Metodi per l'allevamento del parassitoide Ganaspis brasiliensis, un promettente agente di controllo biologico per la Drosophila suzukii invasiva

Riepilogo

Ganaspis brasiliensis- un parassitoide larvale di Drosophila suzukii (un parassita invasivo globale delle colture da frutto) - è stato approvato o è considerato per l'introduzione in Europa e negli Stati Uniti per il controllo biologico di questo parassita. Questo articolo fornisce protocolli per l'allevamento su piccola scala e su larga scala di questo parassitoide.

Abstract

Originaria dell'Asia orientale, la drosophila ad ala maculata, Drosophila suzukii (Matsumura) (Ditteri: Drosophilidae), si è diffusa nelle Americhe, in Europa e in alcune parti dell'Africa nell'ultimo decennio, diventando un devastante parassita di vari frutti dalla pelle morbida nelle sue regioni invase. Il controllo biologico, in particolare per mezzo di parassitoidi auto-perpetuanti e specializzati, dovrebbe essere un'opzione praticabile per una gestione sostenibile a livello di area di questo parassita altamente mobile e polifago. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) è un parassitoide larvale ampiamente distribuito in Asia orientale, ed è stato trovato per essere uno dei parassitoidi più efficaci di D. suzukii.

A seguito di rigorose valutazioni pre-introduzione della sua efficacia e dei potenziali rischi non bersaglio, uno dei gruppi genetici più specifici dell'ospite di questa specie (G1 G. brasiliensis) è stato recentemente approvato per l'introduzione e il rilascio sul campo negli Stati Uniti e in Italia. Un altro gruppo genetico (G3 G. brasiliensis), che è stato anche comunemente trovato per attaccare D. suzukii in Asia orientale, potrebbe essere considerato per l'introduzione nel prossimo futuro. Attualmente c'è un enorme interesse nell'allevamento di G. brasiliensis per la ricerca o nella produzione di massa per il rilascio sul campo contro D. suzukii. Questo protocollo e l'articolo video associato descrivono metodi di allevamento efficaci per questo parassitoide, sia su piccola scala per la ricerca che su larga scala per la produzione di massa e il rilascio sul campo. Questi metodi possono beneficiare di ulteriori ricerche a lungo termine e l'uso di questo parassitoide nativo asiatico come promettente agente di controllo biologico per questo parassita invasivo globale.

Introduzione

Originaria dell'Asia orientale, la drosophila ad ala maculata, Drosophila suzukii (Matsumura) (Ditteri: Drosophilidae), si è diffusa nelle Americhe, in Europa e in alcune parti dell'Africa ^1,2. La mosca è estremamente polifaga, essendo in grado di utilizzare vari frutti coltivati e selvatici con pelli morbide e sottili nelle sue regioni native e invase ^1,2,3. Le attuali strategie di gestione per questo parassita si basano fortemente sull'uso frequente di insetticidi che colpiscono le mosche adulte nei campi coltivati quando i frutti sensibili stanno maturando. Vengono spesso utilizzati spray ripetuti, probabilmente a causa della costante ricaduta di popolazioni di mosche da giacimento provenienti da habitat non coltivati e della mancanza di nemici naturali efficaci residenti nelle regioni invase ^1,4. Il controllo biologico, in particolare per mezzo di parassitoidi specializzati che si auto-perpetuano, può aiutare a sopprimere le popolazioni di mosche a livello paesaggistico e svolgere un ruolo fondamentale per la gestione sostenibile a livello di area di questo parassita altamente mobile e polifago ^4,5,6.

Negli ultimi dieci anni, i ricercatori hanno concentrato gli sforzi per scoprire parassitoidi co-evoluti di Drosophila suzukii negli areali nativi della mosca in Asia orientale ^7,8,9, così come parassitoidi efficaci ma recentemente associati nelle regioni invase della mosca nelle Americhe e in Europa ^4,5,6. Nelle regioni appena invase della mosca, i parassitoidi larvali Drosophila comunemente presenti, come Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.), e L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), non sono in grado di svilupparsi o avere bassi livelli di parassitismo su D. suzukii a causa della forte resistenza immunitaria della mosca¹⁰. Solo alcuni parassitoidi pupali cosmopoliti e generalisti come Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) e Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) in Nord America e in Europa, e Trichopria anastrephae Lima in Sud America possono facilmente svilupparsi da questa mosca⁴. Al contrario, le esplorazioni in Asia orientale hanno scoperto un certo numero di parassitoidi larvali da D. suzukii ^4,5,6. Tra questi, Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering e Leptopilina japonica Novković & Kimura sono i parassitoidi larvali dominanti 7,8,9,11. In particolare, i due figitidi (L. japonica e G. brasiliensis) erano i principali parassitoidi presenti prevalentemente nella frutta fresca infestata da D. suzukii e/o altri drosofilidi strettamente imparentati nella vegetazione naturale ^7,8,9. Questi tre parassitoidi larvali asiatici sono stati importati in strutture di quarantena negli Stati Uniti e in Europa e valutati per la loro efficienza relativa 12,13,14,15,16,17, adattabilità climatica¹⁸, potenziali interazioni competitive interspecifiche ¹⁹ e, soprattutto, specificità dell'ospite ^{8,20,21 ,22}.

Le valutazioni di quarantena hanno mostrato che Ganaspis brasiliensis era più specifico per l'ospite di Drosophila suzukii rispetto ad altri parassitoidi larvali asiatici testati, sebbene probabilmente consiste di diversi biotipi o specie criptiche con specificità dell'ospite variabile 8,21,22,23,24. Nomano et ^al.22 hanno raggruppato individui Ganaspis provenienti da diverse regioni geografiche in cinque gruppi genetici (denominati G1-G5) sulla base di analisi molecolari del frammento del gene della citocromo ossidasi I mitocondriale. I gruppi G2 e G4 sono segnalati solo da alcune località tropicali dell'Asia meridionale, e il gruppo G5 è stato segnalato dall'Asia e da altre regioni (ad esempio, Argentina, Brasile, Hawaii e Messico) da ospiti sconosciuti (Buffington, osservazione personale). Collezioni sul campo di frutti selvatici infestati da D. suzukii in Corea del Sud⁷, Cina⁸ e Giappone ^9,23,25 hanno trovato G1 da solo o una miscela di esemplari che rappresentano i gruppi G1 e G3. I due gruppi sembrano essere simpatrici e coesistono sulle stesse piante ospiti abitate da D. suzukii e altre mosche ospiti strettamente correlate. Tuttavia, sono state osservate alcune differenze tra i due gruppi, con G1 che sembra avere un grado più elevato di specificità dell'habitat ospite o ospite rispetto a G3, sebbene entrambi attacchino un certo numero di specie strettamente correlate nei test di quarantena^21,22. Ulteriori analisi molecolari dettagliate possono aiutare a determinare lo stato delle specie, in particolare per i gruppi G1 e G3. Questo studio si riferisce a loro come G1 G. brasiliensis e G3 G. brasiliensis. Alcuni primi studi hanno anche chiamato il G1 G. brasiliensis come G. cf. brasiliensis 14,21,22. Il G1 G. brasiliensis è stato recentemente approvato per il rilascio sul campo contro D. suzukii negli Stati Uniti e in Italia (diversi altri paesi europei stanno attualmente considerando la sua introduzione), mentre il G3 G. brasiliensis potrebbe essere considerato per il rilascio sul campo nel prossimo futuro. Recenti indagini hanno anche trovato popolazioni avventive di L. japonica e G1 G. brasiliensis nella Columbia Britannica, Canada²⁶, e nello Stato di Washington, USA (Beers et al., dati non pubblicati), e popolazioni avventive di L. japonica nella provincia di Trento, Italia²⁷.

Dato il significativo interesse per lo sviluppo di programmi di controllo biologico per la gestione della Drosophila suzukii e il sostanziale potenziale di controllo biologico delle introduzioni avventive e deliberate di Ganaspis brasiliensis, vi è la necessità di sviluppare metodi di allevamento efficienti per questo parassitoide larvale per future ricerche a lungo termine e / o rilascio sul campo. Questo protocollo e l'articolo video associato descrivono due serie di metodi di allevamento per questo parassitoide: (1) allevamento di laboratorio su piccola scala in palloni utilizzando una miscela di frutta ospite (mirtillo) e dieta artificiale per la coltura di D. suzukii. I metodi sono stati sviluppati utilizzando materiale G3 originariamente raccolto da Kunming, Cina⁸. (2) Allevamento di massa per il rilascio in campo in grandi gabbie utilizzando frutta ospite (mirtillo) per la coltura di D. suzukii. Il gruppo genetico utilizzato per l'allevamento su larga scala era lo stock G1 originario di Tokyo, in Giappone ^9,22. Altre scale di metodi di allevamento, come l'uso di fiale o piccoli contenitori per entrambi i gruppi, sono anche brevemente discusse.

Protocollo

1. Metodi per l'allevamento in laboratorio su piccola scala di G3 Ganaspis brasiliensis

1. Prepara la dieta dell'ospite.
   1. Aggiungere 600 ml di acqua distillata in un contenitore di vetro da 1.500 ml e riscaldare l'acqua su una piastra calda.
   2. Aggiungere 88,6 g di dieta secca disponibile in commercio (a base di agar, lievito di birra, farina di mais, metil parabene e saccarosio) o preparare la dieta utilizzando la formula pubblicata da Dalton et ^al.28 (vedere il passaggio 2.1.2).
   3. Aggiungere 300 ml di acqua distillata nella dieta secca e mescolare accuratamente la miscela dietetica.
   4. Aggiungere la miscela all'acqua bollente.
   5. Lasciare bollire la dieta liquida sulla piastra calda per 10 minuti mescolando periodicamente la miscela per evitare che si bruci.
   6. Lasciare raffreddare la dieta a temperatura ambiente per 30 minuti mescolando di tanto in tanto per distribuire uniformemente il rilascio di calore e impedire alla dieta di solidificarsi sulla superficie.
   7. Misurare 6,7 mL di EtOH al 95% in un contenitore e 3,5 mL di soluzione di acido propionico da 1 M in un altro contenitore.
   8. Una volta che la dieta si è raffreddata, aggiungere l'EtOH e poi la soluzione di acido propionico, mescolando accuratamente dopo ogni aggiunta.
   9. Preparare i mirtilli (acquistati dal mercato locale) risciacquandoli in acqua fredda, quindi in una soluzione di candeggina all'ipoclorito di sodio (diluita al 5%) e di nuovo acqua fredda.
   10. Asciugare i frutti con un tovagliolo di carta e schiacciarli manualmente fino a quando la buccia di ciascun frutto è rotta e i succhi e la polpa del frutto sono esposti.
   11. Aggiungere 25-30 g di purè di mirtilli a ogni pallone da 250 ml. Toccare i lati del pallone per assicurarsi che il fondo interno del pallone sia coperto da uno strato uniforme di purè di mirtilli.
   12. Versare la dieta preparata in ogni pallone in modo che copra solo la parte superiore del purè di mirtilli.
   13. Aggiungere tappi di schiuma al collo dei palloni e lasciare che la dieta si solidifichi a temperatura ambiente (Figura 1).
   14. Una volta che la dieta si è solidificata, utilizzarla immediatamente o conservare a 5 °C per un massimo di 3 settimane.
2. Ospite posteriore Drosophila suzukii.
   1. Rimuovere la dieta immagazzinata dal frigorifero e lasciarla equilibrare alla temperatura ambiente o utilizzare una dieta appena fatta.
   2. Tagliare un pezzo di carta assorbente (ad esempio, 5 cm x 20 cm) e ruotarlo al centro. Posizionare la sezione centrale attorcigliata del tovagliolo di carta nel matraccio (Figura 1).
   3. Bagnare il tovagliolo di carta e la superficie della dieta con acqua distillata per trattenere l'umidità.
   4. Trasferire le mosche adulte sessualmente mature dalle attuali fiasche della colonia a una nuova fiaschetta dietetica rimuovendo con cura il tappo sul vecchio pallone e invertendo rapidamente il pallone e allineando l'apertura del vecchio pallone con il nuovo pallone.
   5. Picchiettare delicatamente sul lato del vecchio pallone per indurre le mosche a cadere nel nuovo pallone. Assicurati che ci siano ~ 25-30 coppie di accoppiamento di D. suzukii nel nuovo pallone. Una volta che ci sono abbastanza mosche nel nuovo pallone, capovolgere rapidamente il vecchio pallone in posizione verticale e sostituire i tappi su entrambi i palloni.
   6. Ripeti i trasferimenti di mosche fino a quando non rimangono mosche nelle vecchie fiasche. Se necessario, unire o raccogliere le mosche da più di un vecchio pallone in un nuovo pallone per assicurarsi che ci siano abbastanza mosche (20-30 paia) per pallone.
   7. Tenere i nuovi palloni dopo una settimana di esposizione alle mosche adulte in condizioni adeguate (21 °C, 16 L: 8 D fotoperiodo, 60%-80% di umidità relativa [RH%]) in una camera ambientale per 3 settimane per l'emergenza della mosca.
3. Esporre le larve dell'ospite ai parassitoidi.
   1. Prendere un pallone (vedi punto 1.2.7) contenente uova di mosca e larve dopo aver rimosso eventuali mosche adulte e il tovagliolo di carta attorcigliato dal pallone.
   2. Piegare un pezzo di carta assorbente a metà e metterlo nel pallone come substrato di pupa per le larve parassitate.
   3. Aspirare sei coppie femminili e maschili di G3 G. brasiliensis in ciascun pallone (Figura 1). Strisciare un sottile strato di miele sul fondo del tappo di schiuma.
   4. Lasciare i parassitoidi nel pallone per 5 giorni.
   5. Dopo un'esposizione di 5 giorni, rimuovere i parassitoidi e tenere i palloni nelle condizioni sopra descritte in una camera ambientale per 35 giorni fino all'emergenza prevista della vespa.
4. Raccogli e conserva i parassitoidi adulti.
   1. Durante la seconda e la terza settimana di incubazione, controllare i palloni settimanalmente per l'emergenza precoce dell'ospite e rimuovere le mosche adulte.
   2. Una volta che i parassitoidi adulti iniziano ad emergere, aspirarli tre volte alla settimana e tenerli in flaconcini di drosophila (ad esempio, 2,5 cm x 9,5 cm) (Figura 1).
   3. Posizionare un piccolo pezzo di carta assorbente inumidito, ma non saturo, con acqua distillata sul fondo del flaconcino.
   4. Aggiungere ~60 parassitoidi a ciascun flaconcino ed etichettare il flaconcino con le date di emergenza. Strisciare un sottile strato di miele sul fondo del tappo di schiuma, due volte a settimana. Conservare i flaconcini con parassitoidi adulti nelle condizioni sopra descritte nella camera ambientale per un massimo di un mese se non utilizzati prima.
   5. Rimostrare la carta nel flaconcino una volta ogni 4-7 giorni o sostituire il tovagliolo di carta se ci sono segni di muffa.

2. Metodi per l'allevamento su larga scala di G1 Ganaspis brasiliensis

1. Implementare un allevamento su larga scala dell'ospite Drosophila suzukii.
   1. D. suzukii posteriore all'interno di grandi gabbie ricoperte di maglie a maglia (ad esempio, 50 cm x 50 cm x 100 cm) contenenti ciascuna 1.500-2.000 mosche adulte sessualmente mature (rapporto tra i sessi 50:50) (Figura 2).
   2. Preparare la Drosophila Medium Standard (SDM) facendo bollire tutti gli ingredienti (6 g di agar batteriologico, 75 g di farina di mais, 17 g di lievito alimentare, 15 g di saccarosio, 10 g di farina di soia, 10 ml di acido propionico) in 1 L di acqua distillata per 10 minuti mescolando periodicamente la miscela per evitare che si bruci²⁸.
   3. Lasciare raffreddare il composto per 5 minuti e aggiungere 5 g di acido ascorbico.
   4. Versare l'SDM appena cotto in piastre di Petri da 9 cm e lasciare che il mezzo si solidifichi a temperatura ambiente prima di chiudere le piastre.
   5. Impilare le piastre di Petri SDM, avvolgere la pila con un foglio di alluminio e conservare le piastre a 4 °C per un massimo di 2 settimane.
   6. All'interno di ogni gabbia di allevamento, posizionare un piatto con cotone imbevuto d'acqua e da quattro a sei piastre di Petri con SDM (Figura 2).
   7. Due volte a settimana, sostituire le piastre di Petri SDM infestate con quelle fresche.
   8. Posizionare le piastre di Petri SDM infestate senza coperchio singolarmente in bicchieri di plastica (13,3 cm di diametro o 800 ml), chiudere ogni tazza con un rivestimento di rete fine (<0,5 mm) e incubare per 12-15 giorni a 23 °C e 75% RH (Figura 2).
   9. Trasferire gli adulti D. suzukii appena nati dai bicchieri di plastica alle gabbie di allevamento.
2. Preparare le larve dell'ospite.
   1. Risciacquare i mirtilli in acqua fredda per 1 minuto e immergere i frutti in una bacinella riempita con una soluzione di candeggina (diluita al 5%) per 3 minuti.
   2. Scolare la soluzione di candeggina e riempire la bacinella con acqua fredda per risciacquare i mirtilli. Mescolare delicatamente a mano per almeno 30 s.
   3. Ripetere il passaggio 2.2.2 con acqua dolce almeno tre volte per rimuovere i residui di candeggina e altri artropodi (ad esempio acari, tripidi) che possono essere presenti sul frutto.
   4. Posizionare il frutto su un vassoio con diversi strati di carta assorbente e inclinare con cura il vassoio avanti e indietro, arrotolando le bacche per asciugarle.
   5. Preparare diverse piastre di Petri da 9 cm (la metà superiore o inferiore, rivolta verso l'alto) e riempire ciascuna con i mirtilli lavati (15-25 frutti per piatto a seconda delle dimensioni del frutto).
   6. Durante le ore del tardo pomeriggio, esporre le piastre di Petri a mosche adulte sessualmente mature all'interno delle gabbie di allevamento dell'ospite (vedere il punto 2.1) e lasciarle durante la notte.
   7. La mattina successiva, rimuovere le piastre di Petri dalle gabbie di allevamento dell'ospite soffiandole delicatamente o picchiettandole per rimuovere le mosche sui frutti e utilizzare il frutto infestato per l'allevamento di parassitoidi (vedere il punto 2.4).
3. Implementare un allevamento di parassitoidi su larga scala.
   1. Usa due tipi di gabbie per allevare il parassitoide: una per il parassitismo e un'altra per l'emergenza della vespa.
   2. Assicurarsi che la gabbia per parassitismo sia cubica (ad esempio, 45 cm per lato) con un pannello di plastica trasparente sul davanti per osservare l'attività degli insetti, due aperture per maniche da 18 cm nel pannello frontale per l'aggiunta o la rimozione di insetti e la sostituzione di materiale alimentare e una rete in poliestere fine (ad esempio, rete 96 x 26) sulla parte superiore e sui lati per la ventilazione.
   3. Rendere la gabbia di emergenza più piccola (ad esempio, 30 cm per lato), con una singola apertura del manicotto su due lati opposti e un pannello di plastica trasparente sul davanti per la visibilità (Figura 2).
   4. Assicurarsi che entrambi i tipi di gabbia abbiano una corda sottile appesa sotto il soffitto da cui sospendere uno o più alimentatori (Figura 2).
      NOTA: Un alimentatore è costituito da un grande tappo cilindrico in schiuma (diametro 9 cm) ricoperto da goccioline di miele sparse e può essere posizionato sul pavimento della gabbia o appeso al soffitto della gabbia (Figura 2).
   5. All'interno di ogni gabbia, fornire acqua in un flaconcino di drosophila a parete diritta (2,5 cm x 9,5 cm) sigillato con un tappo di acetato di cellulosa (diametro 2,5 cm) ogni 5-7 giorni a seconda dell'RH. Appendere il flaconcino capovolto al soffitto della gabbia (Figura 2).
4. Esporre le larve dell'ospite ai parassitoidi.
   1. Esporre il frutto infestato dall'ospite all'interno delle piastre di Petri a G1 G. brasiliensis immediatamente dopo l'infestazione notturna di D. suzukii (vedere passo 2.2.7).
   2. Lasciare le 10-15 piastre di Petri di frutta infestata nella gabbia di parassitizzazione contenente 1.500-2.000 vespe per 2-3 giorni.
   3. Utilizzare bicchieri di plastica (13,3 cm di diametro o 800 ml) con strati di carta assorbente sul fondo per raccogliere il frutto contenente gli ospiti parassitizzati (Figura 2).
   4. Posizionare le coppette aperte nella gabbia di eclosione e incubare per almeno 28 giorni a 21 °C e 65% di umidità relativa (Figura 2).
   5. Durante la seconda e la terza settimana di incubazione, controllare settimanalmente la gabbia per l'eclosione precoce dell'ospite e rimuovere le mosche adulte per facilitare la successiva raccolta di parassitoidi.
   6. Alla fine della quarta settimana di incubazione, aggiungere un alimentatore e una fonte d'acqua alla gabbia.
5. Raccogli e conserva i parassitoidi adulti.
   1. Una volta iniziata l'emergenza parassitoide, raccogli una porzione (10%-15%) degli adulti e trasferiscili nella gabbia del parassitismo per sostituire i vecchi individui improduttivi.
   2. Raccogliere e conservare i restanti parassitoidi in bicchieri di plastica (diametro 13,3 cm o 800 ml) (Figura 3A).
   3. Posizionare un tubo (2 ml) riempito d'acqua e sigillato con un rotolo di cotone dentale (1 cm x 3,8 cm) sul fondo della tazza (Figura 3A).
   4. Chiudere la tazza con un coperchio modificato dotato di un tappo in schiuma rimovibile (diametro 3,5 cm) come substrato di alimentazione e di un foro coperto di rete per la ventilazione (Figura 3B).
   5. Aggiungere fino a 700 adulti a ciascuna tazza (rapporto tra i sessi 50:50), etichettare la tazza con la data di emergenza e conservarla in una camera ambientale (17 °C; 65% RH) fino all'uso o per un massimo di 1 mese (Figura 3B).
6. Spedisci i parassitoidi adulti.
   1. Utilizzare tubi conici (50 ml) per spedire i parassitoidi adulti.
   2. Forare un foro di ventilazione (diametro 8 mm) sul cappuccio e coprirlo con una rete a maglie sottili (Figura 3C).
   3. Aggiungere un anello di alimentazione in acetato di cellulosa all'interno del cappuccio (Figura 3C).
   4. Preparare una soluzione di saccarosio saturo usando acqua distillata, applicare alcune gocce sull'anello di alimentazione e lasciare che assorba il liquido.
   5. Posizionare un tovagliolo di carta assorbente a forma di ventaglio all'interno del tubo (Figura 3D).
   6. Aggiungi ~ 200 parassitoidi adulti a ciascun tubo e posiziona i tubi in un contenitore di spedizione isolato insieme a impacchi di ghiaccio.

Risultati

La Figura 4 mostra i risultati rappresentativi dell'allevamento in laboratorio su piccola scala di G3 Ganaspis brasiliensis utilizzando due diverse densità parassitoidi (sei o 10 coppie) e due diversi tempi di esposizione (5 o 10 giorni) presso la struttura di quarantena dell'USDA-ARS Beneficial Insects Introduction Unit (Newark, Delaware). Ci sono state 14 repliche per ogni combinazione di densità parassitoide e tempo di esposizione. In totale, i 64 palloni hanno prodotto 4.018 v...

Discussione

La ricerca a lungo termine e le successive emissioni sul campo di un agente di controllo biologico dipendono dalla disponibilità di tecniche di allevamento efficaci ed economiche. I metodi descritti in questo studio hanno dimostrato di essere protocolli efficienti sia per l'allevamento su piccola scala che su larga scala di Ganaspis brasiliensis. Il protocollo di allevamento su piccola scala è stato sviluppato nel corso di diversi anni per ottimizzare la quantità di manodopera e ridurre le attrezzature specia...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Active dry yeast	Fleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USA	None	Used to cover fruit to reduce mold growth and enhance the frui attraction to the flies
Bacteriological agar	Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy	A1296 - 5KG	Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Bleach solution	Clorox Company, Oakland, CA, USA	None	Used to disinfect flesh fruit
Blue stopper	Azer Scientific, Morgantown, PA, USA	ES3837	Used for sealing the tube while allowing ventilation for insects
Blueberries	Grocery Store, Newark, DE, USA	None	Provided as host fruit for the flies (various other fruit can also be used)
BugDorm insect rearing cage (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm)	Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan	4E3030	Used for rearing parasitoids (parasitism cage)
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm)	Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan	4E4590	Used for rearing flies
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm)	Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan	4E4545	Used for rearing parasitoids (eclosion cage)
Chicken wire (0.64 cm, 19 gauge)	Everbilt, OH, USA	308231EB	Used to lift up the fruit to allow maximum parasitoid oviposition
Cornmeal	Grocery Store, Trento, TN, Italy	None	Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Dental cotton roll (1 x 3.8 cm)	Gima S.p.A., Gessate, MI, Italy	35000	Used for providing water to the parasitoids within the storage container
Drosophila diet	Frontier Scientific, Newark, DE, USA	TF1003	Custom diet used to rear flies
Drosophila vial narrow, Polystirene (2.5 x 9.5 cm)	VWR International, LLC., Radnor, PA, US	75813-160	Used for providing water to the parasitoids within the cage
Drosophila vial plugs, Cellulose acetate (2.5 cm)	VWR International, LLC., Radnor, PA, US	89168-886	Used for providing water to the parasitoids within the cage
Erlenmeyer flask (250 mL)	Carolina Biological, Burlington, NC, USA	731029	Used for rearing flies and parasitoids
Falcon-style centrifuge tube (50 mL)	VWR International, LLC., Radnor, PA, US	VWRI525-0611	Modified to ship adult parasitoids
Foam stopper	Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA	L800-C	Used for sealing the flasks while allowing ventilation for insects
Honey	Grocery Store, Newark, DE, USA	None	Provided as food for parasitoids
Identi-Plug plastic foam stopper	Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US	14-127-40E	Used as feeder for parasitoids and to seal the storage container
Industrial paper towel	Grocery Store, Newark, DE, USA	None	Provided as a pupation substrate for pupae and mitigated moisture
Micron mesh fabric (250 mL)	Industrial Netting, Maple Grove, MN, USA	WN0250-72	Used to make ventilation lid for insects
Nutritional yeast (flakes)	Grocery Store, Trento, TN, Italy	None	Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Paper coaster (10.2 cm)	Hoffmaster, WI, USA	35NG26	Porvided as pupation substrate for flies and parsitized pupae
Plastic cup (Ø 13.3 cm, 800 mL)	Berry Superfos, Taastrup, Denmark	Unipak 5134	Modified to store adult parasitoids
Plastic lid (Ø 13.3 cm)	Berry Superfos, Taastrup, Denmark	PP 2830	Modified to store adult parasitoids
Propionic acid	Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy	P1386 - 1L	Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Saccharose	Grocery Store, Trento, TN, Italy	None	Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Soup cup with lid (475 mL)	StackMan, Vietnam	DC1648	Used for parasitized larvae to pupate
Soybean flour	Grocery Store, Trento, TN, Italy	None	Used to prepare the Standard Drosophila Medium
White felt washer (0.64 cm thick, 5 mm ID x 20 mm OD)	Quiklok, Lincoln, NH, US	WFW/.25 x 5 x 20 mm	Used as feeding ring for parasitoids