JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تقدم هذه الدراسة أرنب تحسين نموذج المصابين المكوّرات العنقودية الذهبية التي تسد نفس الكمية من البكتيريا في نخاع العظام. تستخدم كبريتات الكالسيوم فانكومايسين تحميل والعظام الغازي للعلاج إصلاح المضادات الحيوية والعظام. البروتوكول يمكن أن تكون مفيدة لدراسة عدوى العظام والتجدد.

Abstract

التهاب العظام نتيجة لغزو البكتيريا، وصعبة للغاية لعلاج في الجراحة السريرية، والعظام، والصدمة. قد يؤدي التهاب العظام التهاب مستمر والتهاب العظم والنقي وغير العظام في نهاية المطاف الاتحاد. إنشاء نموذج الحيوان مجدية واستنساخه من المهم أن العظام بحوث العدوى والعلاج بالمضادات الحيوية. كنموذج في المجراة، نموذج أرنب يستخدم على نطاق واسع في بحوث التهاب العظام. ومع ذلك، العظام الدراسات السابقة على أرنب العدوى نماذج تبين أن حالة الإصابة غير متناسقة، كما كانت كمية البكتيريا متغير. تقدم هذه الدراسة طريقة جراحية محسنة لحمل عدوى العظام في أرنب، بحظر هذه البكتيريا في نخاع العظام. ثم، يمكن أن يكون إجراء تقييمات متعددة المستويات للتحقق من أسلوب النمذجة.

وبصفة عامة، النسيج المتنخر ديبريدينج وغرس كبريتات الكالسيوم محملة الفانكوميسين (فكس) الغالبة في العلاج بالمضادات الحيوية. على الرغم من أن فوائد سلفات الكالسيوم في فكس أوستيوسيتي الزحف ونمو العظام الجديدة، تحدث تشوهات العظام الضخمة بعد ديبريدينج. عظم الغازي (AB) استراتيجية جذابة للتغلب على عيوب العظام لعلاج تشوهات العظام الضخمة بعد ديبريدينج العظام نخرية.

في هذه الدراسة، استخدمنا عظم الذيل عظم الغازي مزروع في خلل العظام. إصلاح العظام كانت تقاس باستخدام مايكرو-المحسوبة-التصوير المقطعي (الصغرى-ط) والتحليل النسيجي بعد التضحية بالحيوان. نتيجة لذلك في مجموعة فكس، دأبت حصلت غير العظام الاتحاد. على النقيض من ذلك، كانت المناطق عيب العظام في المجموعة فكس-آب انخفض كثيرا. ووصف أسلوب النمذجة الحالي أسلوب استنساخه، عمليا، مستقرة بإعداد نموذج عدوى العظام. معاملة فكس-آب أدى إلى انخفاض معدلات غير الاتحاد العظام بعد العلاج بالمضادات الحيوية. نموذج عدوى العظام محسنة ومعاملة تركيبة فكس والعظام الغازي يمكن أن تكون مفيدة في دراسة الآليات الكامنة في العظام العدوى والعظام التجدد ذات الصلة بالتطبيقات الكسور العظمية.

Introduction

وعادة ما يؤدي التهاب العظام من البكتيريا أو غزو الكائنات الدقيقة الأخرى بعد الصدمة أو كسور العظام أو أمراض العظام الأخرى1. قد تؤدي الإصابة العظام على مستوى عال من تدمير الأنسجة والتهاب العظام. في العيادة، المكوّرات العنقودية الذهبية (S. aureus) هو المسبّب الرئيسي2،التهاب العظام3. التهاب العظام مؤلمة، المنهكة، وغالباً ما يأخذ دورة مزمنة التي صعبة للغاية لعلاج4. وفي الوقت الحاضر، قد تأكدت debridement أنسجة نخرية وغرس من حبات الكالسيوم محملة الفانكوميسين (فكس) كاستراتيجية فعالة للسيطرة على العدوى المحلية5،6. ومع ذلك، شهدت 10% إلى 15% مرضى عملية إصلاح العظام الطويلة، وتأخر الاتحاد أو غير الاتحاد بعد العلاج المضادة العدوى7. الجزء الكبير من خلل العظام هي المسألة الأكثر صعوبة لجراحي العظام. يعتبر الفساد العظام ذاتي استبدال العظام الأمثل في العظام العلاج غير الاتحاد8،9.

وحتى الآن، معظم الدراسات على العظام أجريت العدوى وغرس العظام ذاتي في أنواع مختلفة من نماذج حيوانية، مثل الفئران، الأرانب والكلاب والخنازير والأغنام10،11. نماذج الأرانب هي الأكثر شيوعاً لدراسات عدوى العظام، كأول يؤديها بلدان الشمال وكنيدي في عام 197012،13. في دراستنا السابقة، قمنا باستخدام نماذج أرنب اتباع الأسلوب في بلدان الشمال، ووجدنا أن الكمية في المذهبة س. حقن نخاع العظام يمكن لا يمكن تحديده كمياً بدقة، كما تسرب الدم من النخاع العظمى أدى إلى تجاوز الحل البكتيريا.

تقدم هذه المقالة طريقة جراحية محسنة لحمل عدوى العظام في الأرانب. في نهاية هذا الإجراء، أجريت اختبار الكيمياء حيوية في دم، وإجراء فحص البكتريولوجية، وإجراء فحص الأنسجة التحقق من نموذج عدوى العظام. ثم، كان مزروع فكس لمنع العدوى، وكان مزروع العظام الغازي لتعزيز تجديد العظام.

Protocol

وعولج الأرانب المستخدمة في هذه الدراسة وفقا للدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية. وأعقب كل الإجراءات التجريبية القواعد "أخلاقيات اللجنة من تشجيانغ أكاديمية للطب الصيني التقليدي".

1-إعداد تعليق البكتيرية

  1. حل 0.5 ملغ المذهبة س. التجميد مسحوق (ATCC 6538) مع 0.3 مل من لوريا بيرتاني الثقافة المتوسطة. مزيج تعليق تماما.
  2. متتالية بتعليق البكتيريا على فول الصويا تريبتيك أجار لوحات واحتضان المستعمرات البكتيرية في 37 درجة مئوية ح 16.
  3. حدد مستعمرة بكتيرية واحدة تشكيل وحدة (زيمبابوي) والثقافة في أنابيب مرق الصويا تريبتيك ل 24 h. تنفيذ ثقافة فرعية لحوالي 24 ساعة عند 37 درجة مئوية، والحصول على النمو منتصف لوغاريتمي البكتيريا المرحلة بعد 16 إلى 18 ساعة، عندما تكون قيمة الكثافة البصرية (OD) 0.6 في 600 نانومتر 14.
  4. نقل 1 مل تعليق البكتيريا في أنبوب الطرد مركزي. الطرد المركزي لمدة 5 دقائق في 825 x ز و 4 درجات مئوية، وتجاهل المادة طافية. ريسوسبيند وغسل البكتيريا مع 100 ميليلتر من الفوسفات مخزنة المالحة (PBS)؛ كرر هذه الخطوة 3 مرات. وأخيراً، ريسوسبيند البكتيريا مع 3 مل من برنامج تلفزيوني.
  5. تقدير تركيز البكتيريا تستخدم في مكفارلاند توربيديميتري15.
    1. نقل 100 إلى 500 ميليلتر من تعليق البكتيريا إلى أنبوب اللونية حتى التعكر ما يعادل 0.5 ماكفارلاند قياسية.
    2. تقييم التعكر بالمقارنة البصرية إلى 0.5 ماكفارلاند، عندما يصل محتوى البكتيريا إلى ما يقرب من 108 زيمبابوي/مل.
      ملاحظة: تأكد من أن حجم تعليق البكتيريا كافية للبروتوكولات التالية. لكل أرنب، حجم تعليق البكتيريا أقل من 1 مل.
  6. نقل 0.2 مل تعليق البكتيرية لصفيحة أجار وتطبيقه بشكل متساو. احتضان لوحة عند 37 درجة مئوية حاء 16 عدد مستعمرات البكتيريا للتحقق من زيمبابوي لتعليق البكتيريا.

2-إعداد نماذج الإصابة العظام

  1. تبقى الذكور نيوزيلندا أرانب بيضاء، الذين تتراوح أعمارهم بين 3 أشهر، في أقفاص فردية، في ظل الظروف التي تسيطر على الهواء (20 ± 1 درجة مئوية) ودورات إضاءة الضوء الظلام ح 12/12 ساعة. يوفر النظام الغذائي الروتيني والاستفادة من المياه يوميا.
  2. تأكد من أن وقت الجراحة أن الأرنب يزن أكثر من 3 كجم.
  3. تخدير الأرانب عن طريق الحقن داخل مع الصوديوم بينتوباربيتال (3 ملغ في كل 100 غرام وزن الجسم). تأكد من أن يتم تخديره الأرانب تماما بعدم الاستجابة إلى رشة مخلب. إصلاح الأرانب على طاولة العمليات أثناء إجراء العملية.
    ملاحظة: تأكد من أن النمذجة مدة الإجراء أقل من 1 ح.
  4. حلق المنطقة الدانية الساق باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية ضد اتجاه نمو الشعر. تطهير الجلد بتطبيق حل بوفيدون.
  5. علامة نهاية العلوي من الساق وموضع ثقب الحفر للحقن مع S. aureus (المسافة إلى نهاية العلوي من الساق 1.5 سم) مع القلم والمسطرة. تأكد من مواقف ثقب الحفر في وسط هضبة قصبي أفقياً (الشكل 1أ).
  6. قطع الجلد الساق باستخدام مشرط رقم 11 وجعل شق 1 سم في السمحاق (الشكل 1ب، ج). لكمه في حفرة قطرها 2 ملم في الساق باستخدام وحدة حفر عظم كهربائية (الشكل 1د).
  7. اضغط ثقوب قطرها 2 مم في هضبة قصبي مع اسطوانة شمع العظام قطرها 2 مم والارتفاع 2 مم (الشكل 1ﻫ). إزالة الشمع العظام قطع الغيار على طول الطائرة الأفقي من هضبة قصبي (الشكل 1و). تحقق من أن ثقب 2 مم كامل عظم الشمع (الشكل 1ز).
    ملاحظة: التأكد من وجود الثقوب كاملة من الشمع العظام عن طريق التحقق من الحفرة مع أو بدون تجاوز الدم.
  8. خياطة تصل السمحاق والجلد بخياطة جراحية قابلة للامتصاص في خياطة مفرش رأسية لمنع الحيوان من مضغ خياطة الجروح (الشكل 1ح).
  9. حقن 1 × 108 زيمبابوي/مل حلول المذهبة س. (30 ميليلتر في كل 100 غرام وزن الجسم) مع نظام حقن أسيبسيس 1 مل (الشكل 1أنا). تأكد من أن تخترق الشمع العظام الإبر وحقن في المذهبة س الحل في نخاع العظام ببطء.
  10. إبقاء الحيوانات في ظروف دافئة ونظيفة لتجنب فقدان الحرارة بعد وضع النماذج. رصد معدل التنفس ومعدل ضربات القلب. وبعد الاستيقاظ، بيت الأرانب في أقفاص فردية مع حرية الوصول إلى الغذاء والماء.

3-تقييم نموذج عدوى العظام

  1. في أيام 7، 14 و 21 و 28 بعد الإصابة، ضع الأرانب إلى المثبت أرنب مع الرأس والإذن خارج المثبت.
  2. رسم 2 مل دم من الأوردة إذني في وعاء التخثر دم (يدتا-K2) حمض ديبوتاسيوم الإيثيلين. رسم 1 مل دم من الأوعية الدموية في وعاء دم. الطرد المركزي في المصل لمدة 10 دقيقة مع سرعة من 651 x ز في درجة حرارة الغرفة.
    1. تحديد عدد خلايا الدم البيضاء (WBC) في استخدام محلل بيوكيميائية دم الدم كله، والاعتداء بروتين سي التفاعلي (CRP) الممتز المرتبط بالانزيم (إليزا) الأسلوب16.
  3. في أيام 7، 14 و 21 و 28 بعد الإصابة، تخدير الأرنب نموذج واحد مع الصوديوم بينتوباربيتال في جرعة 3 ملغ لكل 100 غرام من وزن الجسم. قطع الجلد الساق باستخدام مشرط رقم 11 وجعل شق 2 سم في السمحاق (الشكل 2أ).
  4. تنظيف الشمع العظام. ديبريدي نخرية العظام باللكم ثقبين قطر المجاورة 4.8 مم استخدام وحدة حفر عظم كهربائية (الشكل 2ب). ديبريدي نخرية نخاع العظام والأنسجة تحبيب استخدام ملعقة العظام (الشكل 2-ج).
    ملاحظة: تنظيف الأنسجة العظام أثناء ديبريديمينت لتجنب النسيج العظمى المتبقية في نخاع العظام.
  5. كشط وتنظيف الأنسجة العظام بين اثنين من الثقوب (الشكل 2د).
  6. انتشار 1 مل نخاع العظام على لوحات أجار الدم الأغنام. احتضان لوحات بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية. حدد لوحات من 30-300 مستعمرة، وحساب عدد المستعمرات.
  7. في نهاية يوم 28 بعد الإصابة، استخراج العينات الساق على طول حواف مفاصل الركبة والكاحل. إصلاح العينات الساق في بارافورمالدهيد 4% ل 24 h. ديكالسيفي العينات الساق في يدتا 10% لمدة 8 أسابيع.
  8. يذوي العينات الساق في سلسلة متدرجة من تخفيف الإيثانول، وقم بتضمين في شمع البارافين. قطع المقاطع ميكرومتر 5 4 على التوالي من الطائرات الاكليلية. وصمة عار الأقسام مع الهيماتوكسيلين وويوزين عدة المصبوغة (H & E).
  9. استخدام مجهر لعرض المقاطع الملون وتسجيل الصور الخفيفة المنقولة مع البرامج القياسية.

4-إعداد حبات فكس

  1. إضافة 1 غ مسحوق هيدروكلوريد فانكومايسين إلى 9.5 غرام كبريتات الكالسيوم الصف الطبية ومن ثم أضف 3 مل من المحلول الملحي العادي لقوة مختلطة. خلطهما جيدا مع ملعقة ل 30 إلى 45 ثانية.
  2. ضع المنتج مختلطة في العفن مرن السليكا هلام (اسطوانة قطرها 4.8 مم وارتفاع 4.8 ملم)، وجاف في درجة حرارة الغرفة لإزالة 15 دقيقة الخرز فكس بالثناء العفن.

5-المضادات الحيوية العلاج وغرس العظام الغازي

  1. تخدير الأرانب النموذجية مع الصوديوم بينتوباربيتال في جرعة 3 ملغ لكل 100 غرام من وزن الجسم في اليومال 28 بعد الإصابة. حلق المنطقة الدانية الساق باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية. تطهير الجلد بتطبيق الحل بوفيدون.
    ملاحظة: تأكد من أن الإجراء النمذجة أقل من 1 ح.
  2. منطقة الذيل استخدام ماكينة حلاقة كهربائية للحلاقة وتطهير الذيل بتطبيق الحل بوفيدون.
  3. قص أسفل الذيل باستخدام مقص جراحي. قطع ذيل الجلد باستخدام مشرط رقم 11، وتكشف عن عظم الذيل. خياطة حتى الجلد في منطقة الذيل مع خيوط جراحية قابلة للامتصاص في خياطة مفرش رأسي لمنع الحيوان من مضغ خياطة الجروح.
  4. قم بإزالة أي العضلات والأنسجة اللينة والسمحاق. فصل في عظم الذيل في كل مشترك ونقل يفتت العظام إلى طبق بلاستيك 100 ملم التي تحتوي على المحلول الملحي المعقم.
  5. زرع 4 قطع من حبات فكس (اسطوانة قطرها 4.8 مم والارتفاع 4.8 مم، 1.25 ملغ فانكومايسين كل قطعة من حبة) في تجويف نخاع استخدام الملقط المنحنى (الشكل 2ه).
  6. ملء عيب العظام مع 8 قطع من عظام الغازي (اسطوانة قطرها 2 مم والارتفاع 4 مم لكل قطعة) باستخدام منحنى ملاقط (الشكل 2ه).
  7. خياطة تصل السمحاق والجلد بخيوط جراحية قابلة للامتصاص بطريقة خياطة مفرش (الشكل 2و).
    ملاحظة: الحفاظ على درجة حرارة 25 درجة مئوية خلال الجراحة.
  8. إبقاء الحيوانات في ظروف دافئة ونظيفة لتجنب فقدان الحرارة بعد الجراحة. رصد معدل التنفس ومعدل ضربات القلب. وبعد الاستيقاظ، بيت الأرانب في أقفاص فردية مع حرية الوصول إلى الغذاء والماء.

6-تقييم نشاط المضادات الحيوية

  1. وضعت المثبت أرنب الأرانب، ووضع الرأس والإذن خارج يتدخل في 2، 4 و 6 و 8 أسابيع بعد العلاج.
  2. سحب الدم من الأوردة إذني مع الأوعية الدموية التخثر أدتا K2. رسم 1 مل دم من الأوعية الدموية في وعاء دم. الطرد المركزي في المصل لمدة 10 دقيقة مع سرعة من 651 x ز في درجة حرارة الغرفة.
  3. تحديد عدد خلايا الدم البيضاء (WBC) في الدم كله باستخدام محلل البيوكيميائية في الدم، وبروتين سي التفاعلي (CRP) بواسطة طريقة أليسا16.

7-تقييمات لتجديد العظام

  1. Euthanize الأرانب بالحقن مع أكثر لجرعات صوديوم بينتوباربيتال، في نهاية 8 أو 12 أسبوعا بعد العلاج.
  2. استخراج العينات الساق، على طول حواف مفاصل الركبة والكاحل. ديبريدي العضلات وطبقات اللفافي.
  3. تحليل بنية الساق باستخدام التصوير المقطعي المحسوبة الدقيقة (الصغيرة-CT). اختر 4.8 مم منطقة بيضاوية و 9.6 مم طويل كالمنطقة للفائدة (العائد على الاستثمار). إعادة بناء الصور نموذج ثلاثي الأبعاد باستخدام بيانات الصورة النقطية.
  4. اختر عشرات نسبة حجم وحدة التخزين/الأنسجة العظام (BV/TV)، سمك ترابيكولار (Tb.Th)، ترابيكولا رقم (Tb.N) وفصل ترابيكولار (Tb.Sp)from the3D نماذج لتقييم تجديد العظام.

النتائج

تقييم نموذج عدوى العظام
بعد الإصابة المكوّرات س.، المظاهر المرضية للأرانب كانت مشابهة لأعراض التهاب العظم والنقي المزمن في العيادة الممثل. في دراستنا، الأرانب 30 إصابة، وتعرض كمجموعة نموذجية، وتعرض 10 أرانب كمراقبة الحيوانات. جميع الأرانب النموذجية قد إص?...

Discussion

وشيدت في الدراسات السابقة، أنواع مختلفة من نماذج حيوانية لدراسة كلا من عدوى العظام الحادة والمزمنة؛ ومع ذلك، لا تزال قائمة البحث عن النموذج المثالي17،18. وبالإضافة إلى ذلك، يتوقع نموذج عدوى العظام المثالي لمحاكاة الخصائص المرضية للعدوى العظام في الإعداد ال...

Disclosures

واضعي التقرير لا تضارب في المصالح في هذا العمل.

Acknowledgements

وكان يدعمها هذا العمل الوطني العلوم الطبيعية مؤسسة في الصين (81803808, 81873062)، ومقاطعة تشجيانغ الطبية والعلوم الصحية وصندوق التكنولوجيا (2017KY271) والعلوم ومشروع التكنولوجيا لمقاطعة تشجيانغ (37181 2017).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
absorbable surgical sutureJinghuan18S0604A
asepsis injectorJinglong20170501
bone waxETHICONJH5CQLM
CCD cameraOlympusDP72
EDTA-K2 anticoagulant blood vesselXINGE20170802
Electric bone drill unitBao KangBKZ-1
Electric shaverCodos3800
flexible silica gel mold WRIGHT1527745
Hematoxylin and Eosin Staining KitBeyotime20170523
Luria-Bertani culture mediumBaisi Biothchnology20170306
Medical-grade calcium sulphateWRIGHT1527745
microcomputed tomography (micro-CT)BrukerSkyScan 1172 
MicroscopeOlympusCX41
New Zealand white rabbitsZhejiang Experimental Animal Center SCXK 2014-0047
No. 11 scalpel Yuanlikang20170604
normal salineMingsheng20170903
PBSTBD(Jingyi)20170703-0592
pentobarbital sodiumMerk2070124
povidone-iodinesolutionLierkang20170114
S. aureus freeze drying powderChina General Microbiological Culture Collection CenterATCC 6538
sheep blood agarHuanKai Microbial3103210
tryptic soy agar platesHuanKai Microbial3105697
tryptic soy broth tubesHuanKai Microbial3104260
VancomycinLillyC599180

References

  1. Malizos, K. N. Global Forum: The Burden of Bone and Joint Infection: A Growing Demand for More Resources. Journal of Bone and Joint Surgery-American Volume. 99, 20 (2017).
  2. Peeters, O. Teicoplanin - based antimicrobial therapy in Staphylococcus aureus bone and joint infection: tolerance, efficacy and experience with subcutaneous administration. BMC Infectious Diseases. 16, 622 (2016).
  3. Sugaya, H., et al. Percutaneous autologous concentrated bone marrow grafting in the treatment for nonunion. European Journal of Orthopeadic Surgery and Traumatology. 24, 671-678 (2014).
  4. Birt, M. C., Anderson, D. W., Bruce, T. E., Wang, J. Osteomyelitis: Recent advances in pathophysiology and therapeutic strategies. Journal of Orthopeadics. 14, 45-52 (2017).
  5. Walter, G., Kemmerer, M., Kappler, C., Hoffmann, R. Treatment algorithms for chronic osteomyelitis. Deutsches Arzteblatt International. 109, 257-264 (2012).
  6. Henriksen, K., Neutzsky-Wulff, A. V., Bonewald, L. F., Karsdal, M. A. Local communication on and within bone controls bone remodeling. Bone. 44, 1026-1033 (2009).
  7. Mendoza, M. C., et al. The effect of vancomycin powder on bone healing in a rat spinal rhBMP-2 model. Journal of Neurosurgery Spine. 25, 147-153 (2016).
  8. Cohn Yakubovich, D., et al. Computed Tomography and Optical Imaging of Osteogenesis-angiogenesis Coupling to Assess Integration of Cranial Bone Autografts and Allografts. Journal of Visualized Experiments. (106), e53459 (2015).
  9. Brecevich, A. T., et al. Efficacy Comparison of Accell Evo3 and Grafton Demineralized Bone Matrix Putties against Autologous Bone in a Rat Posterolateral Spine Fusion Model. Spine Journal. 17, 855-862 (2017).
  10. Jensen, L. K., et al. Novel porcine model of implant-associated osteomyelitis: A comprehensive analysis of local, regional, and systemic response. Journal of Orthopeadic Research. 35, 2211-2221 (2016).
  11. de Mesy Bentley, K. L., et al. Evidence of Staphylococcus Aureus Deformation, Proliferation, and Migration in Canaliculi of Live Cortical Bone in Murine Models of Osteomyelitis. Journal of Bone and Mineral Research. 32, 985-990 (2017).
  12. Norden, C. W., Kennedy, E. Experimental osteomyelitis. I: A description of the model. Journal of Infectious Diseases. 122, 410-418 (1970).
  13. Mistry, S., et al. A novel, multi-barrier, drug eluting calcium sulfate/biphasic calcium phosphate biodegradable composite bone cement for treatment of experimental MRSA osteomyelitis in rabbit model. Journal of Controlled Release. 239, 169-181 (2016).
  14. Bernthal, N. M., et al. Combined In vivo Optical and µCT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice. Journal of Visualized Experiments. (92), e51612 (2014).
  15. Koeth, L. M., DiFranco-Fisher, J. M., McCurdy, S. A Reference Broth Microdilution Method for Dalbavancin In Vitro Susceptibility Testing of Bacteria that Grow Aerobically. Journal of Visualized Experiments. (103), e53028 (2015).
  16. Uttra, A. M., et al. Ephedra gerardiana aqueous ethanolic extract and fractions attenuate Freund Complete Adjuvant induced arthritis in Sprague Dawley rats by downregulating PGE2, COX2, IL-1β, IL-6, TNF-α, NF-kB and upregulating IL-4 and IL-10. Journal of Ethnopharmacology. 224, 482-496 (2018).
  17. Harrasser, N., et al. A new model of implant-related osteomyelitis in the metaphysis of rat tibiae. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 152 (2016).
  18. Abedon, S. T. Commentary: Phage Therapy of Staphylococcal Chronic Osteomyelitis in Experimental Animal Model. Frontiers in Microbiology. 7, 1251 (2016).
  19. Tan, H. L., Ao, H. Y., Ma, R., Lin, W. T., Tang, T. T. In vivo effect of quaternized chitosan-loaded polymethylmethacrylate bone cement on methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis infection of the tibial metaphysis in a rabbit model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 58, 6016-6023 (2014).
  20. Chiara, L., et al. Detection of Osteomyelitis in the Diabetic Foot by Imaging Techniques: A Systematic Review and Meta-analysis Comparing MRI, White Blood Cell Scintigraphy, and FDG-PET. Diabetes Care. 40, 1111-1120 (2017).
  21. Khalid, M., et al. Raman Spectroscopy detects changes in Bone Mineral Quality and Collagen Cross-linkage in Staphylococcus Infected Human Bone. Scientific Reports. 8, 9417 (2018).
  22. Putters, T. F., Schortinghuis, J., Vissink, A., Raghoebar, G. M. A prospective study on the morbidity resulting from calvarial bone harvesting for intraoral reconstruction. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44, 513-517 (2015).
  23. Yin, J., Jiang, Y. Completely resorption of autologous skull flap after orthotopic transplantation: a case report. International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 7, 1169-1171 (2014).
  24. Takehiko, S., et al. Preliminary results of managing large medial tibial defects in primary total arthroplasty: autogenous morcellised bone graft. International Orthopaedics. 41, 931-937 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

145

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved