JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

وقد تمت الموافقة على Ganaspis brasiliensis - وهو طفيلي يرقي من ذبابة الفاكهة suzukii (آفة عالمية غازية لمحاصيل الفاكهة) - أو ينظر في إدخاله إلى أوروبا والولايات المتحدة من أجل المكافحة البيولوجية لهذه الآفة. توفر هذه المقالة بروتوكولات لكل من تربية هذا الطفيلي على نطاق صغير وواسع النطاق.

Abstract

موطنها الأصلي شرق آسيا ، ذبابة الفاكهة ذات الأجنحة المرقطة ، ذبابة الفاكهة suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) ، قد نشأت على نطاق واسع في الأمريكتين وأوروبا وأجزاء من أفريقيا على مدى العقد الماضي ، لتصبح آفة مدمرة لمختلف الفواكه ذات البشرة الناعمة في مناطقها التي تم غزوها. ومن المتوقع أن تكون المكافحة البيولوجية، ولا سيما عن طريق الطفيليات المتخصصة والدائمة ذاتيا، خيارا قابلا للتطبيق من أجل الإدارة المستدامة لهذه الآفة الشديدة الحركة ومتعددة البلعوم على نطاق المنطقة. Ganaspis brasiliensis Ihering (غشاء البكارة: Figitidae) هو طفيلي يرقات يتم توزيعه على نطاق واسع في شرق آسيا ، وقد وجد أنه واحد من أكثر الطفيليات فعالية في D. suzukii.

وبعد إجراء تقييمات دقيقة قبل إدخاله لفعاليته ومخاطره المحتملة غير المستهدفة، تمت الموافقة مؤخرا على واحدة من المجموعات الجينية الأكثر تحديدا للمضيف من هذا النوع (G1 G. brasiliensis) لإدخالها وإطلاقها ميدانيا في الولايات المتحدة وإيطاليا. ويمكن النظر في إدخال مجموعة وراثية أخرى (G3 G. brasiliensis)، والتي وجد أيضا أنها تهاجم D. suzukii في شرق آسيا، في المستقبل القريب. هناك حاليا اهتمام هائل بتربية G. brasiliensis للبحث أو في الإنتاج الضخم للإطلاق الميداني ضد D. suzukii. يصف هذا البروتوكول ومقالة الفيديو المرتبطة به طرق التربية الفعالة لهذا الطفيلي ، سواء على نطاق صغير للبحث أو على نطاق واسع للإنتاج الضخم والإطلاق الميداني. قد تفيد هذه الطرق في إجراء مزيد من الأبحاث طويلة الأجل واستخدام هذا الطفيلي الآسيوي الأصلي كعامل مكافحة بيولوجي واعد لهذه الآفة الغازية العالمية.

Introduction

موطنها الأصلي شرق آسيا ، ذبابة الفاكهة ذات الأجنحة المرقطة ، ذبابة الفاكهة suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) ، قد أنشئت على نطاق واسع في الأمريكتين وأوروبا وأجزاء من أفريقيا 1,2. الذبابة متعددة البلعوم للغاية ، كونها قادرة على استخدام مختلف الفواكه المزروعة والبرية ذات الجلود الناعمة والرقيقة في مناطقها الأصلية والغازية1،2،3. تعتمد استراتيجيات الإدارة الحالية لهذه الآفة بشكل كبير على الاستخدام المتكرر للمبيدات الحشرية التي تستهدف الذباب البالغ في حقول المحاصيل عندما تنضج الفاكهة الحساسة. غالبا ما تستخدم البخاخات المتكررة ، ربما بسبب الامتداد المستمر لمجموعات ذبابة الخزان من الموائل غير المحصولية وعدم وجود أعداء طبيعيين فعالين مقيمين في المناطق التي تم غزوها 1,4. قد تساعد المكافحة البيولوجية ، خاصة عن طريق الطفيليات المتخصصة التي تديم نفسها ، في قمع مجموعات الذباب على مستوى المناظر الطبيعية وتلعب دورا حاسما في الإدارة المستدامة على مستوى المنطقة لهذه الآفة شديدة الحركة ومتعددة البلعوم 4,5,6.

على مدى العقد الماضي ، ركز الباحثون جهودهم لاكتشاف طفيليات ذبابة الفاكهة المتطورة من ذبابة الفاكهة suzukii في النطاقات الأصلية للذبابة في شرق آسيا7،8،9 ، بالإضافة إلى طفيليات فعالة ولكنها مرتبطة حديثا في المناطق التي غزتها الذبابة في الأمريكتين وأوروبا4،5،6. في المناطق التي غزتها الذبابة حديثا ، فإن طفيليات ذبابة الفاكهة اليرقية الشائعة ، مثل Asobara c.f. tabida (Nees) (غشاء البكارة: Braconidae) ، Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) ، و L. heterotoma (Thompson) (غشاء البكارة: Figitidae) ، غير قادرة على التطور من أو لديها مستويات منخفضة من التطفل على D. suzukii بسبب المقاومة المناعية القوية للذبابة10. فقط بعض الطفيليات العذراء العالمية والعامة مثل Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (غشاء البكارة: Pteromalidae) و Trichopria drosophilae (Perkins) (غشاء البكارة: Diapriidae) في أمريكا الشمالية وأوروبا ، و Trichopria anastrephae Lima في أمريكا الجنوبية يمكن أن تتطور بسهولة من هذه الذبابة4. في المقابل ، اكتشفت الاستكشافات في شرق آسيا عددا من الطفيليات اليرقية من D. suzukii 4,5,6. من بينها ، Asobara japonica Belokobylskij ، Ganaspis brasiliensis Ihering ، و Leptopilina japonica Novković & Kimura هي طفيليات اليرقات المهيمنة7،8،9،11. على وجه الخصوص ، كان الفيجيدان (L. japonica و G. brasiliensis) هما الطفيليات الرئيسية الموجودة في الغالب في الفواكه الطازجة الموبوءة ب D. suzukii و / أو غيرها من ذبابة الفاكهة ذات الصلة الوثيقة في النباتات الطبيعية 7,8,9. تم استيراد هذه الطفيليات اليرقات الآسيوية الثلاثة إلى مرافق الحجر الصحي في الولايات المتحدة الأمريكية وأوروبا ، وتم تقييمها لكفاءتها النسبية 12،13،14،15،16،17 ، والقدرة على التكيف المناخي 18 ، والتفاعلات التنافسية المحتملة بين الأنواع 19 ، والأهم من ذلك ، خصوصية المضيف8،20،21 ، 22.

أظهرت تقييمات الحجر الصحي أن Ganaspis brasiliensis كان أكثر تحديدا للمضيف ل Drosophila suzukii من طفيليات اليرقات الآسيوية الأخرى التي تم اختبارها ، على الرغم من أنه من المحتمل أن يتكون من أنماط حيوية مختلفة أو أنواع مشفرة ذات خصوصية مضيف متفاوتة 8,21,22,23,24. قام Nomano et al.22 بتجميع أفراد Ganaspis من مناطق جغرافية مختلفة في خمس مجموعات وراثية (تسمى G1-G5) استنادا إلى التحليلات الجزيئية لجزء جين أوكسيديز أوكسيديز السيتوكروم I الميتوكوندريا. ولم يبلغ عن المجموعتين G2 وG4 إلا من عدد قليل من المواقع المدارية في جنوب آسيا، وتم الإبلاغ عن مجموعة G5 من آسيا ومناطق أخرى (مثل الأرجنتين والبرازيل وهاواي والمكسيك) من مضيف (مضيفين) غير معروفين (بوفينغتون، ملاحظة شخصية). وجدت المجموعات الميدانية من الفواكه البرية الموبوءة ب D. suzukii في كوريا الجنوبية7 والصين8 واليابان 9,23,25 G1 وحدها أو مزيجا من العينات التي تمثل المجموعتين G1 و G3. يبدو أن المجموعتين متكافلتان وتتعايشان على نفس النباتات المضيفة التي يسكنها D. suzukii وغيرها من الذباب المضيف ذي الصلة الوثيقة. ومع ذلك ، فقد لوحظت بعض الاختلافات بين المجموعتين ، حيث يبدو أن G1 لديها درجة أعلى من خصوصية الموائل المضيفة أو المضيفة ل D. suzukii من G3 ، على الرغم من أن كلاهما يهاجم عددا من الأنواع ذات الصلة الوثيقة في اختبارات الحجر الصحي21,22. قد تساعد التحليلات الجزيئية التفصيلية الإضافية في تحديد حالة الأنواع ، خاصة بالنسبة للمجموعات G1 و G3. تشير هذه الدراسة إليهم باسم G1 G. brasiliensis و G3 G. brasiliensis. كما أطلقت بعض الدراسات المبكرة على G1 G. brasiliensis اسم G. راجع Brasiliensis 14,21,22. تمت الموافقة مؤخرا على G1 G. brasiliensis للإصدار الميداني ضد D. suzukii في الولايات المتحدة الأمريكية وإيطاليا (العديد من البلدان الأوروبية الأخرى تدرس حاليا إدخاله) ، في حين يمكن النظر في G3 G. brasiliensis للإطلاق الميداني في المستقبل القريب. وجدت الدراسات الاستقصائية الحديثة أيضا مجموعات سكانية مغامرة من كل من L. japonica و G1 G. brasiliensis في كولومبيا البريطانية ، كندا26 ، وولاية واشنطن ، الولايات المتحدة الأمريكية (Beers et al. ، بيانات غير منشورة) ، ومجموعات L. japonica المغامرة في مقاطعة ترينتو ، إيطاليا27.

وبالنظر إلى الاهتمام الكبير بتطوير برامج المكافحة البيولوجية لإدارة ذبابة الفاكهة السوزوكي وإمكانات المكافحة البيولوجية الكبيرة للإدخال المغامر والمتعمد ل Ganaspis brasiliensis، هناك حاجة إلى تطوير طرق تربية فعالة لهذا الطفيلي اليرقي من أجل البحوث و/أو الإطلاق الميداني في المستقبل. يصف هذا البروتوكول ومقالة الفيديو المرتبطة به مجموعتين من طرق التربية لهذا الطفيلي: (1) التربية المختبرية الصغيرة في قوارير باستخدام مزيج من الفاكهة المضيفة (التوت) والنظام الغذائي الاصطناعي لثقافة D. suzukii. تم تطوير الطرق باستخدام مواد G3 التي تم جمعها في الأصل من كونمينغ ، الصين8. (2) التربية الجماعية للإطلاق الميداني في أقفاص كبيرة باستخدام الفاكهة المضيفة (التوت) لزراعة D. suzukii. كانت المجموعة الجينية المستخدمة في التربية على نطاق واسع هي مخزون G1 الذي نشأ في طوكيو ، اليابان 9,22. كما تتم مناقشة مقاييس أخرى لطرق التربية ، مثل استخدام القوارير أو الحاويات الصغيرة لكلتا المجموعتين ، بإيجاز.

Protocol

1. طرق التربية المختبرية الصغيرة النطاق ل G3 Ganaspis brasiliensis

  1. إعداد النظام الغذائي المضيف.
    1. أضف 600 مل من الماء المقطر إلى وعاء زجاجي سعة 1500 مل ، وقم بتسخين الماء على صفيحة ساخنة.
    2. أضف 88.6 جم من النظام الغذائي الجاف المتاح تجاريا (المصنوع من الأجار وخميرة البيرة ووجبة الذرة وميثيل بارابين والسكروز) أو قم بإعداد نظام غذائي باستخدام الصيغة التي نشرها Dalton et al.28 (انظر الخطوة 2.1.2).
    3. أضف 300 مل من الماء المقطر إلى النظام الغذائي الجاف وحرك خليط النظام الغذائي جيدا.
    4. أضف الخليط إلى الماء المغلي.
    5. اترك النظام الغذائي السائل على الصفيحة الساخنة يغلي لمدة 10 دقائق مع تحريك الخليط بشكل دوري لمنعه من الاحتراق.
    6. اترك النظام الغذائي يبرد في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة مع تحريكه من حين لآخر لتوزيع إطلاق الحرارة بالتساوي ومنع النظام الغذائي من التصلب على السطح.
    7. قياس 6.7 مل من 95٪ EtOH في حاوية واحدة و 3.5 مل من محلول حمض البروبيونيك 1 م في حاوية أخرى.
    8. بمجرد أن يبرد النظام الغذائي ، أضف EtOH ثم محلول حمض البروبيونيك ، مع التحريك جيدا بعد كل إضافة.
    9. تحضير العنب البري (الذي تم شراؤه من السوق المحلية) عن طريق شطفه بالماء البارد ، ثم في محلول تبييض هيبوكلوريت الصوديوم (المخفف إلى 5٪) ، والماء البارد مرة أخرى.
    10. جفف الفاكهة بمنشفة ورقية وهرسها يدويا حتى يتم كسر الجلد على كل فاكهة وتتعرض عصائر ولحم الفاكهة.
    11. أضف 25-30 جم من التوت الأزرق المهروس إلى كل قارورة سعة 250 مل. اضغط على جانبي القارورة لضمان تغطية الجزء السفلي الداخلي من القارورة بطبقة متساوية من التوت الأزرق المهروس.
    12. صب النظام الغذائي المحضر في كل قارورة بحيث يغطي فقط الجزء العلوي من التوت الأزرق المهروس.
    13. أضف سدادات الرغوة إلى رقاب القوارير واسمح للنظام الغذائي بالتصلب في درجة حرارة الغرفة (الشكل 1).
    14. بمجرد أن يصبح النظام الغذائي صلبا ، استخدمه على الفور أو خزنه عند 5 درجات مئوية لمدة تصل إلى 3 أسابيع.
  2. المضيف الخلفي ذبابة الفاكهة suzukii.
    1. قم بإزالة النظام الغذائي المخزن من الثلاجة واتركه يتوازن مع درجة حرارة الغرفة المحيطة ، أو استخدم نظاما غذائيا طازجا.
    2. قطع قطعة من منشفة ورقية ماصة (على سبيل المثال، 5 سم × 20 سم) ولفها في المنتصف. ضع القسم الأوسط الملتوي من المنشفة الورقية في القارورة (الشكل 1).
    3. بلل المنشفة الورقية وسطح النظام الغذائي بالماء المقطر للاحتفاظ بالرطوبة.
    4. انقل الذباب البالغ الناضج جنسيا من قوارير ذبابة المستعمرة الحالية إلى قارورة نظام غذائي جديد عن طريق إزالة السدادة بعناية على القارورة القديمة وعكس القارورة بسرعة ومحاذاة فتحة القارورة القديمة مع القارورة الجديدة.
    5. اضغط برفق على جانب القارورة القديمة لحث الذباب على السقوط في القارورة الجديدة. تأكد من وجود ~ 25-30 زوجا من أزواج التزاوج من D. suzukii في القارورة الجديدة. بمجرد وجود ما يكفي من الذباب في القارورة الجديدة ، اقلب القارورة القديمة بسرعة في وضع مستقيم واستبدل السدادات الموجودة على كلا القوارير.
    6. كرر عمليات نقل الذباب حتى لا يتم ترك الذباب في القوارير القديمة. إذا لزم الأمر ، قم بدمج أو جمع الذباب من أكثر من قارورة قديمة واحدة في قارورة جديدة لضمان وجود ما يكفي من الذباب (20-30 زوجا) لكل قارورة.
    7. امسك القوارير الجديدة بعد أسبوع من التعرض للذباب البالغ في ظروف مناسبة (21 درجة مئوية ، 16 لتر: 8 D فترة ضوئية ، رطوبة نسبية 60٪ -80٪ [RH٪]) في غرفة بيئية لمدة 3 أسابيع لظهور الذباب.
  3. تعريض يرقات المضيف للطفيليات.
    1. خذ قارورة (انظر الخطوة 1.2.7) تحتوي على بيض ويرقات الذباب بعد إزالة أي ذباب بالغ ومنشفة ورقية ملتوية من القارورة.
    2. قم بطي قطعة من منشفة ورقية ماصة إلى نصفين وضعها في القارورة كركيزة جرو لليرقات المتطفلة.
    3. استنشق ستة أزواج من الإناث والذكور من G3 G. brasiliensis في كل قارورة (الشكل 1). خط طبقة رقيقة من العسل في الجزء السفلي من سدادة الرغوة.
    4. اترك الطفيليات في القارورة لمدة 5 أيام.
    5. بعد التعرض لمدة 5 أيام ، قم بإزالة الطفيليات واحتفظ بالقوارير في ظل الظروف الموضحة أعلاه في غرفة بيئية لمدة 35 يوما حتى ظهور المتوقع.
  4. جمع وتخزين الطفيليات الكبار.
    1. خلال الأسبوعين الثاني والثالث من الحضانة ، تحقق من القوارير أسبوعيا بحثا عن ظهور المضيف المبكر وإزالة الذباب البالغ.
    2. بمجرد أن تبدأ الطفيليات البالغة في الظهور ، قم بشفطها ثلاث مرات في الأسبوع واحتفظ بها في قوارير ذبابة الفاكهة (على سبيل المثال ، 2.5 سم × 9.5 سم) (الشكل 1).
    3. ضع قطعة صغيرة من منشفة ورقية مبللة ، ولكن غير مشبعة ، بالماء المقطر في قاع القارورة.
    4. أضف ~ 60 طفيليا إلى كل قارورة وقم بتسمية القارورة بتواريخ الظهور. خط طبقة رقيقة من العسل في الجزء السفلي من سدادة الرغوة ، مرتين في الأسبوع. قم بتخزين القوارير مع طفيليات البالغين في ظل الظروف الموضحة أعلاه في الغرفة البيئية لمدة تصل إلى شهر إذا لم يتم استخدامها في وقت أقرب.
    5. قم بترطيب الورق في القارورة مرة واحدة كل 4-7 أيام أو استبدل المنشفة الورقية إذا كانت هناك علامات على العفن.

2. طرق التربية على نطاق واسع من G1 Ganaspis brasiliensis

  1. تنفيذ تربية واسعة النطاق من ذبابة الفاكهة المضيفة suzukii.
    1. D. suzukii الخلفي داخل أقفاص كبيرة محبوكة مغطاة بشبكة (على سبيل المثال ، 50 سم × 50 سم × 100 سم) يحتوي كل منها على 1500-2000 ذباب بالغ ناضج جنسيا (نسبة الجنس 50: 50) (الشكل 2).
    2. تحضير ذبابة الفاكهة القياسية المتوسطة (SDM) عن طريق غلي جميع المكونات (6 غرام من أجار البكتريولوجي ، 75 غرام من دقيق الذرة ، 17 غرام من الخميرة الغذائية ، 15 غرام من السكاروز ، 10 غرام من دقيق فول الصويا ، 10 مل من حمض البروبيونيك) في 1 لتر من الماء المقطر لمدة 10 دقائق مع تحريك الخليط بشكل دوري لمنعه من حرق28.
    3. اترك الخليط يبرد لمدة 5 دقائق وأضف 5 غرام من حمض الأسكوربيك.
    4. صب SDM المطبوخ طازجا في أطباق بتري 9 سم واترك الوسط يتصلب في درجة حرارة الغرفة قبل إغلاق الأطباق.
    5. قم بتكديس أطباق SDM Petri ، ولف المكدس بورق الألومنيوم ، وقم بتخزين الأطباق على درجة حرارة 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 2 أسابيع.
    6. داخل كل قفص تربية ، ضع طبقا به قطن منقوع في الماء وأربعة إلى ستة أطباق بتري مع SDM (الشكل 2).
    7. مرتين في الأسبوع ، استبدل أطباق SDM Petri الموبوءة بأطباق طازجة.
    8. ضع أطباق SDM Petri الموبوءة بدون أغطية بشكل فردي في أكواب بلاستيكية (قطرها 13.3 سم أو 800 مل) ، وأغلق كل كوب بغطاء من الشبكة الدقيقة (<0.5 مم) ، واحتضنه لمدة 12-15 يوما عند 23 درجة مئوية و 75٪ RH (الشكل 2).
    9. انقل البالغين D. suzukii الذين تم فقسهم حديثا من الأكواب البلاستيكية إلى أقفاص التربية.
  2. إعداد يرقات المضيف.
    1. شطف العنب البري في الماء البارد لمدة 1 دقيقة ، ونقع الثمار في حوض مملوء بمحلول تبييض (مخفف إلى 5٪) لمدة 3 دقائق.
    2. يصفى محلول التبييض ويملأ الحوض بالماء البارد لشطف العنب البري. اخلطي بلطف باليد لمدة 30 ثانية على الأقل.
    3. كرر الخطوة 2.2.2 بالماء العذب ثلاث مرات على الأقل لإزالة بقايا المبيض والمفصليات الأخرى (مثل العث والتريبس) التي قد تكون موجودة على الفاكهة.
    4. ضع الفاكهة على صينية مع عدة طبقات من المناشف الورقية الماصة وقم بإمالة الدرج بعناية ذهابا وإيابا ، مع لف التوت حولها لتجفيفها.
    5. قم بإعداد العديد من أطباق بتري مقاس 9 سم (إما النصف العلوي أو السفلي ، متجها لأعلى) واملأ كل منها بالتوت الأزرق المغسول (15-25 فاكهة لكل طبق حسب حجم الفاكهة).
    6. خلال ساعات ما بعد الظهر المتأخرة ، قم بتعريض أطباق بتري للذباب البالغ الناضج جنسيا داخل أقفاص تربية المضيف (انظر الخطوة 2.1) واتركها طوال الليل.
    7. في صباح اليوم التالي ، قم بإزالة أطباق بتري من أقفاص تربية المضيف عن طريق نفخها بلطف أو النقر عليها لإزاحة الذباب على الثمار واستخدام الفاكهة الموبوءة لتربية الطفيليات (انظر الخطوة 2.4).
  3. تنفيذ تربية طفيليات واسعة النطاق.
    1. استخدم نوعين من الأقفاص لتربية الطفيلي: أحدهما للتطفل والآخر لظهور.
    2. تأكد من أن قفص التطفل مكعب (على سبيل المثال ، 45 سم لكل جانب) مع لوحة بلاستيكية شفافة في الأمام لمراقبة نشاط الحشرات ، وفتحتين للأكمام مقاس 18 سم في اللوحة الأمامية لإضافة أو إزالة الحشرات واستبدال المواد الغذائية ، وشبكة بوليستر دقيقة (على سبيل المثال ، شبكة 96 × 26) في الأعلى والجانبين للتهوية.
    3. اجعل قفص الظهور أصغر (على سبيل المثال ، 30 سم لكل جانب) ، مع فتحة كم واحد على جانبين متقابلين ولوحة بلاستيكية شفافة في الأمام للرؤية (الشكل 2).
    4. تأكد من أن كلا النوعين من الأقفاص لهما سلسلة رقيقة معلقة أسفل السقف يمكن من خلالها تعليق واحد إلى عدة مغذيات (الشكل 2).
      ملاحظة: تتكون وحدة التغذية من سدادة رغوة أسطوانية كبيرة (قطرها 9 سم) مغطاة بقطرات عسل متناثرة ، ويمكن وضعها على أرضية القفص أو تعليقها من سقف القفص (الشكل 2).
    5. داخل كل قفص ، قم بتوفير الماء في قارورة ذبابة الفاكهة ذات الجدار المستقيم (2.5 سم × 9.5 سم) مختومة بقابس خلات السليلوز (قطره 2.5 سم) كل 5-7 أيام اعتمادا على RH. قم بتعليق القارورة رأسا على عقب من سقف القفص (الشكل 2).
  4. تعريض يرقات المضيف للطفيليات.
    1. قم بتعريض الفاكهة الموبوءة بالمضيف داخل أطباق بتري إلى G1 G. brasiliensis مباشرة بعد الإصابة ب D. suzukii بين عشية وضحاها (انظر الخطوة 2.2.7).
    2. اترك 10-15 طبق بتري من الفاكهة الموبوءة في قفص التطفل الذي يحتوي على 1500-2000 دبابير لمدة 2-3 أيام.
    3. استخدم أكوابا بلاستيكية (قطرها 13.3 سم أو 800 مل) مع طبقات من الورق الماص في الأسفل لجمع الفاكهة التي تحتوي على المضيفات المتطفلة (الشكل 2).
    4. ضع الكؤوس المفتوحة في قفص eclosion واحتضنها لمدة 28 يوما على الأقل عند 21 درجة مئوية و 65٪ RH (الشكل 2).
    5. خلال الأسبوعين الثاني والثالث من الحضانة ، تحقق من القفص أسبوعيا بحثا عن إكلوسيون المضيف المبكر وإزالة الذباب البالغ لتسهيل المجموعة المتتالية من الطفيليات.
    6. في نهاية الأسبوع الرابع من الحضانة ، أضف وحدة تغذية ومصدر مياه إلى القفص.
  5. جمع وتخزين الطفيليات الكبار.
    1. بمجرد بدء ظهور الطفيليات ، قم بجمع جزء (10٪ -15٪) من البالغين ونقلهم مرة أخرى إلى قفص التطفل ليحلوا محل الأفراد المسنين غير المنتجين.
    2. جمع وتخزين الطفيليات المتبقية في أكواب بلاستيكية (قطرها 13.3 سم أو 800 مل) (الشكل 3A).
    3. ضع أنبوبا (2 مل) مملوءا بالماء ومختوما بلفائف قطن الأسنان (1 سم × 3.8 سم) في أسفل الكوب (الشكل 3A).
    4. أغلق الكوب بغطاء معدل مزود بسدادة رغوة قابلة للإزالة (قطرها 3.5 سم) كركيزة مغذية وفتحة مغطاة بشبكة للتهوية (الشكل 3B).
    5. أضف ما يصل إلى 700 شخص بالغ إلى كل كوب (نسبة الجنس 50:50) ، وقم بتسمية الكوب بتاريخ الظهور ، وقم بتخزينه في غرفة بيئية (17 درجة مئوية ؛ 65٪ رطوبة نسبية) حتى استخدامه ، أو لمدة تصل إلى شهر واحد (الشكل 3B).
  6. شحن الطفيليات الكبار.
    1. استخدم أنابيب مخروطية (50 مل) لشحن الطفيليات البالغة.
    2. اخترق فتحة تهوية (قطرها 8 مم) على الغطاء وقم بتغطيتها بشبكة شبكية دقيقة (الشكل 3C).
    3. أضف حلقة تغذية خلات السليلوز داخل الغطاء (الشكل 3C).
    4. تحضير محلول السكروز المشبع باستخدام الماء المقطر ، وتطبيق بضع قطرات على حلقة التغذية ، والسماح لها بامتصاص السائل.
    5. ضع قطعة على شكل مروحة من منشفة ورقية ماصة داخل الأنبوب (الشكل 3D).
    6. أضف ~ 200 طفيلي بالغ إلى كل أنبوب ، وضع الأنابيب في حاوية شحن معزولة مع أكياس الثلج.

النتائج

ويبين الشكل 4 النتائج التمثيلية للتربية المختبرية الصغيرة النطاق ل G3 Ganaspis brasiliensis باستخدام كثافتين طفيليتين مختلفتين (ستة أو 10 أزواج) ووقتين مختلفين للتعرض (5 أو 10 أيام) في مرفق الحجر الصحي التابع لوحدة إدخال الحشرات المفيدة التابعة لوزارة الزراعة الأمريكية (نيوارك، دي...

Discussion

وتعتمد البحوث الطويلة الأجل والإطلاقات الميدانية اللاحقة لعامل المكافحة البيولوجية على توافر تقنيات تربية فعالة واقتصادية. أثبتت الطرق الموصوفة في هذه الدراسة أنها بروتوكولات فعالة لكل من تربية Ganaspis brasiliensis على نطاق صغير وواسع النطاق. تم تطوير بروتوكول التربية على نطاق صغير على مدى...

Disclosures

وليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

ويشكر المؤلفان لوكاس سيهاوزن ومارك كينيس (كابي، سويسرا) على تفضلهما بتقديم G1 G. brasiliensis. تم توفير التمويل في إيطاليا من قبل مقاطعة Autonoma di Trento ، ترينتو ، إيطاليا ، وفي الولايات المتحدة من قبل المعهد الوطني للأغذية والزراعة ، وجائزة مبادرة أبحاث المحاصيل المتخصصة التابعة لوزارة الزراعة الأمريكية (# 2020-5118-32140) ، وخدمة فحص صحة الحيوان والنبات التابعة لوزارة الزراعة الأمريكية (مشروع قانون المزرعة ، الصندوق 14-8130-0463) ، والأموال الأساسية ل USDA ARS CRIS (المشروع 8010-22000-033-00D). وزارة الزراعة الأمريكية هي مزود تكافؤ الفرص وصاحب العمل ولا تؤيد المنتجات المذكورة في هذا المنشور.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Active dry yeastFleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USANoneUsed to cover fruit to reduce mold growth and enhance the frui attraction to the flies
Bacteriological agarMerk Life Science S.r.l., Milan, ItalyA1296 - 5KGUsed to prepare the Standard Drosophila Medium
Bleach solutionClorox Company, Oakland, CA, USANoneUsed to disinfect flesh fruit
Blue stopperAzer Scientific, Morgantown, PA, USAES3837Used for sealing the tube while allowing ventilation for insects
BlueberriesGrocery Store, Newark, DE, USANoneProvided as host fruit for the flies (various other fruit can also be used)
BugDorm insect rearing cage (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E3030Used for rearing parasitoids (parasitism cage)
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E4590Used for rearing flies
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E4545Used for rearing parasitoids (eclosion cage)
Chicken wire (0.64 cm, 19 gauge)Everbilt, OH, USA308231EBUsed to lift up the fruit to allow maximum parasitoid oviposition
CornmealGrocery Store, Trento, TN, ItalyNoneUsed to prepare the Standard Drosophila Medium
Dental cotton roll (1 x 3.8 cm)Gima S.p.A., Gessate, MI, Italy35000Used for providing water to the parasitoids within the storage container
Drosophila dietFrontier Scientific, Newark, DE, USATF1003Custom diet used to rear flies
Drosophila vial narrow, Polystirene (2.5 x 9.5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US75813-160Used for providing water to the parasitoids within the cage
Drosophila vial plugs, Cellulose acetate (2.5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US89168-886Used for providing water to the parasitoids within the cage
Erlenmeyer flask (250 mL)Carolina Biological, Burlington, NC, USA731029Used for rearing flies and parasitoids
Falcon-style centrifuge tube (50 mL)VWR International, LLC., Radnor, PA, USVWRI525-0611Modified to ship adult parasitoids
Foam stopperJaece Industries, North Tanawanda, NY, USAL800-CUsed for sealing the flasks while allowing ventilation for insects
HoneyGrocery Store, Newark, DE, USANoneProvided as food for parasitoids
Identi-Plug plastic foam stopperFisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US14-127-40EUsed as feeder for parasitoids and to seal the storage container
Industrial paper towelGrocery Store, Newark, DE, USANoneProvided as a pupation substrate for pupae and mitigated moisture
Micron mesh fabric (250 mL)Industrial Netting, Maple Grove, MN, USAWN0250-72Used to make ventilation lid for insects
Nutritional yeast (flakes)Grocery Store, Trento, TN, ItalyNoneUsed to prepare the Standard Drosophila Medium
Paper coaster (10.2 cm)Hoffmaster, WI, USA35NG26Porvided as pupation substrate for flies and parsitized pupae
Plastic cup (Ø 13.3 cm, 800 mL)Berry Superfos, Taastrup, DenmarkUnipak 5134Modified to store adult parasitoids
Plastic lid (Ø 13.3 cm)Berry Superfos, Taastrup, DenmarkPP 2830Modified to store adult parasitoids
Propionic acidMerk Life Science S.r.l., Milan, ItalyP1386 - 1LUsed to prepare the Standard Drosophila Medium
SaccharoseGrocery Store, Trento, TN, ItalyNoneUsed to prepare the Standard Drosophila Medium
Soup cup with lid (475 mL)StackMan, VietnamDC1648Used for parasitized larvae to pupate
Soybean flourGrocery Store, Trento, TN, ItalyNoneUsed to prepare the Standard Drosophila Medium
White felt washer (0.64 cm thick, 5 mm ID x 20 mm OD)Quiklok, Lincoln, NH, USWFW/.25 x 5 x 20 mmUsed as feeding ring for parasitoids

References

  1. Asplen, M. K., et al. Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities. Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).
  2. Tait, G., et al. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program. Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).
  3. Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M., Garcia, F. R. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Drosophila suzukii management. , 41-92 (2020).
  4. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. Biological control of Drosophila suzukii. CAB Reviews. 15, 054 (2020).
  5. Lee, J. C., et al. Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics. Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13 (2019).
  6. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A., Garcia, F. R. M. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. Drosophilia suzukii management. , 143-167 (2020).
  7. Daane, K. M., et al. First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents. Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).
  8. Giorgini, M., et al. Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid. Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).
  9. Girod, P., et al. The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia. Scientific Reports. 8 (1), 11839 (2018).
  10. Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster. PLoS ONE. 7 (4), 34721 (2012).
  11. Buffington, M. L., Forshage, M. Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae). Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).
  12. Biondi, A., et al. Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila. Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).
  13. Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).
  14. Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet. Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).
  15. Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 121, 58-65 (2018).
  16. Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).
  17. Wang, X. G., et al. Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii. Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).
  18. Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Biological Control. 136, 104000 (2019).
  19. Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 130, 18-26 (2019).
  20. Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).
  21. Girod, P., et al. Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).
  22. Seehausen, M. L., et al. Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent. Scientific Reports. 10 (1), 19096 (2020).
  23. Nomano, F. Y., et al. Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).
  24. Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).
  25. Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan. Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).
  26. Abram, P. K., et al. New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis. Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).
  27. Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. First report of Leptopilina japonica in Europe. Insects. 11 (9), 611 (2020).
  28. Dalton, D. T., et al. Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States. Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

184 Figitidae

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved