Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Burada, bir yüksek uzaysal ve zamansal çözünürlükte, farenin sağ atrium ve özellikle Çin-atriyal düğümden elektriksel aktivitenin optik haritalama için bir protokol mevcut.

Özet

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Giriş

Novel scientific breakthroughs that lead to leaps in the understanding of human physiology are often preceded by technological advances. Fluorescent optical mapping, for example, enables investigation of multiple physiological parameters in both cells and tissues.1,2 It significantly improved our understanding of how the anatomical structure is associated with electrophysiological functions and dysfunctions. In the heart, the natural pacemaker and conduction systems such as the sinoatrial node (SAN) and the atrioventricular junction consist of nodal myocytes that are insulated by the surrounding atrial myocytes.3-5 Such organization creates complex three-dimensional structures with specialized electrical properties. Both structural and functional remodeling of these pacemaker structures has been recognized to form significant electrophysiological heterogeneities.6,7 Understanding the mechanism underlying how such heterogeneities result in SAN dysfunctions and atrial arrhythmogenesis will dramatically benefit the clinical treatment of these diseases. It requires a technique to visualize the propagation of electrical signals at the tissue level, such as optical mapping.

Recently, accumulating evidence has proven the advance of optical mapping in studies of atrial electrophysiology and pathology.2 However, novel and rigorous studies are dependent on the accurate interpretation of experimental data, whose validity and stability rely on careful experiment protocols. Genetically modified mice are extensively used for research as animal models of human diseases including sick sinus syndrome, pacemaker abnormalities and atrial arrhythmias.6,8-11 Thus, a combination of fluorescent optical mapping with transgenic mouse models provides a powerful tool to study cardiac electrical abnormalities associated with various pathologies. In this paper, we present a protocol for high-resolution optical mapping of the mouse SAN and atrium. Specifically, we discuss and compare different dye loading approaches, time effects on dye bleaching and heart rate stability during the experiment.

Protokol

Tüm deneyler Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanım Sağlık Rehberi Ulusal Enstitüleri (NIH Pub. No: 80-23) göre gerçekleştirilmiştir. Bu çalışmalarda kullanılan tüm yöntemler ve protokoller NIH tarafından yayınlanan Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanımı için yönergeler aşağıdaki Wisconsin Hayvan Bakım ve Kullanım Protokolü Komitesi Üniversitesi tarafından onaylanmıştır (yayın No. 85-23, 1996 revize). Bu çalışmada kullanılan tüm hayvanlar Laboratuar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için Kılavuz uygun olarak, insan sağlığı aldı.

1. Kalp Kaldırma ve Langendorff Perfüzyon

  1. Kalp izolasyonu, bir su banyosu ve bir su ceketi ile 37 ° C sıcak bir Tyrode çözeltisi önce.
  2. % 5 izofluran /% 95 O 2 ile fare anestezisi.
  3. Ağrı refleksi kaybı kontrol ederek anestezi uygun düzeyde sağlamak.
  4. torakotomi gerçekleştirin. Kavisli 5.5 "Mayo makas ve 5.5" Kelly hemostatik için kullanarak göğüs açınceps Toraks önünde kesilmiş bir 1 cm yapmak.
    1. Çabuk (30 saniye içinde) göğüs kalbini ayıklayın. "Akciğer dokusu kapmak ve 4.3 kullanılarak perikard ile birlikte akciğer, timus ve kalbini kesip kavisli İris forseps" İris makas 4 kullanın. doğrudan kalbi almayın.
    2. Oksijenli (% 95 O 2/5% CO2) yıkayın, sabit sıcaklık (36.8 ± 0.4 ° C) Tyrode çözeltisi modifiye. (MM olarak) şu çözeltisi bileşimi kullanın: 128.2 NaCl, 4,7 KCİ, 1,19 NaH 2 PO 4, 1.05 MgCI2, 1.3 CaCl2, 20.0 NaHCO 3 ve 11.1 glükoz (pH 7.35 ± 0.05).
  5. aynı çözelti içinde banyo birlikte, akciğer, timus ve yağ dokusu tanımlar. Dikkatle kalpten onları incelemek. 3 "Vannas-Tübingen makas ve 4.3" # 5 forseps kavisli kullanın.
  6. Sonra aort tanımlamak ve ısmarlama 21 G kanül üzerine cannulate. iki kavisli 4.3 "# 5B güç kullanmayaps.
  7. Kanülasyon sonra eş zamanlı olarak serpmek (~ 50 ml / dakika bir akış hızında banyosu içinde) (~ 5 ml / dk'lık bir akış hızında bir kanül aracılığıyla bu aort basıncı göre ayarlanmalıdır, aşağıya bakınız) ve Superfuse tüm deney boyunca ısıtıldı ve filtre edildi Tyrode çözeltisi kalp. Koroner dolaşımın tıkanmasını önlemek için bir in-line 11 mikron naylon filtre aracılığıyla perfüzyon çözümü geçirin.
  8. perfüzyon hattına 3 yollu musluk Luer kilidi üzerinden bağlı bir basınç transdüktörü (ya da bir basınç göstergesi) kullanılarak, aort basıncı izleme ve 60 ve 80 mmHg arasında muhafaza. Bu aralıkta aort basıncı tutmak için gerekirse perfüzyon hızını ayarlayın.

Langendorff-perfüze Tüm from the Heart SAN 2. Optik Haritalama

  1. aletler
    1. yatay kalbi yerleştirin ve p 0,1 mm çaplı işaretçilerine kullanarak odasının silikon kaplı alt ventrikül apeks pinRevent akışı kaynaklı deney sırasında hareket. 12
    2. pulmoner ven yoluyla sol ventrikül (LV) içine küçük (0,012 "ID x 0,005") silikon tüp takın, sol kulakçık (LA) ve mitral kapak (MV). sondaj bağ dokusu bir ipek sütür (4-0) ile tüp sabitleyin.
    3. Posterior tarafı (Şekil 1A, sol panel) yukarı bakacak şekilde kalbi yerleştirin.
    4. 0.1 mm çapında minutien işaretçilerine kullanarak odasının silikon altına RA apendiks (RAA) kenarını sabitleyin. RA düz arka yüzeyini yapmak ve kameranın odak düzlemi bulunduğu için izin vermek için kendi seviyesini ayarlayın. Bu atrium maksimal yüzey alanından optik ölçümler sağlayacaktır.
    5. Ipek sütür (4-0) tarafından kement üstün (SVK) ve alt (IVC) vena kava, streç ve bir silikon kaplı odasına (Şekil 3A bakınız) altına sütür diğer ucunu pin. dikişler blok yok emin olungörüş optik alanı.
    6. RAA kenarında ısmarlama pace elektrodu yerleştirin. Elektrotları yapmak için kullanımı silikon 0,5 mm arası bir elektrot mesafesi, 0.25 mm çapında bir gümüş tel kaplamalı ve ilerleme hızı sonunda 1 mm uzunluğu için silikon yoksundur. Sonra iki EKG 12 mm iğne (29 gauge) sağ ve sol ventrikül tabanına yakın monopolar elektrotlar yerleştirin. ventriküllerin apeks yakınında zemin EKG elektrot yerleştirin.
  2. boyanma
    1. Floresan boyalar ve elektro-mekanik uncoupler blebbistatin hem ışığa duyarlı olduğu için, karanlık bir odada, aşağıda anlatılan bütün işlemleri gerçekleştirmek. İlk dimetil sülfoksit (2.5 mM), kısım içinde bir stok çözeltisi, 1.25 mg / ml olarak (30 ul her biri) voltaja duyarlı boya RH-237 ya da di-4-ANNEPS hazırlama ve -20 ° C'de alikot saklayın.
    2. ısıtılmış (37 ° C), Tyrode çözeltisi, 1 ml boya stok çözeltisi, 5-10 ul seyreltilir ve daha sonra, koroner perfüzyon hattına enjektebir in-line Luer enjeksiyon ağzının kullanılarak 5-7 dakikalık bir süre içinde.
    3. Önceden bir stok çözeltisi (dimetil sülfoksit içinde 2 mg / mL, 6.8 mM) ve blebbistatin hazırlamak ve 4 ° C'de saklayın.
    4. stabilizasyon için 20 dakika sonra, perfüzata ısıtıldı 0.5 ml (37 ° C) ekleme ve blebbistatin ısıtıldı (37 ° C), Tyrode çözeltisi, 1 ml blebbistatin 0.1 ml seyreltin. Daha sonra, bir in-line Luer enjeksiyon ağzının kullanılarak 5-7 dakikalık bir süre içinde, koroner perfüzyon hattına enjekte.

İzole Atriyal Hazırlık SAN 3. Optik haritalama

  1. aletler
    1. izole edilmiş atrial hazırlanması için, izole edilmesi ve bütün kalp hazırlanması için aşamaların 1.1-1.5 yukarıda tarif edildiği gibi kalp kanüle.
    2. uzakta ön taraftan ventriküllerin parçalara ayır. Şekil 1A, sağ paneli ayrıntılar için bkz içerisinde 1. kesti.
    3. triküspit va yoluyla keserek RA açınTV-SVC ekseni boyunca lve (TV). Şekil 1A, sağ paneli ayrıntılar için bkz içerisinde 2. kesti.
    4. RAA açmak için crista terminalisin medial ekstremite kesin. Şekil 1A, sağ paneli Bkz içerisinde 3. kesti.
    5. , RAA sağ alt köşesinde kenarına önceki kesim içerisinde 3. orta hattan bir kesim yaparak ön atriyal serbest duvarını açın düzleştirmek ve silikon kaplı odanın tabanına atriyal ücretsiz duvar pin. 4. kesip, Şekil 1A içi boş ok ile gösterilen yönde bakın. atriyumlardan zarar görmesini önlemek için hazırlık iğneleyerek için ventrikül doku jant koru.
    6. Benzer şekilde, LA apendiks (SAA) MV-üst köşesinde boyunca MV aracılığıyla keserek açık LA.
    7. SAA orta jant yakın kadar ön atriyal serbest duvarından açılan SAA ortasından kesilmiş LAA, açın.
    8. ön atriyal serbest duvar alo açınaynı yöne ng, sonra dümdüz ve Sylgard kaplı odanın tabanına pin.
    9. Kısmen interatrial septal doku kaldırmak. Bu odakta değil dokudan optik sinyalin saçılma azaltacaktır. Bu nedenle, LA ve RA yanı sıra SAN ve atriyoventriküler kavşak (Avj) de bu hazırlık (Şekil 1B) erişilebilir.
    10. Epikardiyal ve endokard yüzeyleri hem Superfusion izin vermek için silikon kaplı bölmenin tabanından yaklaşık 0.5 mm nihai hazırlama yukarı kaldırın.
    11. SVC yakınındaki odaklanmış bir akış 12 ml / dk'lık bir sabit bir hızda ısıtıldı ile preparasyonu (37 ° C), Tyrode çözeltisi Superfuse ve • banyo süperfüzyon için 30 ml / dk.
    12. Disseke RAA kenarında ısmarlama kalp pili Ag / AgCl 2 elektrot (0.25 mm çapında) yerleştirin. Sonra sırasıyla, iki EKG 12 mm iğne (29G) RAA ve SAA yakın elektrotlar (tek kutuplu) yerleştirin. zemin EKG seçilen yerleştirinAvj yakın sürdü.
  2. boyanma
    1. voltaja duyarlı bir boya (RH-237 ya da di-4-ANNEPS) doğrudan bir uygulama gerçekleştirmek. Bunun için, ısıtılmış (37 ° C), Tyrode çözeltisi 1 mm boya stok çözeltisi 1-2 ul seyreltilmiş ve yavaş yavaş 1 mm'lik bir pipet kullanılarak hazırlama yüzeyi üzerinde seyreltilmiş boya bırakın.
    2. Alternatif olarak, bütün kalp hazırlanması (adım 2.2.1-2.2.2) için yukarıda tarif edilene benzer Langendorff perfüze kalp koroner perfüzyon yoluyla voltaja duyarlı boya atriyal boyama yapar.
      1. açıklandığı gibi koroner perfüzyon boyanması sonra, atriyal hazırlık izole. tatmin edici bir floresans seviyesine ulaşmak için gerektiğinde ek yüzey boyama gerçekleştirin. Hızlı atriyal izolasyon boya ağartıcı değildir ve boyama kalitesini etkilemez.
    3. elektro-mekanik uncoupler, blebbistatin ile hazırlık hareketsiz. ble 3-5 ul sulandırmakısıtılmış (37 ° C), Tyrode çözeltisi içinde stok çözeltisi bbistatin yavaşça preparatın yüzeyine ve çevredeki çözeltisi seyreltilmiş blebbistatin bırakın. Blebbistatin hazırlanması ve boyama esnasında ışığa ışığa duyarlı, 13,14 kaçının uzun pozlama olduğu gösterilmiştir beri.
    4. kasılmasını bastırmak için gerektiği kadar ek blebbistatin uygulamasını gerçekleştirin. Normalde 3 ek uygulamalar (her uygulama başına 3-5 ul) kadar doğru SAN ve atriyal aktivasyon yeniden amacıyla yeterince hareket artifakı bastırmak için kullanılabilir.
    5. Perfüzat ısıtılan blebbistatin ilave 0.5 ml ilave edilir. Bu işlem sırasında, boya / blebbistatin atrial dokuda leke izin 30 saniye için Superfusion duraklama.

4. Optik Haritalama Kurma

Not:., Optik eşleme sisteminin ayrıntılı bir açıklama temin edilmiştir 12

  1. Bir tem bir kamera kullanın2.000 kare / sn veya daha yüksek, ve kondansatör lens serisi temporal çözünürlük 100 mm / piksel veya daha yüksek uzaysal çözünürlüğü ulaşmak için. Bu SAN aktivasyonu ve intranodal yayılmasını yeniden gereklidir.
  2. titreşimli çözümden hareket paraziti azaltmak için, kalp / izole atrial hazırlık üzerine çözeltinin yüzeyinde küçük bir cam kapak düzeltmek.
  3. Bir sabit akım, düşük gürültü halojen lamba tarafından sağlanan uyarma ışık (520 ± 45 nm dalga boyu) kullanın. esnek çatallı ışık kılavuzu ile hazırlanması üzerine filtrelenmiş ışık demetini yönlendirin.
  4. Uzun geçiş filtresi (> 715 nm) tarafından yayılan floresan filtre. Toplamak dijital ortama aktarmak ve kamera üreticisi tarafından sağlanan bir bilgisayar kullanarak yazılım üzerinde elde edilen floresan sinyal kaydedin.

5. Veri İşleme

NOT: Optik eşleme verileri toplanır ve farklı zaman noktalarında floresan yoğunluğu matrisler bir dizi olarak depolanır. Her piksel hukBelirli bir zaman noktasında doku hazırlanması belirli bir konuma toplanan floresan yoğunluğu bir ölçü NTS. Arkaplan floresan otomatik olarak membran voltaj değişiklikleri ile üretilen ve mikroelektrot sistemleri tarafından ölçülen aksiyon potansiyeli (AP) ile haberleşmek için ters floresan değişiklikleri daha iyi görünüm için izin piksel başına kaldırılır. Görüntü segmentasyonu, uzamsal filtreleme, zamansal filtreleme ve bazal sürüklenme kaldırılması da dahil olmak üzere optik görüntüleme verileri, işleme farklı adımların Detaylar odaklanmış gözden verilmiştir. 15

  1. El ile ya da doku sınırlarını belirlemek için özel bir algoritma (örneğin, bir eşikleme veya kenar algılama) 15 kullanılarak, 1 (dahil piksel) ve 0 (hariç piksel) bir ikili maske oluşturmak ve sırayla her kareye maske uygulayın. Bu işlem daha sonraki işlemler için ilgi alanları vurgular ikili görüntü oluşturur.
  2. opt sinyal-gürültü oranını geliştirmek için,ical veri, seçilmiş alanlarda dahilinde sinyalleri filtre. Bunun için, örneğin, Butterworth, Chebyshev türü ve / veya zamansal filtreleme ((gürültülü veriler, 5 x 5 için, örneğin 3 x 3, istenen evrişim bin ya da çekirdek tarafından tanımlanan komşu floresan piksellerin yani ortalamasını veya) uzaysal kullanın 1, Chebyshev tip 2, Eliptik vs) (Şekil 2). verileri yorumlarken akılda süzülmüş kaynaklı eserler olasılığını tutun. Daha fazla bilgi için, bkz:. 15
  3. gerektiğinde (orijinal sinyale yüksek geçiren filtreleme ya da polinom uydurma kullanarak) optik kayıtlarında bazal sürüklenme çıkarın ve sonra 0 (minimum floresan) 1 (azami floresan) her piksel sinyali normalleştirmek.
  4. Tek bir AP yayılımı için tüm piksellerin aktivasyon süreleri kapsayan bir zaman penceresini seçin. F flüoresan maksimum upstroke türevinin zaman (dF / dt max, her pikselin kendi aktivasyon zamanı atamace yoğunluk). tüm piksel aktivasyon süreleri kullanarak, eş zaman aktivasyon haritası yeniden. Her isochron böylece aynı anda aktif piksel gösterecektir.
  5. Her piksel (repolarizasyon, APD 80% 80 gibi) repolarizasyon belirli bir düzeyde aktivasyon zaman ve arasındaki süresini hesaplamak için, AP süresi (AKB) dağılım haritası yeniden inşa etmek. tüm piksel APD değerlerini kullanarak, AKB dağıtım eş zaman haritayı yeniden. Her isochron böylece aynı AKB pikselleri gösterir.
  6. AP yayılması için iletim hızını hesaplamak için, 5.4 hesaplanan aktivasyon zamanlı veri hazırlama bir yüzey uygun. Bunun için, polinom yüzey uydurma veya yerel çekirdek yüzey pürüzsüzleştirme kullanmak ve daha sonra takılan yüzeyin degrade yerel iletim hızı vektörleri hesaplar.
  7. Repolarizasyon harita oluşturmak için, her pikselin kendi repolarizasyon süresini atamak, maksimum ikinci türevi olarak tanımlandığı (d 2 F / dt2) OAP veya% 90 repolarizasyon süresinin sonunda optik sinyalin.

Sonuçlar

Langendorff-perfüze Kalpten bozulmamış SAN Optik Haritalama
Spontan sinüs ritmi için yeniden bir RA aktivasyon kontur haritası tipik bir örnek, bir Langendorff-perfüze fare kalp için Şekil 3'te gösterilmiştir. Erken aktivasyon noktası SAN anatomik tanımlanan SVC yakın intercaval bölge içinde yer almaktadır. 1.0 ve 0.5 milisaniye örnekleme hızında elde edilen 3,16 İki RA aktivasyon kontur haritaları Şe...

Tartışmalar

Langendorff-perfüze bütün kalbi 1) bozulmamış SAN, ve 2) SAN izole olarak, atriyal hazırlık açtı: Burada, fare SAN hazırlıkları iki tür sundu. hazırlık Bu iki tip farklı deneysel amaçlara hizmet eder. Langendorff perfüze bütün kalp hazırlanmasında, sağlam atriyal yapısı mümkün evresel taşiaritmileri sırasında San ve atriyum arasındaki karmaşık atriyal atriyal fibrilasyon gibi aritmiler gibi etkileşimler üzerinde çalışmak için yapar korunur. 6 aksine, izole edilmiş atriy...

Açıklamalar

No conflicts of interest are declared.

Teşekkürler

We are supported by the University of Wisconsin-Madison Medical School start-up (A.V.G.).

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
water jacketRadnoti1660 Series Tissue Bath for Large Organ or Single Cell Isolation Procedures
water bath / circulatorFisher Scientific1016S
pressure amplifierAD InstrumentsMLT0670
EMD Millipore Nylon Net FiltersFisher ScientificNY1102500
Pressure transducerAD InstrumentsMLT0670
Stainless Steel Minutien Pins - 0.1mm DiameterFine Science Tools26002-10 
Perfusion pumpWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4LS
Superfusion pumpWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4HS
Vannas Tubingen scissors World Precision Instruments503379
Dumont forcepsWorld Precision Instruments501201, 500085
Mayo scissorsWorld Precision Instruments501750
Kelly hemostatic forcepsWorld Precision Instruments501241
Iris forcepsWorld Precision Instruments15917
Iris scissorsWorld Precision Instruments501263
ECG 12 mm needle (29-gauge) electrodes (monopolar) AD InstrumentsMLA1203
in-line Luer injection portIbidi10820
Ultima-L CMOS camera SciMediaMiCAM-05 
halogen lampMoritex USA IncMHAB-150W
NaClFisher ScientificS271-1
CaCl2 (2H2O)Fisher ScientificC79-500
KClFisher ScientificS217-500
MgCl2 (6H2O)Fisher ScientificM33-500
NaH2PO4 (H2O)Fisher ScientificS369-500
NaHCO3Fisher ScientificS233-3
D-GlucoseFisher ScientificD16-1
BlebbistatinTocris Bioscience1760
RH237ThermoFisher ScientificS1109
Dimethyl sulphoxide (DMSO)Sigma-AldrichD2650

Referanslar

  1. Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).
  2. Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells & tissues. Circ Res. 110 (4), 609-623 (2012).
  3. Fedorov, V. V., Glukhov, A. V., Chang, R. Conduction barriers and pathways of the sino-atrial pacemaker complex: their role in normal rhythm and atrial arrhythmias. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2012).
  4. Boyett, M. R., Honjo, H., Kodama, I. The sinoatrial node, a heterogeneous pacemaker structure. Cardiovasc Res. 47 (4), 658-687 (2000).
  5. Glukhov, A. V., et al. Sinoatrial Node Reentry in a Canine Chronic Left Ventricular Infarct Model: The Role of Intranodal Fibrosis and Heterogeneity of Refractoriness. Circ Arrhythm Electrophysiol. , (2013).
  6. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex. Eur Heart J. 36 (11), 686-697 (2015).
  7. John, R. M., Kumar, S. Sinus Node and Atrial Arrhythmias. Circulation. 133 (19), 1892-1900 (2016).
  8. Swaminathan, P. D., et al. Oxidized CaMKII causes cardiac sinus node dysfunction in mice. J Clin Invest. 121 (8), 3277-3288 (2011).
  9. Glukhov, A. V., Fedorov, V. V., Anderson, M. E., Mohler, P. J., Efimov, I. R. Functional anatomy of the murine sinus node: high-resolution optical mapping of ankyrin-B heterozygous mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299 (2), H482-H491 (2010).
  10. Egom, E. E., et al. Impaired sinoatrial node function and increased susceptibility to atrial fibrillation in mice lacking natriuretic peptide receptor C. J Physiol. 593 (5), 1127-1146 (2015).
  11. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  12. Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. J Vis Exp. (55), e3275 (2011).
  13. Fedorov, V. V., et al. Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts. Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).
  14. Swift, L. M., et al. Properties of blebbistatin for cardiac optical mapping and other imaging applications. Pflugers Arch. 464 (5), 503-512 (2012).
  15. Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (7), H753-H765 (2012).
  16. Liu, J., Dobrzynski, H., Yanni, J., Boyett, M. R., Lei, M. Organisation of the mouse sinoatrial node: structure and expression of HCN channels. Cardiovasc Res. 73 (4), 729-738 (2007).
  17. Verheijck, E. E., et al. Electrophysiological features of the mouse sinoatrial node in relation to connexin distribution. Cardiovasc Res. 52 (1), 40-50 (2001).
  18. Krishnaswamy, P. S., et al. Altered parasympathetic nervous system regulation of the sinoatrial node in Akita diabetic mice. J Mol Cell Cardiol. 82, 125-135 (2015).
  19. Nygren, A., Lomax, A. E., Giles, W. R. Heterogeneity of action potential durations in isolated mouse left and right atria recorded using voltage-sensitive dye mapping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (6), H2634-H2643 (2004).
  20. Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping. Circ Res. 106 (2), 255-271 (2010).
  21. Aschar-Sobbi, R., et al. Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFalpha. Nat Commun. 6, 6018 (2015).
  22. Hansen, B. J., et al. Atrial fibrillation driven by micro-anatomic intramural re-entry revealed by simultaneous sub-epicardial and sub-endocardial optical mapping in explanted human hearts. Eur Heart J. 36 (35), 2390-2401 (2015).
  23. Lang, D., Petrov, V., Lou, Q., Osipov, G., Efimov, I. R. Spatiotemporal control of heart rate in a rabbit heart. J Electrocardiol. 44 (6), 626-634 (2011).
  24. Kanlop, N., Sakai, T. Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations. J Physiol Sci. 60 (2), 109-117 (2010).
  25. Glukhov, A. V., Flagg, T. P., Fedorov, V. V., Efimov, I. R., Nichols, C. G. Differential K(ATP) channel pharmacology in intact mouse heart. J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 152-160 (2010).
  26. Wu, J., et al. Altered sinoatrial node function and intra-atrial conduction in murine gain-of-function Scn5a+/DeltaKPQ hearts suggest an overlap syndrome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (7), H1510-H1523 (2012).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

BiyofizikSay 118optik haritalamain atriyal d mfarekalpaksiyon potansiyeli

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır