JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מטרת פרוטוקול זה היא להעריך לב פולשנית לשינויים מבניים ותפקודיים במודל של עכברים של מחלת לב נוצר על ידי התכווצות רוחבי אבי העורקים, באמצעות B ו- M-mode אקוקרדיוגרפיה וצבע / הדמיה דופלר גל הדופק.

Abstract

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable noninvasive method is essential to assess real-time cardiac morphological and functional changes in animal models of heart disease. Transthoracic echocardiography represents an important tool for noninvasive assessment of cardiac structure and function2. Here we used a high-resolution ultrasound imaging system to monitor myocardial remodeling and heart failure progression over time in a mouse model of TAC. B-mode, M-mode, and Doppler imaging were used to precisely assess cardiac hypertrophy, ventricular dilatation, and functional deterioration in mice following TAC. Color and pulse wave (PW) Doppler imaging was used to noninvasively measure pressure gradient across the aortic constriction created by TAC and to assess transmitral blood flow in mice. Thus transthoracic echocardiographic imaging provides comprehensive noninvasive measurements of cardiac dimensions and function in mouse models of heart disease.

Introduction

Mouse models of heart disease, such as TAC and myocardial infarction (MI), have been proven to be valuable to study disease mechanisms as well as to develop novel therapeutic strategies3. TAC initially induces compensatory hypertrophy, but prolonged pressure overload leads to cardiac dilatation and heart failure4. The tightness of the aortic constriction directly determines the degree of cardiac hypertrophy and its transition to heart failure. Noninvasive and reliable measurement of pressure gradient across the aortic constriction is essential for the success of these studies. Doppler imaging has been used to assess pressure gradient produced by TAC5, which is a noninvasive alternative for catheter-based pressure measurement.

Echocardiography has been widely used to noninvasively measure cardiac morphology as well as systolic and diastolic function in mice6-8. Two-dimensional B-mode imaging is used to detect abnormal movements or structural changes of the heart. One-dimensional M-mode imaging is used for quantification of cardiac dimensions and contractility. Color and PW Doppler imaging has recently been used on rodent ultrasound, which has broad applications for echocardiography, including measurement of flow directionality and velocity, as well as systolic and diastolic performance9.

Longitudinal real-time monitoring of cardiac function using echocardiography in B-mode, M-mode, color and PW Doppler mode provides comprehensive assessment of cardiac structure and function in mice under physiological and pathological conditions. Here we provide a detailed description of the use of echocardiographic imaging to monitor dynamic cardiac morphological and functional changes in mice following TAC or sham surgery.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

הפרוטוקול פועל בהתאם להנחיות של ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים השתמש של אוניברסיטת וושינגטון.

נוהל הכנת 1. כירורגי הדמיה

  1. עכברי C57BL / 6 בכפוף TAC או ניתוח דמה כפי שתוארו לעיל 10.
  2. שבוע לאחר TAC או ניתוח דמה, להרדים את העכבר בתא אינדוקציה עם 2% isoflurane מעורבב עם 1 ליטר / דקה O 2. אשר הרדמה תקינה על ידי חוסר תגובת מכף רגל או צביטת זנב. השתמש במשחה וטרינריים המשפיעים על העיניים כדי למנוע יובש לאחר הרדמה. הסרת שיער החזה ידי החלת קרם להסרת שיער. לחטא את עור עכבר עם 70% אתנול.
  3. אבטח את העכבר כדי פלטפורמה חיה-טיפול במצב שכיבה. כדי לשמור על רמה קבועה של הרדמה, להשתמש nosecone לספק 0.5 - 1% isoflurane מעורבב עם 1 ליטר / דקה O 2.
  4. החל ג'ל האלקטרודה הכפות של העכבר ואת קלטת אותם לרפד אלקטרודה.
  5. הכנס בדיקה רקטלית כדי לפקח על טמפרטורת הגוף. לשמור על טמפרטורת הגוף על 37 מעלות צלזיוס באמצעות כרית חימום או מנורה.
  6. למרוח שכבה של ג'ל אולטרסאונד מחומם מראש על חזה העכבר, בעיקר באזור שמעל הלב. הערה: להסיר ג'ל אולטרסאונד ולייבש את העכבר עם גזה סטרילי לאחר ההליך הדמיה.

2. בתצוגת קשת אבי העורקים, השתמש B-mode ו דופלר הדמיה להערכת התכווצות רוחבי אבי העורקים

  1. השתמש בהגדרת B-mode כדי לקבל את התצוגה קשה אב העורקים כדי להמחיש את אב העורקים, סניפי עורקים מרכזיים, ואתר ההתכווצות.
    1. הטה את אגף שמאל של פלטפורמת עד כמה שיותר רחוק כדי לסובב את העכבר למצב משכוב עזב. החזק את מתמר אולטרסאונד ידי עמדה במצב אנכי ומניח אותו על החזה לאורך קו ימין parasternal, עם הצבעת החריץ לכיוון הסנטר של העכבר. הערה: אין לדחוס את החזה העכבר בעת הורדת transducer; כמות הלחץ מינימלי נדרש.
    2. הטה את מתמר עד ברמה של השכמות ולסובב עם כיוון השעון מעט עד קשת אבי העורקים נגלה לעין. שים לב אתר ההתכווצות הרוחבי אב העורקים, הנמצא בין ההסתעפות של עורק innominate (IA) ואת עורק תרדמה משותפת שמאלה (LCCA) (איור 1).
      הערה: אין התכווצות מזוהה עכבר דמה מופעל.
  2. לחצו על כפתור ה "דופלר צבע" על תחנת עבודה כדי לעבור למצב דופלר צבע לפקח כיווניות ומהירות של זרימת הדם ברחבי האתר התכווצות. רוכש ולאחסן תמונות על ידי לחיצה על כפתור "חנות cine".
  3. לחץ על כפתור ה "דופלר PW" כדי לעבור דופק במצב דופלר גל, נפח דגימת המקום (תיבת הסמן המקווקות) מייד דיסטלי לאתר ההתכווצות לחפש סילון stenotic עם המהירות הגבוהה ביותר, ולאחר מכן לחץ על הכפתור "PW דופלר" להשיג גל של fl אבי העורקיםow ולמדוד מהירות שיא (איור 2).
  4. חישוב פרש לחצים ברחבי אתר המועקה באמצעות משוואה של ברנולי השונה: מקס V x 4 = הפרש לחצים 2. רק כוללים עכברים עם פרש לחץ הנע בין 40 ל 80 מ"מ כספי לניתוח נוסף.

3. בתצוגת ציר Parasternal הארוכה, ההדמיה השתמשתי B-mode ו- M-mode כדי להעריך מידות לב contractility

  1. עם העכבר שוכב במצב שכיבה על הרציף, להחזיק מתמר באופנה אנכית עם חריץ ההצבעה לראשו של העכבר. מנמיכים את מתמר על ההקבלה החזה לקו parasternal שמאל ולסובב 30 ° נגד כיוון השעון.
  2. השתמש הדמיה B-mode כדי לקבל תמונה "sagittal" ציר ארוך מלא של הלב. התאם את הזווית של מתמר ולהתמקד עומק לדמיין חדר שמאלי, קיר במחיצה תוך חדרים, וחלק קל של קיר החדר הנכון. Sותעיף את התמונות למדידות מאוחרות יותר של עובי ממד קאמרי קיר לב. באמצעות "חבילת לב", לבחור פרמטרים כגון IVS או LVAW, LVID, ו LVPW, ולאחר מכן לחצו על התמונה כדי לצייר קווים מתאימים עבור כל פרמטר להשיג את המידות.
  3. שים לב דפוסי תנועת קיר לב ולבדוק ליקויי תנועה אפשריים, כולל akinesia, hypokinesia, ו asynchrony.
    הערה: Akinesia ו hypokinesia לציין אובדן מוחלט וחלקית התנועה של קיר הלב, בהתאמה. Asynchrony מציין סדירה, תנועת קיר לב לא מתואמת.
  4. Switch to-במצב M, סמן במקום M-mode בניצב לקירות LV ברמה של שריר פפילרי, ולרכוש תמונות עבור מדידה עוקבת של מידות לב וקיצור שבר (איור 3).

4. צפה ציר קצר Parasternal, הדמיה השתמש B-mode ו- M-mode כדי להעריך מורפולוגיה לב ותפקוד

  1. frאום ותצוגת הציר הארוך parasternal, להשיג נוף ציר קצר parasternal ידי סיבוב עם כיוון השעון מתמר 90 °. התאם מתמר לתת תצוגה אופקית חתך "רוחבית" של הלב-מצב B, עם שני שרירים papillary נראו בבירור וממוקמים בצד הימין (עמדת השעה 2 ו -4).
  2. Switch to M-mode ומניחים ציר M-mode ברמת האמצע של החדר השמאלי. רוכשת ותמונות שמחכים למדידות מאוחרות יותר של עובי דופן לב, ממד קאמרי, וקיצור שבר (איור 4). באמצעות "חבילת לב", פרמטרים נבחרים SAX (ציר קצר) כולל IVS או LVAW, LVID, ו LVPW, ולחץ על התמונה כדי לצייר קווים מתאימים עבור כל פרמטר להשיג את המידות.
    הערה: מדידות שהושג כאן צריך לתאם מקרוב לאלה שהושגו בתצוגת ציר זמן parasternal (איור 5).

5. בתצוגה הקאמרית ארבעה Apical, השתמשדופלר הדמיה להעריך הסיסטולי ותפקוד הדיאסטולי

  1. השג את נוף Four-קאמרי הפסגה לדמיין שני חדרים על ימין ועל שמאל עם הפרוזדורים בתחתית המסך. In-מצב B, מתצוגת הציר הקצרה, הטה את הפינה השמאלית העליונה של הפלטפורמה כדי מסובב את ראשו של העכבר למטה לכוון מתמר לכיוון כתף ימין של העכבר. זהו למעשה על הסתכלות "עטרה" של הלב מביט לעבר הקודקוד.
  2. דמיינו את שסתום מיטרלי ב-במצב B, ולעבור למצב דופלר צבע, הצבת נפח דגימה (התיבה הסמן מקווקו) בקצה של המסתם המיטרלי.
  3. עבור למצב דופלר PW כדי להעריך דפוסי זרימת פני המסתם המיטרלי. יישר את הקבלת סמן הבדיקה דופלר לכיוון זרימת דם צניפי. השתמש זווית בדיקה פחות מ -20 מעלות כדי לקבוע מהירות שיא (איור 6).
  4. שמור את התמונות למדידות מאוחר יותר. השתמש "חבילת לב" ובחר "זרימת MV. "לחץ על כל פרמטר ולהסיק מקביל קו להשיג את מידות מדידות זמינות כוללות:. מהירות E שיא (מוקדם מילוי עם הרפית חדרית פעילה), שיא מהירות (מילוי מאוחר עם התכווצות פרוזדורים), רוגע ורגעי התכווצות isovolumic צניפי (IVRT ו IVCT בהתאמה), וזמן פליטה (ET).
  5. חישוב מדד ביצועים שריר הלב (MPI) על ידי MPI = (IVCT + IVRT) / ET.

טיפול בבעלי חיים 6. פוסט-פרוצדורליים

  1. תן שיכוך כאבים ו / או מי מלח סטרילית intraperitoneally לבעלי חיים כירורגית בעת הצורך.
  2. אפשר החיה להתאושש על כרית חימום במצב המועדים. אל תשאירו חיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור שכיבה sternal. אל תחזור חיה עברה הליך לחברה של בעלי חיים אחרים עד התאושש לחלוטין.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

איור 1 מציג תמונות-מצב ב 'של נוף קשת אבי העורקים של הלב העכבר נתון דמה (איור 1 א) או ניתוח TAC (איור 1B). קשת אבי העורקים, העורק innominate, עזב עורק התרדמה המשותף, העורק התת-בריחי השמאלי מוצגים. שים לב היצרות אבי העורקים הוא נראה בבי?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

אקו נעשה שימוש נרחב על מנת להעריך תפקוד לב במודלים של מכרסמים של 2,6 מחלת לב. לעומת מתודולוגיות פולשנית או מסוף כגון מדידת לולאה לחץ-נפח 11 ו vivo לשעבר עובד לב 12, אקו מספק כלי רב עצמה, לא פולשנית להעריך שינויים מבניים ותפקודיים לב מתמשכים בעלי חיים. כ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

This work was supported in part by NIH/NHLBI grants R00HL0908076 and R01HL116507 (to Q.L.).

Acknowledgements

The authors have nothing to disclose.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia equipmentHarvard Apparatus, 84 October Hill Road
Holliston, MA
723015
Vevo 2100 Imaging SystemVisualSonics Inc., 3080 Yonge Street Suite 6100, Box 66, Toronto, Ontario, CanadaVevo 2100
Aquasonic ultrasound gelParker Laboratories, 286 Eldridge Rd, Fairfield, NJ 03-50
IsofluranePiramal Healthcare, Inc, 3950 Schelden Circle
Bethlehem, PA 
NDC 66794-017-25
F/air anesthesia gas filter unitA.M. Bickford, Inc, 12318 Big Tree Rd, Wales Center, NY 80120

References

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc Natl Acad Sci USA. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  2. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).
  3. Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).
  4. Heineke, J., Molkentin, J. D. Regulation of cardiac hypertrophy by intracellular signalling pathways. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (8), 589-600 (2006).
  5. Oka, T., et al. Cardiac-specific deletion of Gata4 reveals its requirement for hypertrophy, compensation, and myocyte viability. Circ Res. 98 (6), 837-845 (2006).
  6. Gardin, J. M., Siri, F. M., Kitsis, R. N., Edwards, J. G., Leinwand, L. A. Echocardiographic assessment of left ventricular mass and systolic function in mice. Circ Res. 76 (5), 907-914 (1995).
  7. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. (39), e1738(2010).
  8. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. (42), e2100(2010).
  9. Patten, R. D., Aronovitz, M. J., Bridgman, P., Pandian, N. G. Use of pulse wave and color flow Doppler echocardiography in mouse models of human disease. J Am Soc Echocardiogr. 15 (7), 708-714 (2002).
  10. deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. J Vis Exp. (38), e1729(2010).
  11. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  12. Larsen, T. S., et al. The isolated working mouse heart: methodological considerations. Pflugers Arch. 437 (6), 979-985 (1999).
  13. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Jr Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2134-H2140 (2002).
  14. Pearlman, A. S., Stevenson, J. G., Baker, D. W. Doppler echocardiography: applications, limitations and future directions. Am J Cardiol. 46 (7), 1256-1262 (1980).
  15. Bauer, M., et al. Echocardiographic speckle-tracking based strain imaging for rapid cardiovascular phenotyping in mice. Circ Res. 108 (8), 908-916 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

112

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved