Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا، نقدم بروتوكول لرسم الخرائط البصرية من النشاط الكهربائي من الأذين الأيمن الماوس وخصوصا العقدة الأذينية، في القرار المكانية والزمانية عالية.

Abstract

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Introduction

Novel scientific breakthroughs that lead to leaps in the understanding of human physiology are often preceded by technological advances. Fluorescent optical mapping, for example, enables investigation of multiple physiological parameters in both cells and tissues.1,2 It significantly improved our understanding of how the anatomical structure is associated with electrophysiological functions and dysfunctions. In the heart, the natural pacemaker and conduction systems such as the sinoatrial node (SAN) and the atrioventricular junction consist of nodal myocytes that are insulated by the surrounding atrial myocytes.3-5 Such organization creates complex three-dimensional structures with specialized electrical properties. Both structural and functional remodeling of these pacemaker structures has been recognized to form significant electrophysiological heterogeneities.6,7 Understanding the mechanism underlying how such heterogeneities result in SAN dysfunctions and atrial arrhythmogenesis will dramatically benefit the clinical treatment of these diseases. It requires a technique to visualize the propagation of electrical signals at the tissue level, such as optical mapping.

Recently, accumulating evidence has proven the advance of optical mapping in studies of atrial electrophysiology and pathology.2 However, novel and rigorous studies are dependent on the accurate interpretation of experimental data, whose validity and stability rely on careful experiment protocols. Genetically modified mice are extensively used for research as animal models of human diseases including sick sinus syndrome, pacemaker abnormalities and atrial arrhythmias.6,8-11 Thus, a combination of fluorescent optical mapping with transgenic mouse models provides a powerful tool to study cardiac electrical abnormalities associated with various pathologies. In this paper, we present a protocol for high-resolution optical mapping of the mouse SAN and atrium. Specifically, we discuss and compare different dye loading approaches, time effects on dye bleaching and heart rate stability during the experiment.

Protocol

أجريت جميع التجارب وفقا لالمعاهد الوطنية للصحة الدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية (NIH حانة رقم 80-23). وقد تمت الموافقة على جميع الطرق والبروتوكولات المستخدمة في هذه الدراسات من قبل جامعة ويسكونسن جنة رعاية الحيوان واستخدام بروتوكول التالية المبادئ التوجيهية لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية التي نشرتها المعاهد الوطنية للصحة (منشورات رقم 85-23، منقحة 1996). وتلقى جميع الحيوانات المستخدمة في هذه الدراسة الرعاية الإنسانية وفقا لدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية.

1. إزالة القلب وLangendorff الإرواء

  1. قبل عزلة القلب، دافئ حل تايرود إلى 37 درجة مئوية باستخدام حمام مائي وسترة المياه.
  2. تخدير الفأر مع 5٪ الأيزوفلورين / 95٪ O 2.
  3. ضمان مستوى مناسب من التخدير عن طريق التحقق من فقدان المنعكس الألم.
  4. أداء بضع الصدر. فتح الصدر باستخدام المنحنية 5.5 "مقص مايو و 5.5" كيلي مرقئ لالفطر الابيض لجعل 1 سم قطع في الجزء الأمامي من الصدر.
    1. استخراج بسرعة القلب من الصدر (في غضون 30 ثانية). استخدام 4 "منحني ملقط ايريس للاستيلاء على أنسجة الرئة وقطع الرئة والغدة الصعترية والقلب معا مع التامور باستخدام 4.3" مقص ايريس. لا انتزاع القلب مباشرة.
    2. غسله في الاوكسيجين (95٪ O 2/5٪ CO 2)، ثابتة في درجة الحرارة (36.8 ± 0.4 درجة مئوية) تعديل حل تايرود. استخدام التشكيل التالي الحل (مم): 128.2 كلوريد الصوديوم، 4.7 بوكل، 1.19 ناه 2 ص 4، 1.05 MgCl 2، 1.3 CaCl 2، 20.0 NaHCO 3، و 11.1 الجلوكوز (الرقم الهيدروجيني 7.35 ± 0.05).
  5. في حين اغتسل في نفس الحل، وتحديد الرئة والغدة الصعترية، والأنسجة الدهنية. تشريح بعناية لهم من القلب. استخدام المنحني 3 "مقص Vannas-توبنجن و 4.3" # 5 ملقط.
  6. ثم التعرف على الشريان الأورطي ويقني؛ يدخل القنية فإنه على حسب الطلب 21 G قنية. استخدام اثنين من المنحنية 4.3 "قوة # 5Bملاحظة.
  7. بعد إقناء؛ إدخال القنية، يروي في وقت واحد (من خلال قنية بمعدل تدفق ~ 5 مل / دقيقة، ويجب أن تعدل هذا بناء على ضغط الأبهر، انظر أدناه) وsuperfuse (في الحمام بمعدل تدفق ~ 50 مل / دقيقة) القلب مع حل تايرود تحسنت وتمت تصفيتها في كافة مراحل التجربة برمتها. تمرير الحل نضح من خلال 11 ميكرون فلتر النايلون في خط لمنع انسداد في الدورة الدموية التاجية.
  8. باستخدام محول الضغط (أو مقياس الضغط) متصلة عبر 3-الطريقة محبس لور قفل إلى خط التروية، ومراقبة ضغط الشريان الأبهر والحفاظ عليه بين 60 و 80 مم زئبق. ضبط سرعة نضح إذا لزم الأمر للحفاظ على الضغط الأبهري ضمن هذا النطاق.

2. رسم الخرائط البصرية لسان من القلب الجامع perfused Langendorff

  1. الأجهزة
    1. وضع القلب أفقيا ويعلقون على قمة البطين إلى أسفل المغلفة السيليكون من الغرفة باستخدام 0.1 ملم دبابيس قطر إلى prevent تيار الناجم عن الحركة أثناء التجربة. 12
    2. اضافة الى وجود (0.012 "معرف س .005") أنبوب السيليكون الصغيرة في البطين الأيسر (LV) عن طريق الوريد الرئوي، الأذين الأيسر (LA) والصمام التاجي (MV). إصلاح أنبوب عن طريق خياطة الحرير (4-0) إلى النسيج الضام السبر.
    3. ضع القلب مع واجهاتها الخلفية مواجها لها (الشكل 1A، غادر لوحة).
    4. دبوس حافة أطرافهم RA (RAA) إلى أسفل السيليكون من الغرفة باستخدام 0.1 مم دبابيس minutien. ضبط مستوى له في أجل جعل السطح الخلفي للRA شقة والسماح لها أن تقع البؤري للكاميرا. وهذا سيمكن القياسات البصرية من المساحة القصوى من الأذين.
    5. متفوقة الخناق (SVC) وأدنى (IVC) الوريد الأجوف من قبل خياطة الحرير (4-0)، وتمتد ويعلقون على الطرف الآخر من الخيط إلى أسفل غرفة المغلفة السيليكون (انظر الشكل 3A). تأكد من الغرز لا تسدالحقل البصري للعرض.
    6. ضع سرعة الكهربائي حسب الطلب على حافة RAA. لجعل الأقطاب، واستخدام السيليكون المغلفة 0.25 ملم أسلاك قطرها الفضة، مع 0.5 ملم المسافة بين القطب وخالية من السيليكون لفترة من 1 ملم في نهاية سرعة. ثم وضع اثنين ECG 12 ملم إبرة (29 عيار) أقطاب أحادي بالقرب من قاعدة البطينين الأيمن والأيسر. وضع تخطيط القلب الكهربائي الأرضي بالقرب من قمة البطينين.
  2. تلطيخ
    1. لأن كلا من الأصباغ الفلورية والميكانيكية والكهربائية uncoupler blebbistatin هي حساسة للضوء، تنفيذ كافة الإجراءات الموضحة أدناه في غرفة مظلمة. أولا إعداد الحساسة الجهد صبغ RH-237 أو دي-4-ANNEPS كحل الأسهم، 1.25 ملغ / مل في سلفوكسيد ثنائي ميثيل (2.5 ملم)، قسامة عليه (30 ميكرولتر لكل منهما) وتخزين aliquots في -20 درجة مئوية.
    2. تمييع 5-10 ميكرولتر من محلول المخزون صبغ في 1 مل من درجة حرارة (37 درجة مئوية) حل تايرود ومن ثم حقنه في خط التروية التاجيةعلى مدى فترة من 5-7 دقيقة باستخدام لور ميناء حقن في سطر.
    3. إعداد blebbistatin كحل الأسهم (2 ملغ / مل في سلفوكسيد ثنائي ميثيل، 6.8 ملم) في وقت مبكر وتخزينها في 4 درجات مئوية.
    4. بعد 20 دقيقة من الاستقرار، إضافة 0.5 مل من درجة حرارة (37 درجة مئوية) blebbistatin في الإرواء وتمييع 0.1 مل من blebbistatin في 1 مل من درجة حرارة (37 درجة مئوية) حل تايرود. ثم يحقن خط التروية التاجية على مدى فترة من 5-7 دقيقة باستخدام لور ميناء حقن في سطر.

3. رسم الخرائط البصرية لسان من إعداد الرجفان متفرقة

  1. الأجهزة
    1. لإعداد الأذيني معزولة، عزل ويقني؛ يدخل القنية القلب كما هو موضح أعلاه في خطوات 1،1-1،5 لإعداد كامل للقلب.
    2. تشريح البطينين بعيدا عن الجانب الأمامي. انظر الشكل 1A، اللوحة اليمنى، وقطع رقم 1 للاطلاع على التفاصيل.
    3. فتح RA من خلال قطع فا ثلاثي الشرفLVE (TV) على طول محور TV-SVC. انظر الشكل 1A، اللوحة اليمنى، وقطع رقم 2 لمزيد من التفاصيل.
    4. قطع أطرافهم وسطي من الانتهائي للعرف لفتح RAA. انظر الشكل 1A، اللوحة اليمنى، وقطع # 3.
    5. فتح الأمامي الجدار الحر الأذيني عن طريق إجراء قطع من خط الوسط من السابق قطع # 3 إلى حافة الزاوية السفلية اليمنى من RAA، تتسطح ويعلقون على جدار حر الأذيني إلى أسفل غرفة المغلفة السيليكون. رؤية الاتجاه الموضح بالسهم جوفاء في الشكل 1A، وقطع # 4. الحفاظ على حافة النسيج البطين لتعلق إعداد لمنع الأضرار التي لحقت الأذينين.
    6. وبالمثل، مفتوحة LA من خلال قطع MV على طول الزاوية MV-العليا من أطرافهم LA (LAA).
    7. لفتح LAA، وقطع من منتصف LAA فتح، من خلال الجدار الحر الأذيني الأمامي حتى قرب حافة الوسطى من LAA.
    8. فتح الأمامي الأذيني مجانا جدار الونانوغرام نفس الاتجاه، ثم تتسطح ويعلقون عليه في الجزء السفلي من غرفة Sylgard المغلفة.
    9. جزئيا إزالة الأنسجة الحاجز بين الأذينين. وهذا سوف يقلل تناثر إشارة ضوئية من الأنسجة غير موجود في التركيز. لذلك، فإن كلا من لوس انجليس والتهاب المفاصل الروماتويدي وكذلك SAN وتقاطع atrio البطين (AVJ) يمكن الوصول إليها في هذا الإعداد (الشكل 1B).
    10. ارفع الإعداد النهائي بنحو 0.5 ملم من الجزء السفلي من الغرفة المغلفة السيليكون من أجل السماح superfusion من كل السطوح النخابية وشغافية.
    11. Superfuse إعداد مع درجة حرارة (37 درجة مئوية) تايرود حل بمعدل ثابت من ~ 12 مل / دقيقة لتدفق تركيزا تقع بالقرب من SVC و ~ 30 مل / دقيقة لsuperfusion حمام.
    12. ضع سرعة حسب الطلب حج / أجكل 2 القطب (0.25 مم) على حافة RAA تشريح. ثم وضع اثنين ECG 12 ملم إبرة (29G) الأقطاب الكهربائية (أحادي) بالقرب من RAA وLAA، على التوالي. وضع الأرض ECG المنتخبركب بالقرب من AVJ.
  2. تلطيخ
    1. إجراء التطبيق المباشر للصبغة حساسة الجهد (RH-237 أو دي-4-ANNEPS). لهذا، وتمييع 1-2 ميكرولتر من محلول المخزون صبغ في 1 ملم من درجة حرارة (37 درجة مئوية) حل تايرود والافراج عن ببطء الصبغة المخفف على سطح إعداد باستخدام ماصة 1 مم.
    2. بدلا من ذلك، نفذ تلطيخ الأذيني مع الصبغة الحساسة الجهد من خلال نضح التاجي للقلب perfused Langendorff-مماثلة لتلك المذكورة أعلاه لإعداد كامل للقلب (خطوات 2.2.1-2.2.2).
      1. بعد تلطيخ التروية التاجية، عزل إعداد الأذيني كما هو موضح. أداء تلطيخ السطح إضافية عند الحاجة للوصول إلى مستوى مضان مرضية. العزلة الأذيني سريعة لا التبييض الصبغة ولا تؤثر على نوعية تلطيخ.
    3. شل إعداد مع الكهربائية والميكانيكية uncoupler، blebbistatin. تمييع 3-5 ميكرولتر بليbbistatin حل الأسهم في تحسنت (37 ° C) حل تايرود وببطء الافراج عن blebbistatin المخفف على السطح من إعداد وحل المحيطة بها. حيث تبين blebbistatin أن تكون خفيفة حساسة، 13،14 تجنب التعرض الطويل للضوء أثناء إعداد وتلطيخ.
    4. أداء تطبيق إضافية blebbistatin بقدر اللازمة لقمع الانكماش. عادة ما يصل إلى 3 تطبيقات إضافية (3-5 ميكرولتر لكل تطبيق) يمكن استخدامها لقمع قطعة أثرية الحركة بما فيه الكفاية من أجل إعادة بناء بدقة SAN وتفعيل الأذيني.
    5. إضافة 0.5 مل إضافية من blebbistatin تحسنت في الإرواء. خلال هذا الإجراء، وقفة superfusion لمدة 30 ثانية للسماح للصبغ / blebbistatin إلى وصمة عار على النسيج الأذيني.

4. رسم الخرائط البصرية محدد حتى

ملاحظة: يتم توفير وصف تفصيلي للنظام رسم الخرائط البصرية في أماكن أخرى 12

  1. استخدام الكاميرا مع تيمقرار مسامي من 2000 لقطة / ثانية أو أكثر، وسلسلة من العدسات المكثف للوصول إلى القرار المكانية من 100 ميكرون / بكسل أو أعلى. وهذا مطلوب لإعادة تفعيل SAN ونشر intranodal.
  2. للحد من القطع الأثرية الحركة من حل تهتز، إصلاح غطاء زجاجي صغير على السطح من الحل على القلب / إعداد الأذيني المعزول.
  3. استخدام ضوء الإثارة (520 ± 45 نانومتر الطول الموجي) التي يقدمها ثابت الجاري، وانخفاض الضوضاء مصابيح الهالوجين. توجيه شعاع ضوء تصفيتها على إعداد باستخدام مرونة دليل ضوء متشعبة.
  4. تصفية مضان المنبعثة من تمريرة طويلة مرشح (> 715 نانومتر). جمع ورقمنة وحفظ إشارة الفلورية حصلت على برامج الكمبيوتر باستخدام المقدمة من قبل الشركة المصنعة للكاميرا.

5. معالجة البيانات

ملاحظة: يتم جمع البيانات ورسم الخرائط الضوئية وتخزينها على شكل سلسلة من المصفوفات من شدة الفلورسنت في نقاط زمنية مختلفة. كل represe بكسلNTS مقياس كثافة الفلورسنت التي تم جمعها من موقع معين على إعداد الأنسجة عند نقطة زمنية محددة. تتم إزالة مضان الخلفية تلقائيا لكل بكسل للسماح لرؤية أفضل للتغيرات مضان أدى إلى حدوث تغييرات غشاء الجهد ومقلوب لتتوافق مع إمكانات العمل (الجزائرية) تقاس أنظمة مسرى مكروي. وترد تفاصيل الخطوات المختلفة في معالجة البيانات التصوير الضوئي، بما في ذلك تقسيم الصورة، تصفية المكانية، وتصفية الزمانية، وإزالة الانجراف خط الأساس، في استعراض تركيزا. 15

  1. يدويا أو باستخدام خوارزمية خاصة (على سبيل المثال، العتبة أو حافة كشف) 15 لتحديد حدود الأنسجة، وإنشاء قناع ثنائي 1 (بكسل مدرجة) و0 (بكسل مستبعد)، وتطبيق قناع على كل إطار في التسلسل. هذه العملية يخلق صورة ثنائية الذي يسلط الضوء على مجالات الاهتمام لمزيد من المعالجة.
  2. لتحسين نسبة الإشارة إلى الضوضاء من الأراضي الفلسطينية المحتلةالبيانات كال، تصفية الإشارات داخل مناطق مختارة من الفائدة. لهذا، استخدم المكاني (أي المتوسط من بكسل الفلورسنت المجاورة كما هو محدد من قبل بن التفاف المطلوبة أو النواة، على سبيل المثال 3 × 3 أو، للحصول على بيانات صاخبة، 5 × 5) و / أو تصفية الزمنية (على سبيل المثال، بتروورث، نوع تشيبيشيف 1، تشيبيشيف من النوع 2، الاهليلجيه الخ) (الشكل 2). مع الأخذ بعين الاعتبار إمكانية القطع الأثرية التي يسببها المصفاة عند تفسير البيانات. لمزيد من التفاصيل، انظر استعراض 15
  3. إزالة الانحراف من خط الأساس في التسجيلات البصرية عند الحاجة (باستخدام تمريرة عالية تصفية أو تركيب متعدد الحدود إلى الإشارة الأصلية) ثم تطبيع كل إشارة بكسل من 0 (الحد الأدنى مضان) إلى 1 (الحد الأقصى مضان).
  4. اختر نافذة الوقت الذي يشمل الأوقات تفعيل كل بكسل لنشر AP واحد. تعيين كل بكسل وقت تفعيله كما في المرة القصوى مشتق upstroke (DF / دينارا كحد أقصى، حيث F هي fluorescenكثافة م). باستخدام جميع الأوقات تفعيل بكسل، وإعادة بناء الخريطة تفعيل متساوي الزمن. وبالتالي فإن كل isochron تظهر بكسل تفعيلها في نفس الوقت.
  5. لإعادة بناء خريطة التوزيع AP مدة (الهادئ)، لكل بكسل حساب مدة بين وقت التنشيط والوقت عند مستوى معين من عودة الاستقطاب (على سبيل المثال، في 80٪ من عودة الاستقطاب، APD 80). باستخدام كل القيم الهادئ بكسل، إعادة بناء الهادئ توزيع خريطة متساوي الزمن. وبالتالي فإن كل isochron تظهر بكسل مع نفس الهادئ.
  6. لحساب سرعة التوصيل للAP نشر، تناسب سطح تمهيدا لالبيانات في الوقت تفعيل حساب في 5.4. لهذا، استخدام متعدد الحدود السطح المناسب أو المحلي تمهيد سطح نواة ثم حساب نواقل سرعة التوصيل المحلية من التدرج من سطح المجهزة.
  7. لإنشاء خريطة عودة الاستقطاب، تعيين كل بكسل وقت عودة الاستقطاب لها، الذي يعرف بأنه الحد الأقصى للالمشتق الثاني (د 2 F / دينارا2) للإشارة الضوئية في نهاية OAP، أو الوقت من 90٪ عودة الاستقطاب.

النتائج

رسم الخرائط البصرية للSAN سليمة من القلب-perfused Langendorff
ويرد مثال نموذجي لخريطة كنتورية تفعيل RA بناؤها لإيقاع الجيوب الأنفية عفوية في الشكل (3) لقلب فأر perfused Langendorff. يقع النقطة تفعيل المبكرة في المنطقة intercaval بالقرب من SVC حيث يتم تعري?...

Discussion

هنا، قدمنا ​​نوعين من الاستعدادات الماوس SAN: 1) سان حالها في القلب كله perfused Langendorff، و 2) SAN في عزلة، افتتح إعداد الأذيني. هذين النوعين من إعداد تخدم أغراض تجريبية مختلفة. في إعداد كله القلب perfused Langendorff، والحفاظ على هيكل الأذيني سليمة مما يجعل من الممكن لدراسة عدم انتظام ?...

Disclosures

No conflicts of interest are declared.

Acknowledgements

We are supported by the University of Wisconsin-Madison Medical School start-up (A.V.G.).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
water jacketRadnoti1660 Series Tissue Bath for Large Organ or Single Cell Isolation Procedures
water bath / circulatorFisher Scientific1016S
pressure amplifierAD InstrumentsMLT0670
EMD Millipore Nylon Net FiltersFisher ScientificNY1102500
Pressure transducerAD InstrumentsMLT0670
Stainless Steel Minutien Pins - 0.1mm DiameterFine Science Tools26002-10 
Perfusion pumpWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4LS
Superfusion pumpWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4HS
Vannas Tubingen scissors World Precision Instruments503379
Dumont forcepsWorld Precision Instruments501201, 500085
Mayo scissorsWorld Precision Instruments501750
Kelly hemostatic forcepsWorld Precision Instruments501241
Iris forcepsWorld Precision Instruments15917
Iris scissorsWorld Precision Instruments501263
ECG 12 mm needle (29-gauge) electrodes (monopolar) AD InstrumentsMLA1203
in-line Luer injection portIbidi10820
Ultima-L CMOS camera SciMediaMiCAM-05 
halogen lampMoritex USA IncMHAB-150W
NaClFisher ScientificS271-1
CaCl2 (2H2O)Fisher ScientificC79-500
KClFisher ScientificS217-500
MgCl2 (6H2O)Fisher ScientificM33-500
NaH2PO4 (H2O)Fisher ScientificS369-500
NaHCO3Fisher ScientificS233-3
D-GlucoseFisher ScientificD16-1
BlebbistatinTocris Bioscience1760
RH237ThermoFisher ScientificS1109
Dimethyl sulphoxide (DMSO)Sigma-AldrichD2650

References

  1. Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).
  2. Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells & tissues. Circ Res. 110 (4), 609-623 (2012).
  3. Fedorov, V. V., Glukhov, A. V., Chang, R. Conduction barriers and pathways of the sino-atrial pacemaker complex: their role in normal rhythm and atrial arrhythmias. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2012).
  4. Boyett, M. R., Honjo, H., Kodama, I. The sinoatrial node, a heterogeneous pacemaker structure. Cardiovasc Res. 47 (4), 658-687 (2000).
  5. Glukhov, A. V., et al. Sinoatrial Node Reentry in a Canine Chronic Left Ventricular Infarct Model: The Role of Intranodal Fibrosis and Heterogeneity of Refractoriness. Circ Arrhythm Electrophysiol. , (2013).
  6. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex. Eur Heart J. 36 (11), 686-697 (2015).
  7. John, R. M., Kumar, S. Sinus Node and Atrial Arrhythmias. Circulation. 133 (19), 1892-1900 (2016).
  8. Swaminathan, P. D., et al. Oxidized CaMKII causes cardiac sinus node dysfunction in mice. J Clin Invest. 121 (8), 3277-3288 (2011).
  9. Glukhov, A. V., Fedorov, V. V., Anderson, M. E., Mohler, P. J., Efimov, I. R. Functional anatomy of the murine sinus node: high-resolution optical mapping of ankyrin-B heterozygous mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299 (2), H482-H491 (2010).
  10. Egom, E. E., et al. Impaired sinoatrial node function and increased susceptibility to atrial fibrillation in mice lacking natriuretic peptide receptor C. J Physiol. 593 (5), 1127-1146 (2015).
  11. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  12. Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. J Vis Exp. (55), e3275 (2011).
  13. Fedorov, V. V., et al. Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts. Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).
  14. Swift, L. M., et al. Properties of blebbistatin for cardiac optical mapping and other imaging applications. Pflugers Arch. 464 (5), 503-512 (2012).
  15. Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (7), H753-H765 (2012).
  16. Liu, J., Dobrzynski, H., Yanni, J., Boyett, M. R., Lei, M. Organisation of the mouse sinoatrial node: structure and expression of HCN channels. Cardiovasc Res. 73 (4), 729-738 (2007).
  17. Verheijck, E. E., et al. Electrophysiological features of the mouse sinoatrial node in relation to connexin distribution. Cardiovasc Res. 52 (1), 40-50 (2001).
  18. Krishnaswamy, P. S., et al. Altered parasympathetic nervous system regulation of the sinoatrial node in Akita diabetic mice. J Mol Cell Cardiol. 82, 125-135 (2015).
  19. Nygren, A., Lomax, A. E., Giles, W. R. Heterogeneity of action potential durations in isolated mouse left and right atria recorded using voltage-sensitive dye mapping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (6), H2634-H2643 (2004).
  20. Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping. Circ Res. 106 (2), 255-271 (2010).
  21. Aschar-Sobbi, R., et al. Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFalpha. Nat Commun. 6, 6018 (2015).
  22. Hansen, B. J., et al. Atrial fibrillation driven by micro-anatomic intramural re-entry revealed by simultaneous sub-epicardial and sub-endocardial optical mapping in explanted human hearts. Eur Heart J. 36 (35), 2390-2401 (2015).
  23. Lang, D., Petrov, V., Lou, Q., Osipov, G., Efimov, I. R. Spatiotemporal control of heart rate in a rabbit heart. J Electrocardiol. 44 (6), 626-634 (2011).
  24. Kanlop, N., Sakai, T. Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations. J Physiol Sci. 60 (2), 109-117 (2010).
  25. Glukhov, A. V., Flagg, T. P., Fedorov, V. V., Efimov, I. R., Nichols, C. G. Differential K(ATP) channel pharmacology in intact mouse heart. J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 152-160 (2010).
  26. Wu, J., et al. Altered sinoatrial node function and intra-atrial conduction in murine gain-of-function Scn5a+/DeltaKPQ hearts suggest an overlap syndrome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (7), H1510-H1523 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

118

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved