АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Здесь мы приводим протокол для оптического картирования электрической активности от мыши правое предсердие и особенно синоатриального узла, при высокой пространственным и временным разрешением.

Аннотация

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Введение

Novel scientific breakthroughs that lead to leaps in the understanding of human physiology are often preceded by technological advances. Fluorescent optical mapping, for example, enables investigation of multiple physiological parameters in both cells and tissues.1,2 It significantly improved our understanding of how the anatomical structure is associated with electrophysiological functions and dysfunctions. In the heart, the natural pacemaker and conduction systems such as the sinoatrial node (SAN) and the atrioventricular junction consist of nodal myocytes that are insulated by the surrounding atrial myocytes.3-5 Such organization creates complex three-dimensional structures with specialized electrical properties. Both structural and functional remodeling of these pacemaker structures has been recognized to form significant electrophysiological heterogeneities.6,7 Understanding the mechanism underlying how such heterogeneities result in SAN dysfunctions and atrial arrhythmogenesis will dramatically benefit the clinical treatment of these diseases. It requires a technique to visualize the propagation of electrical signals at the tissue level, such as optical mapping.

Recently, accumulating evidence has proven the advance of optical mapping in studies of atrial electrophysiology and pathology.2 However, novel and rigorous studies are dependent on the accurate interpretation of experimental data, whose validity and stability rely on careful experiment protocols. Genetically modified mice are extensively used for research as animal models of human diseases including sick sinus syndrome, pacemaker abnormalities and atrial arrhythmias.6,8-11 Thus, a combination of fluorescent optical mapping with transgenic mouse models provides a powerful tool to study cardiac electrical abnormalities associated with various pathologies. In this paper, we present a protocol for high-resolution optical mapping of the mouse SAN and atrium. Specifically, we discuss and compare different dye loading approaches, time effects on dye bleaching and heart rate stability during the experiment.

протокол

Все эксперименты проводились в соответствии с национальными институтами здравоохранения Руководство по уходу и использованию лабораторных животных (NIH Pub. No. 80-23). Все методы и протоколы, используемые в этих исследованиях были одобрены в Университете штата Висконсин уходу и использованию животных комитета Протокол соответствии с рекомендациями по уходу и использованию лабораторных животных, опубликованных NIH (публикация № 85-23, пересмотренная в 1996 году). Все животные, используемые в данном исследовании, получали гуманного ухода в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных.

1. Сердце Снятие и Langendorff Перфузия

  1. До изоляции сердца, теплого Тироде раствора до 37 ° С с использованием водяной бани и водяную рубашку.
  2. Обезболить мышь с 5% изофлуран / 95% O 2.
  3. Обеспечить надлежащий уровень анестезии, проверяя потерю болевой рефлекс.
  4. Выполнение торакотомии. Откройте сундук с помощью криволинейных 5.5 "Майо ножницы и 5,5" Келли кровоостанавливающим дляCEPS, чтобы сделать 1 см разрезать на передней части грудной клетки.
    1. Быстро извлечь сердце из груди (в течение 30 секунд). Используйте 4 "изогнутые щипцы Iris, чтобы захватить легочные ткани и вырезать легких, вилочковой железы и сердца вместе с перикарда с использованием 4,3" Iris ножницы. Не хватайте сердце напрямую.
    2. Промойте его в насыщенной кислородом (95% O 2/5% CO 2), с постоянной температурой (36,8 ± 0,4 ° С) модифицированного раствора Тирода. Используйте следующий состав раствора (в мМ): NaCl 128,2, 4,7 KCl, 1,19 NaH 2 PO 4, 1,05 MgCl 2, 1,3 CaCl 2, 20,0 NaHCO 3 и 11,1 глюкозы (рН 7,35 ± 0,05).
  5. В то время как купались в том же растворе, идентификации легких, вилочковой железы и жировой ткани. Осторожно рассекают их от сердца. Используйте изогнутые 3 "Vannas-Тюбинген ножницы и 4,3" # 5 пинцетом.
  6. Затем определить аорту и иглу его на заказ 21 G канюлю. Используйте две изогнутые 4,3 "# 5B силыпс.
  7. После пункции, одновременно заливать (через канюлю при скорости потока ~ 5 мл / мин, это должно быть отрегулировано на основании давления в аорте, смотри ниже) и переливать (в бане при скорости потока ~ 50 мл / мин) сердце с подогреваемой и отфильтрованного раствора Тироде в течение всего эксперимента. Пропускают перфузионный раствор через нейлоновый фильтр 11 мкм в линию, чтобы предотвратить засорение коронарного кровообращения.
  8. С помощью датчика давления (или манометр), соединенный через 3-ходовым запорным краном Luer замок к перфузионной линии, мониторинг давления в аорте и поддерживать его от 60 до 80 мм ртутного столба. Регулировка скорости перфузии при необходимости для поддержания давления в аорте в пределах этого диапазона.

2. Оптический Картирование SAN от Лангендорфа-перфузировались всего сердца

  1. измерительные приборы
    1. Поместите сердце горизонтально и пин-код желудочковой конька до дна кремния покрытием камеры с помощью штифта диаметром 0,1 мм до рРевент поток индуцированного движения во время эксперимента. 12
    2. Вставьте небольшую (.012 "ID х .005") силиконовую трубку в левый желудочек (ЛЖ) через легочную вену, левые предсердия (LA) и митральный клапан (MV). Закрепить трубку шелковым швом (4-0) к звучащей соединительной ткани.
    3. Расположите сердце его задней стороной вверх (рис 1А, левая панель).
    4. Pin края придатка РА (RAA) к кремнию нижней части камеры с использованием 0,1 мм Диаметр minutien штифтов. Настройте свой уровень, чтобы сделать заднюю поверхность плоского RA и позволяют ему быть расположены фокальной плоскости камеры. Это позволит оптические измерения от максимальной площади поверхности предсердия.
    5. Петля превосходит (SVC) и низший (IVC) полая шелковым швом (4-0), растягивать и прикрепить другой конец шовного материала в нижней части камеры кремния покрытием (смотри рисунок 3 , а ). Убедитесь, что швы не блокируютоптическое поле зрения.
    6. Поместите заказные кардиостимуляции электрод на краю УПП. Для того, чтобы электроды, использование кремния с покрытием 0,25 мм Диаметр серебряные провода, с помощью 0,5 мм межэлектродного расстояния и лишенная кремния на длине 1 мм в конце стимуляцией. Затем поместите два ЭКГ 12 мм иглы (29 калибра) монополярных электродов вблизи основания правого и левого желудочков. Поместите заземляющий электрод ЭКГ вблизи вершины желудочков.
  2. Окрашивание
    1. Так как флуоресцентные красители и электромеханическое разобщитель blebbistatin являются светочувствительные, выполнять все процедуры, описанные ниже в темной комнате. Во-первых подготовить краситель напряжения чувствительных RH-237 или ди-4-ANNEPS в качестве исходного раствора, 1,25 мг / мл в диметилсульфоксиде (2,5 мМ), аликвоты его (30 мкл каждый) и хранить аликвоты при -20 ° С.
    2. Развести 5-10 мкл исходного раствора красителя в 1 мл подогретого раствора Тироде (37 ° C), а затем вводят его в коронарной перфузии линиив течение 5-7 мин с использованием Luer инъекционный порт в режиме реального времени.
    3. Подготовка blebbistatin в качестве исходного раствора (2 мг / мл в диметилсульфоксиде, 6,8 мМ) в заранее и хранить его при температуре 4 ° С.
    4. Через 20 мин стабилизации, добавляют 0,5 мл подогретого (37 ° С) blebbistatin в перфузату и разбавить 0,1 мл blebbistatin в 1 мл подогретого (37 ° С) раствором Тироде. Затем вводят в коронарную перфузионной линии в течение периода 5-7 мин с использованием Luer инъекционный порт в режиме реального времени.

3. Оптическое отображение SAN с изолированной мерцательной Подготовка

  1. измерительные приборы
    1. Для изолированного предсердия препарата, изолировать и вводить иглу сердце, как описано выше, на этапах 1.1-1.5 для приготовления целого сердца.
    2. Рассеките желудочки от передней стороны. Смотрите рисунок 1А, правая панель, вырезать # 1 для деталей.
    3. Откройте RA путем разрезания через трехстворчатый ваLVE (TV) вдоль оси TV-SVC. Смотрите рисунок 1А, правая панель, вырезать # 2 для деталей.
    4. Обрежьте медиальной конечности гребешка, чтобы открыть терминальной САР. Смотрите рисунок 1А, правая панель, вырезать # 3.
    5. Открыть переднюю предсердная свободной стенки, выполняя разрез от средней линии предыдущего разреза № 3 к краю правого нижнего угла УПП, сплющить и прикрепить предсердии свободной стенки в нижней части камеры, силиконовой оболочкой. См направлении , обозначенном стрелкой полой на фиг.1А, вырезать # 4. Сохранение ободок желудочковой ткани для закрепления препарат, чтобы предотвратить повреждение предсердия.
    6. Кроме того, открытая LA разрезанием через MV вдоль MV-верхнем углу придаток LA (LAA).
    7. Чтобы открыть LAA, вырезанный из середины раскрытой LAA, через переднюю стенку предсердия свободной до тех пор, вблизи средней ободу LAA.
    8. Откройте переднюю предсердная свободной стенки ALOнг в том же направлении, а затем сплющить и прикрепить ее к нижней части камеры с Sylgard покрытием.
    9. Частично удалить межпредсердной перегородки ткани. Это позволит уменьшить рассеяние оптического сигнала от ткани, которая не находится в фокусе. Поэтому, как LA и RA, а также SAN и предсердно-желудочковой узел (AVJ) доступны в данном препарате (Рисунок 1В).
    10. Подними окончательную подготовку примерно на 0,5 мм от дна камеры кремния покрытием, с тем чтобы суперфузии от обоих эпикарда и эндокарда поверхностей.
    11. Переливать препарат с подогреваемой (37 ° С) раствор Тироде при постоянной скорости ~ 12 мл / мин для целенаправленного потока, расположенного вблизи ВПВ и ~ 30 мл / мин для ванны суперфузии.
    12. Поместите на заказ расхаживая Ag / AgCl 2 электрода (0,25 мм диаметр) на краю рассеченной RAA. Затем поместите два ЭКГ 12 мм иглы (29G) электроды (монополярных) вблизи RAA и LAA, соответственно. Поместите землю ЭКГ избранныйехал рядом с ÀVj.
  2. Окрашивание
    1. Выполните непосредственное применение напряжения чувствительного красителя (RH-237 или ди-4-ANNEPS). Для этого, разбавленные 1-2 мкл исходного раствора красителя в 1 мм подогретой Тироде раствора (37 ° C) и медленно высвобождают разбавленную краску на поверхность препарата с использованием 1 мм пипетку.
    2. В качестве альтернативы, выполнять предсердии окрашивание с напряжением чувствительных красителя через коронарную перфузию Лангендорфа-перфузионного сердца, подобным описанному выше для получения целого сердца (шаги 2.2.1-2.2.2).
      1. После коронарной перфузии окрашивания, изолировать предсердии препарат, как описано. Выполните дополнительное поверхностное окрашивание, когда это необходимо для достижения удовлетворительного уровня флуоресценции. Быстрый предсердия изоляция не отбеливать краситель и не влияет на качество окрашивания.
    3. Зафиксировать препарат с электромеханическим разобщитель, blebbistatin. Развести 3-5 мкл BLEbbistatin маточного раствора в утепленной Тироде растворе (37 ° C) и медленно высвобождают разбавленный blebbistatin на поверхности препарата и окружающего раствора. Так как blebbistatin было показано , чтобы быть чувствительной к свету, 13,14 избегать длительного воздействия света во время подготовки и окрашивания.
    4. Выполните дополнительное приложение blebbistatin столько, сколько необходимо для подавления сокращения. Обычно до 3 дополнительных приложений (3-5 мкл на каждое приложение) может быть использовано для подавления артефактов движения достаточно для того, чтобы точно реконструировать SAN и предсердной активации.
    5. Добавить дополнительные 0,5 мл подогретой blebbistatin в перфузату. Во время этой процедуры приостановки суперфузии в течение 30 секунд, чтобы краситель / blebbistatin для окрашивания мерцательной ткани.

4. Оптическая Mapping Set Up

Примечание:. Подробное описание оптической системы отображения обеспечивается в другом месте 12

  1. Используйте камеру с помощью ТЭМменную разрешение 2000 кадров / сек или выше, а также ряд конденсаторных линз для достижения пространственного разрешения 100 мкм / пиксель или выше. Это необходимо для восстановления активации SAN и intranodal распространения.
  2. Для уменьшения артефактов движения от вибрационного раствора, фиксируют небольшое стеклянное покрытие на поверхности раствора над сердцем / изолированном предсердии препарата.
  3. С помощью возбуждения света (520 ± 45 нм) обеспечивается постоянным током, низким уровнем шума галогенной лампой. Прямой отфильтрованный светового луча на подготовку с помощью гибкого раздвоенный световод.
  4. Фильтр излучаемый флуоресценции длиннофокусной фильтром (> 715 нм). Сбор, оцифровать и сохранить полученные флуоресцентного сигнала на программном обеспечении компьютера с помощью предоставленного производителем камеры.

5. Обработка данных

Примечание: Оптическое отображение данных собирается и хранится в виде последовательности матриц интенсивности флуоресценции в различные моменты времени. Каждый пиксель represeNTS меру интенсивности флуоресценции, полученной от конкретного местоположения на приготовление препарата ткани в определенный момент времени. Фон флуоресценции автоматически удаляется на пиксель для обеспечения лучшей визуализации изменений флуоресценции, полученных изменений мембранного напряжения и перевернутых, чтобы соответствовать потенциалов действия (AP), измеренных с помощью систем микроэлектродов. Подробная информация о различных этапах обработки данных оптических изображений, в том числе сегментации изображений, пространственной фильтрации, временной фильтрации и удаления исходных условий дрейфа, приводятся в сфокусированного обзоре. 15

  1. Вручную или с помощью специального алгоритма (например, пороговая или края обнаружения) 15 , чтобы определить границы ткани, создать двоичную маску 1 (входит пикселей) и 0 (исключенных пикселей) и примените маску к каждому кадру в последовательности. Этот процесс создает бинарное изображение, которое выдвигает на первый план области, представляющие интерес для дальнейшей обработки.
  2. Для улучшения отношения сигнал-шум оптческие данные, фильтрации сигналов в отдельных областях, представляющих интерес. Для этого используют пространственные (т.е. усреднение соседних флуоресцентных пикселей , как это определено желательном бен свертка или ядра, например 3 х 3 , или, для зашумленных данных, размером 5 х 5) и / или временной фильтрации (например, Баттерворта, типа Чебышева 1, Чебышева типа 2, Эллиптические и т.д.) (Рисунок 2). Имейте в виду возможность отфильтрованных индуцированных артефактов при интерпретации данных. Для получения более подробной информации см обзор. 15
  3. Удалить дрейф базовой линии в оптических записей, когда это необходимо (с помощью фильтров верхних частот или полиномиальная подгонка к исходному сигналу), а затем нормализовать каждый сигнал пикселя от 0 (минимальная флуоресценция) до 1 (максимум флуоресценции).
  4. Выберите окно времени, который охватывает время активации всех пикселей для одного распространения AP. Назначают каждого пикселя свое время активации в момент максимума производной хода вверх (дР / DT макс, где F является fluorescenИнтенсивность в.п.). Используя все время активации пикселей, восстановить изохронном карту активации. Каждый изохрона будет, таким образом, показывают пиксели, активированные в то же время.
  5. Для восстановления карты распределения длительности АР (APD), для каждого пикселя вычислить длительность между временем активации и времени на определенном уровне реполяризации (например, при 80% реполяризации, APD 80). Используя все значения пикселов APD, реконструировать APD распределения изохронном карту. Каждый изохрона будет, таким образом, показывают пиксели с одинаковыми ЛФД.
  6. Для расчета скорости проводимости для распространения AP, соответствовать поверхности подготовки к данным времени активации, рассчитанных в 5.4. Для этого используйте полиномиальное поверхности фитинга или локальную поверхность ядра сглаживания, а затем рассчитать локальные векторы скорости проводимости от градиента подогнанной поверхности.
  7. Чтобы создать карту реполяризации, назначить каждого пикселя свое время реполяризации, определяется как максимальное второй производной (d 2 F / DT2) оптического сигнала на конце OAP, или во время 90% реполяризации.

Результаты

Оптический Картирование неповрежденном SAN от Лангендорфа-перфузию сердца
Типичный пример контура карты активации РА реконструированного для спонтанного синусового ритма показана на рисунке 3 для Langendorff-перфузируемом сердце мыши. Ранняя точка ?...

Обсуждение

Здесь мы представили два типа препаратов мыши SAN: 1) неповрежденными SAN в Лангендорфа-перфузионного целого сердца, и 2) САН в изолированном, открыт предсердный препарат. Эти два вида подготовки служат различным экспериментальных целей. В Лангендорфа-перфузионного препарата все сердце, и?...

Раскрытие информации

No conflicts of interest are declared.

Благодарности

We are supported by the University of Wisconsin-Madison Medical School start-up (A.V.G.).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
water jacketRadnoti1660 Series Tissue Bath for Large Organ or Single Cell Isolation Procedures
water bath / circulatorFisher Scientific1016S
pressure amplifierAD InstrumentsMLT0670
EMD Millipore Nylon Net FiltersFisher ScientificNY1102500
Pressure transducerAD InstrumentsMLT0670
Stainless Steel Minutien Pins - 0.1mm DiameterFine Science Tools26002-10 
Perfusion pumpWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4LS
Superfusion pumpWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4HS
Vannas Tubingen scissors World Precision Instruments503379
Dumont forcepsWorld Precision Instruments501201, 500085
Mayo scissorsWorld Precision Instruments501750
Kelly hemostatic forcepsWorld Precision Instruments501241
Iris forcepsWorld Precision Instruments15917
Iris scissorsWorld Precision Instruments501263
ECG 12 mm needle (29-gauge) electrodes (monopolar) AD InstrumentsMLA1203
in-line Luer injection portIbidi10820
Ultima-L CMOS camera SciMediaMiCAM-05 
halogen lampMoritex USA IncMHAB-150W
NaClFisher ScientificS271-1
CaCl2 (2H2O)Fisher ScientificC79-500
KClFisher ScientificS217-500
MgCl2 (6H2O)Fisher ScientificM33-500
NaH2PO4 (H2O)Fisher ScientificS369-500
NaHCO3Fisher ScientificS233-3
D-GlucoseFisher ScientificD16-1
BlebbistatinTocris Bioscience1760
RH237ThermoFisher ScientificS1109
Dimethyl sulphoxide (DMSO)Sigma-AldrichD2650

Ссылки

  1. Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).
  2. Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells & tissues. Circ Res. 110 (4), 609-623 (2012).
  3. Fedorov, V. V., Glukhov, A. V., Chang, R. Conduction barriers and pathways of the sino-atrial pacemaker complex: their role in normal rhythm and atrial arrhythmias. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2012).
  4. Boyett, M. R., Honjo, H., Kodama, I. The sinoatrial node, a heterogeneous pacemaker structure. Cardiovasc Res. 47 (4), 658-687 (2000).
  5. Glukhov, A. V., et al. Sinoatrial Node Reentry in a Canine Chronic Left Ventricular Infarct Model: The Role of Intranodal Fibrosis and Heterogeneity of Refractoriness. Circ Arrhythm Electrophysiol. , (2013).
  6. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex. Eur Heart J. 36 (11), 686-697 (2015).
  7. John, R. M., Kumar, S. Sinus Node and Atrial Arrhythmias. Circulation. 133 (19), 1892-1900 (2016).
  8. Swaminathan, P. D., et al. Oxidized CaMKII causes cardiac sinus node dysfunction in mice. J Clin Invest. 121 (8), 3277-3288 (2011).
  9. Glukhov, A. V., Fedorov, V. V., Anderson, M. E., Mohler, P. J., Efimov, I. R. Functional anatomy of the murine sinus node: high-resolution optical mapping of ankyrin-B heterozygous mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299 (2), H482-H491 (2010).
  10. Egom, E. E., et al. Impaired sinoatrial node function and increased susceptibility to atrial fibrillation in mice lacking natriuretic peptide receptor C. J Physiol. 593 (5), 1127-1146 (2015).
  11. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  12. Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. J Vis Exp. (55), e3275 (2011).
  13. Fedorov, V. V., et al. Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts. Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).
  14. Swift, L. M., et al. Properties of blebbistatin for cardiac optical mapping and other imaging applications. Pflugers Arch. 464 (5), 503-512 (2012).
  15. Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (7), H753-H765 (2012).
  16. Liu, J., Dobrzynski, H., Yanni, J., Boyett, M. R., Lei, M. Organisation of the mouse sinoatrial node: structure and expression of HCN channels. Cardiovasc Res. 73 (4), 729-738 (2007).
  17. Verheijck, E. E., et al. Electrophysiological features of the mouse sinoatrial node in relation to connexin distribution. Cardiovasc Res. 52 (1), 40-50 (2001).
  18. Krishnaswamy, P. S., et al. Altered parasympathetic nervous system regulation of the sinoatrial node in Akita diabetic mice. J Mol Cell Cardiol. 82, 125-135 (2015).
  19. Nygren, A., Lomax, A. E., Giles, W. R. Heterogeneity of action potential durations in isolated mouse left and right atria recorded using voltage-sensitive dye mapping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (6), H2634-H2643 (2004).
  20. Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping. Circ Res. 106 (2), 255-271 (2010).
  21. Aschar-Sobbi, R., et al. Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFalpha. Nat Commun. 6, 6018 (2015).
  22. Hansen, B. J., et al. Atrial fibrillation driven by micro-anatomic intramural re-entry revealed by simultaneous sub-epicardial and sub-endocardial optical mapping in explanted human hearts. Eur Heart J. 36 (35), 2390-2401 (2015).
  23. Lang, D., Petrov, V., Lou, Q., Osipov, G., Efimov, I. R. Spatiotemporal control of heart rate in a rabbit heart. J Electrocardiol. 44 (6), 626-634 (2011).
  24. Kanlop, N., Sakai, T. Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations. J Physiol Sci. 60 (2), 109-117 (2010).
  25. Glukhov, A. V., Flagg, T. P., Fedorov, V. V., Efimov, I. R., Nichols, C. G. Differential K(ATP) channel pharmacology in intact mouse heart. J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 152-160 (2010).
  26. Wu, J., et al. Altered sinoatrial node function and intra-atrial conduction in murine gain-of-function Scn5a+/DeltaKPQ hearts suggest an overlap syndrome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (7), H1510-H1523 (2012).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

118

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены