JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

والهدف من هذا البروتوكول هو تقييم noninvasively التغييرات الهيكلية والوظيفية القلب في نموذج الفأر من أمراض القلب التي أنشأتها انقباض الشريان الأورطي عرضية، وذلك باستخدام B- و M-وضع تخطيط صدى القلب واللون / نبض موجة دوبلر التصوير.

Abstract

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable noninvasive method is essential to assess real-time cardiac morphological and functional changes in animal models of heart disease. Transthoracic echocardiography represents an important tool for noninvasive assessment of cardiac structure and function2. Here we used a high-resolution ultrasound imaging system to monitor myocardial remodeling and heart failure progression over time in a mouse model of TAC. B-mode, M-mode, and Doppler imaging were used to precisely assess cardiac hypertrophy, ventricular dilatation, and functional deterioration in mice following TAC. Color and pulse wave (PW) Doppler imaging was used to noninvasively measure pressure gradient across the aortic constriction created by TAC and to assess transmitral blood flow in mice. Thus transthoracic echocardiographic imaging provides comprehensive noninvasive measurements of cardiac dimensions and function in mouse models of heart disease.

Introduction

Mouse models of heart disease, such as TAC and myocardial infarction (MI), have been proven to be valuable to study disease mechanisms as well as to develop novel therapeutic strategies3. TAC initially induces compensatory hypertrophy, but prolonged pressure overload leads to cardiac dilatation and heart failure4. The tightness of the aortic constriction directly determines the degree of cardiac hypertrophy and its transition to heart failure. Noninvasive and reliable measurement of pressure gradient across the aortic constriction is essential for the success of these studies. Doppler imaging has been used to assess pressure gradient produced by TAC5, which is a noninvasive alternative for catheter-based pressure measurement.

Echocardiography has been widely used to noninvasively measure cardiac morphology as well as systolic and diastolic function in mice6-8. Two-dimensional B-mode imaging is used to detect abnormal movements or structural changes of the heart. One-dimensional M-mode imaging is used for quantification of cardiac dimensions and contractility. Color and PW Doppler imaging has recently been used on rodent ultrasound, which has broad applications for echocardiography, including measurement of flow directionality and velocity, as well as systolic and diastolic performance9.

Longitudinal real-time monitoring of cardiac function using echocardiography in B-mode, M-mode, color and PW Doppler mode provides comprehensive assessment of cardiac structure and function in mice under physiological and pathological conditions. Here we provide a detailed description of the use of echocardiographic imaging to monitor dynamic cardiac morphological and functional changes in mice following TAC or sham surgery.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

يتبع بروتوكول للمبادئ التوجيهية للجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي من جامعة واشنطن.

1. إجراء العمليات الجراحية والتحضير للتصوير

  1. يخضع C57BL / 6 الفئران إلى معاهدة الصداقة والتعاون أو جراحة صورية كما هو موضح سابقا (10).
  2. بعد أسبوع واحد TAC أو جراحة صورية، تخدير الماوس في غرفة تحريض مع 2٪ الأيزوفلورين مختلطة مع 1 لتر / دقيقة O 2. تأكيد التخدير المناسبة من خلال تجاوب إلى أخمص القدمين أو معسر الذيل. استخدام مرهم البيطرية على العينين لمنع جفاف بينما تحت التخدير. إزالة شعر الصدر عن طريق تطبيق كريم إزالة الشعر. تطهير الجلد الفأر مع الايثانول 70٪.
  3. تأمين الماوس إلى منصة التعامل مع الحيوان في موقف ضعيف. للحفاظ على مستوى ثابت من التخدير، واستخدام الرؤوس لتقديم 0،5-1٪ الأيزوفلورين مختلطة مع 1 لتر / دقيقة O 2.
  4. تطبيق هلام الكهربائي إلى الكفوف من الفأرة والشريط لهم على لوحة إلكترود.
  5. إدراج التحقيق المستقيم لمراقبة درجة حرارة الجسم. الحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية عن طريق وسادة التدفئة أو مصباح.
  6. ضع طبقة من الهلام الموجات فوق الصوتية قبل تحسنت في الصدر الماوس، وعلى رأسها منطقة التي تغمر القلب. ملاحظة: إزالة هلام الموجات فوق الصوتية وتجفيف الفأر مع شاش معقم بعد إجراء التصوير.

2. في قوس الأبهر عرض، استخدم B-وضع ودوبلر التصوير لتقييم مستعرض الأورطي انقباض

  1. استخدام الإعداد B-وضع للحصول على عرض قوس الأبهر من أجل رؤية الشريان الأورطي، فروع الشرايين الرئيسية، وموقع انقباض.
    1. إمالة الجانب الأيسر من منصة يصل إلى أقصى حد ممكن لتدوير الماوس إلى موقف استلقاء نقاط. عقد محول بالموجات فوق الصوتية عن طريق الوقوف في وضع عمودي ووضعه على صدره على طول خط القص الصحيح، حيث يشير الشق نحو الذقن من الفأرة. ملاحظة: لا تضغط على القفص الصدري الماوس عندما خفض transducer. مطلوب الحد الأدنى من الضغط.
    2. إمالة محول حتى على مستوى الكتف وتدوير في اتجاه عقارب الساعة قليلا حتى يأتي قوس الأبهر في طريقة العرض. مراقبة عرضية الأبهر الموقع انقباض، والذي يقع بين المتفرعة من الشريان اللا اسم له (IA) وترك الشريان السباتي المشترك (LCCA) (الشكل 1).
      ملاحظة: يتم الكشف عن أي انقباض في الماوس الشام التي تديرها.
  2. انقر على زر "لون دوبلر" على محطة العمل للتبديل إلى وضع دوبلر لون لمراقبة اتجاهها وسرعة تدفق الدم عبر الموقع انقباض. حيازة وتخزين الصور من خلال النقر على زر "مخزن سينمائية".
  3. انقر على زر "PW دوبلر" للتبديل إلى نبض وضع موجة دوبلر، وحجم مكان العينة (مربع المؤشر متقطع) البعيدة على الفور إلى الموقع انقباض للبحث عن طائرة تضيقي وفقا لأعلى سرعة، ثم انقر فوق الزر "PW دوبلر" للحصول على الطول الموجي من فلوريدا الأبهرذروة سرعة جريان وقياس (الشكل 2).
  4. احسب التدرج الضغط عبر الموقع انقباض باستخدام برنولي تعديل في المعادلة: التدرج الضغط = 4 × V ماكس 2. تشمل فقط الفئران مع التدرج ضغط تتراوح 40-80 مم زئبق لمزيد من التحليل.

3. في محور مشاهدة القص طويل، استخدم B-وضع وM-وضع التصوير لتقييم القلب الأبعاد وانقباض

  1. مع الماوس الكذب في موقف ضعيف على المنصة، عقد محول بطريقة الرأسي، حيث يشير الدرجة الأولى لرأس الفأر. خفض محول على التوازي الصدر إلى خط القص اليسار وتدوير 30 درجة عكس اتجاه عقارب الساعة.
  2. استخدام التصوير B-وضع للحصول على محور طويل الكامل "سهمي" بالنظر إلى القلب. ضبط زاوية محول والتركيز عمق تصور البطين الأيسر، والجدار الحاجز البطيني، وجزء بسيط من الجدار البطين الأيمن. Sافي الصور للقياسات في وقت لاحق من القلب سمك الجدار والبعد غرفة. باستخدام "حزمة القلب"، حدد المعلمات مثل الحبس الاحتياطي أو LVAW، LVID، وLVPW، ثم انقر على الصورة لرسم خطوط المقابلة لكل معلمة للحصول على القياسات.
  3. مراقبة أنماط حركة جدار القلب والتحقق من وجود تشوهات الحركة الممكنة، بما في ذلك تعذر الحركة، تقييد الحركة، واتواقت.
    ملاحظة: تعذر الحركة وتقييد الحركة دلالة خسارة كاملة وجزئية لحركة جدار القلب، على التوالي. اتواقت يدل على غير النظامية، وغير منسقة حركة جدار القلب.
  4. التبديل إلى M-وضع ومكان M-وضع المؤشر عمودي على جدران LV على مستوى العضلة الحليمية، والحصول على صور لقياس وقت لاحق من أبعاد القلب وتقصير كسور (الشكل 3).

4. في القص القصير محور عرض، استخدم B-وضع وM-وضع التصوير لتقييم القلب الصرف وظيفة

  1. الابأوم رأي محور طويل القص، القص الحصول على عرض محور القصير من خلال تناوب محول 90 درجة في اتجاه عقارب الساعة. ضبط محول لإعطاء مستعرضة "عرضية" وجهة نظر الأفقي للقلب في B-وضع، مع كل من العضلات الحليمية واضحة للعيان، ويقع إلى اليمين (2 و 4:00 الموقف).
  2. التبديل إلى M-وضع ووضع محور M-وضع في المستوى المتوسط ​​من البطين الأيسر. حيازة وتخزين الصور لقياسات في وقت لاحق من القلب سمك الجدار، والبعد الغرفة، وتقصير كسور (الشكل 4). باستخدام "حزمة القلب"، حدد المعلمات في SAX (المحور قصيرة) بما في ذلك الحبس الاحتياطي أو LVAW، LVID، وLVPW، وانقر على الصورة لرسم خطوط المقابلة لكل معلمة للحصول على القياسات.
    ملاحظة: يجب أن القياسات التي تم الحصول عليها هنا ترتبط بشكل وثيق لتلك التي حصلت في رأي محور طويل القص (الشكل 5).

5. وفي قمي أربعة غرفة عرض، استخدمدوبلر التصوير لتقييم الانقباضي والانبساطي وظيفة

  1. الحصول على عرض أربعة غرفة-قمي لتصور البطينين الأيمن والأيسر على حد سواء مع الأذينين في الجزء السفلي من الشاشة. في B-وضع، من وجهة النظر محور القصير، إمالة الزاوية اليسرى العليا من منصة إلى زاوية رأس الفأر أسفل وتوجيه محول نحو الكتف الأيمن من الفأرة. وهذا هو الأساس لتحقيق رؤية "الإكليلي" من قلب أبحث يصل نحو قمة.
  2. تصور الصمام التاجي في B-الوضع، والتبديل إلى وضع لون دوبلر، ووضع حجم العينة (مربع المؤشر متقطع) في غيض من الصمام التاجي.
  3. التبديل إلى وضع PW دوبلر لتقييم أنماط التدفق عبر الصمام التاجي. محاذاة دوبلر التحقيق المؤشر موازية لاتجاه تدفق الدم التاجي. استخدام زاوية مسبار أقل من 20 درجة لتحديد الذروة سرعة (الشكل 6).
  4. حفظ الصور لقياس وقت لاحق. استخدام "حزمة القلب" وحدد "تدفق MV"انقر فوق كل معلمة ورسم خطوط المقابلة للحصول على القياسات تشمل القياسات المتوفرة: سرعة E الذروة (ملء وقت مبكر مع استرخاء البطين النشطة)، الذروة سرعة (ملء وقت متأخر مع انكماش الأذيني)، اارتخاء إسوي الحجم التاجي وأوقات الانكماش (IVRT و IVCT على التوالي)، والوقت طرد (ET).
  5. حساب مؤشر أداء عضلة القلب (MPI) من قبل معهد ماكس بلانك = (IVCT + IVRT) / ET.

العلاج 6. بعد الإجرائية من الحيوان

  1. إعطاء المسكنات و / أو المياه المالحة عقيمة البريتونى للحيوانات الجراحية عند الضرورة.
  2. السماح للحيوان للتعافي على وسادة التدفئة في وضعية الانبطاح. لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية. لا عودة الحيوان الذي خضع الإجراء إلى الشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

ويبين الشكل 1 صور B-وضع وترى قوس الأبهر من قلب فأر تعرض لخدعة (الشكل 1A) أو جراحة TAC (الشكل 1B). قوس الأبهر، الشريان اللا اسم له، غادر الشريان السباتي المشترك، وتعرض الشريان تحت الترقوة الأيسر. لاحظ أن انقباض الشريان الأورطي وا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

وقد استخدم على نطاق واسع تخطيط صدى القلب لتقييم وظيفة القلب في نماذج القوارض من 2،6 أمراض القلب. مقارنة منهجيات الغازية أو الطرفية مثل حجم الضغط قياس حلقة 11 وخارج الحي العمل القلب 12، ويوفر تخطيط صدى القلب قوية وأداة موسع لتقييم التغيرات الهيكلي?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

This work was supported in part by NIH/NHLBI grants R00HL0908076 and R01HL116507 (to Q.L.).

Acknowledgements

The authors have nothing to disclose.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia equipmentHarvard Apparatus, 84 October Hill Road
Holliston, MA		723015
Vevo 2100 Imaging SystemVisualSonics Inc., 3080 Yonge Street Suite 6100, Box 66, Toronto, Ontario, CanadaVevo 2100
Aquasonic ultrasound gelParker Laboratories, 286 Eldridge Rd, Fairfield, NJ 03-50
IsofluranePiramal Healthcare, Inc, 3950 Schelden Circle
Bethlehem, PA 		NDC 66794-017-25
F/air anesthesia gas filter unitA.M. Bickford, Inc, 12318 Big Tree Rd, Wales Center, NY 80120

References

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc Natl Acad Sci USA. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  2. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).
  3. Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).
  4. Heineke, J., Molkentin, J. D. Regulation of cardiac hypertrophy by intracellular signalling pathways. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (8), 589-600 (2006).
  5. Oka, T., et al. Cardiac-specific deletion of Gata4 reveals its requirement for hypertrophy, compensation, and myocyte viability. Circ Res. 98 (6), 837-845 (2006).
  6. Gardin, J. M., Siri, F. M., Kitsis, R. N., Edwards, J. G., Leinwand, L. A. Echocardiographic assessment of left ventricular mass and systolic function in mice. Circ Res. 76 (5), 907-914 (1995).
  7. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. (39), e1738(2010).
  8. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. (42), e2100(2010).
  9. Patten, R. D., Aronovitz, M. J., Bridgman, P., Pandian, N. G. Use of pulse wave and color flow Doppler echocardiography in mouse models of human disease. J Am Soc Echocardiogr. 15 (7), 708-714 (2002).
  10. deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. J Vis Exp. (38), e1729(2010).
  11. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  12. Larsen, T. S., et al. The isolated working mouse heart: methodological considerations. Pflugers Arch. 437 (6), 979-985 (1999).
  13. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Jr Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2134-H2140 (2002).
  14. Pearlman, A. S., Stevenson, J. G., Baker, D. W. Doppler echocardiography: applications, limitations and future directions. Am J Cardiol. 46 (7), 1256-1262 (1980).
  15. Bauer, M., et al. Echocardiographic speckle-tracking based strain imaging for rapid cardiovascular phenotyping in mice. Circ Res. 108 (8), 908-916 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

112

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved