epilepsy. Exp Neurol. 230 (2), 167-175 (2011).
  27. Ricardo, J. A., Koh, E. T. Anatomical evidence of direct projections from the nucleus of the solitary tract to the hypothalamus, amygdala, and other forebrain structures in the rat. Brain Res. 153, 1-26 (1978).
  28. Takigawa, M., Mogenson, G. J. A study of inputs to antidromically identified neurons of the locus coeruleus. Brain Res. 135 (2), 217-230 (1977).
  29. Groves, D. A., Bowman, E. M., Brown, V. J. Recordings from the rat locus coeruleus during acute vagal nerve stimulation in the anaesthetised rat. Neurosci Lett. 379 (3), 174-179 (2005).
  30. Manta, S., Dong, J., Debonnel, G., Blier, P. Enhancement of the function of rat serotonin and norepinephrine neurons by sustained vagus nerve stimulation. J Psychiatr Neurosci. 34 (4), 272-280 (2009).
  31. Manta, S., El Mansari, M., Debonnel, G., Blier, P. Electrophysiological and neurochemical effects of long-term vagus nerve stimulation on the rat monoaminergic systems. Int J Neuropsychoph. 16 (2), 459-470 (2013).
  32. Dorr, A. E., Debonnel, G. Effect of vagus nerve stimulation on serotonergic and noradrenergic transmission. J Pharmacol Exp Ther. 318, 890-898 (2006).
  33. Follesa, P., et al. Vagus nerve stimulation increases norepinephrine concentration and the gene expression of BDNF and bFGF in the rat brain. Brain Res. 1179 (7), 28-34 (2007).
  34. Biggio, F., et al. Chronic vagus nerve stimulation induces neuronal plasticity in the rat hippocampus. Int J Neuropsychoph. 12 (9), 1209-1221 (1017).
  35. Nichols, J. A., Nichols, A. R., Smirnakis, S. M., Engineer, N. D., Kilgard, M. P., Atzori, M. Vagus nerve stimulation modulates cortical synchrony and excitability through the activation of muscarinic receptors. Neuroscience. 189, 207-214 (2011).
  36. Peters, J., Kalivas, P. W., Quirk, G. J. Extinction circuits for fear and addiction overlap in prefrontal cortex. Learn Memory. 16, 279-288 (2009).
  37. Ji, J., Maren, S. Hippocampal involvement in contextual modulation of fear extinction. Hippocampus. 17 (9), 749-758 (2007).
  38. Roosevelt, R. W., Smith, D. C., Clough, R. W., Jensen, R. A., Browning, R. A. Increased extracellular concentrations of norepinephrine in cortex and hippocampus following vagus nerve stimulation in the rat. Brain Res. 1119 (1), 124-132 (2006).
  39. Hassert, D. L., Miyashita, T., Williams, C. L. The effects of peripheral vagal nerve stimulation at a memory-modulating intensity on norepinephrine output in the basolateral amygdala. Behav Neurosci. 118 (1), 79-88 (2004).
  40. Ura, H., et al. Vagus nerve stimulation induced long-lasting enhancement of synaptic transmission and decreased granule cell discharge in the hippocampal dentate gyrus of urethane-anesthetized rats. Brain Res. 1492, 63-71 (2013).
  41. Zuo, Y., Smith, D. C., Jensen, R. A. Vagus nerve stimulation potentiates hippocampal LTP in freely-moving rats. Physiol Behav. 90 (4), 583-589 (2007).
  42. Shen, H., Fuchino, Y., Miyamoto, D., Nomura, H., Matsuki, N. Vagus nerve stimulation enhances perforant path-CA3 synaptic transmission via the activation of β-adrenergic receptors and the locus coeruleus. Int J Neuropsychophl. 15 (4), 523-530 (2012).
  43. Fibiger, H. C., Mason, S. T. The effects of dorsal bundle injections of 6-hydroxydopamine on avoidance responding in rats. Bitr J Pharmacol. 64 (4), 601-605 (1978).
  44. Mason, S. T. Fibiger H.C. 6-OHDA lesion of the dorsal noradrenergic bundle alters extinction of passive avoidance. Brain Res. 152, 209-214 (1978).
  45. McGaugh, J. L. Memory consolidation and the amygdala: a systems perspective. Trends Neurosci. 25 (9), 456-461 (2002).
  46. LaLumiere, R. T., Niehoff, K. E., Kalivas, P. W. The infralimbic cortex regulates the consolidation of extinction after cocaine self-administration. Learn Memory. 17, 168-175 (2010).
  47. Mueller, D., Cahill, S. P. Noradrenergic modulation of extinction learning and exposure therapy. Behav Brain Res. 208 (1), 1-11 (2010).
  48. Smith, R. J., Aston-Jones, G. α(2) Adrenergic and imidazoline receptor agonists prevent cue-induced cocaine seeking. Biol Psychiat. 70 (8), 712-719 (2011).
  49. Buffalari, D. M., Baldwin, C. K., See, R. E. Treatment of cocaine withdrawal anxiety with guanfacine: relationships to cocaine intake and reinstatement of cocaine seeking in rats. Psychopharmacol. (Berl). 223 (2), 179-190 (2012).
  50. De Ridder, D., Vanneste, S., Engineer, N. D., Kilgard, M. P. Safety and efficacy of vagus nerve stimulation paired with tones for the treatment of tinnitus: a case series). Neuromodulation. 17 (2), 170-179 (2014).
  51. Hays, S. A., et al. The timing and amount of vagus nerve stimulation during rehabilitative training affect poststroke recovery of forelimb strength. Neuroreport. 25, 676-682 (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

102

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved