Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نقدم بروتوكولا لقياس نشاط الأنسجة الدهنية البنية بعد تناول وجبة في البشر المختبر.

Abstract

قياس نشاط الأنسجة الدهنية البنية (BAT) عن طريق التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني المحوسب (PET-CT) عن طريق تراكم 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) بعد الوجبة أو في مرضى السمنة أو السكري فشل كطريقة مفضلة. السبب الرئيسي هو أن 18F-FDG يتنافس مع تركيز بلازما الجلوكوز العالي بعد الأكل لنفس ناقل الجلوكوز على غشاء خلايا BAT. بالإضافة إلى ذلك ، تستخدم BAT الأحماض الدهنية كمصدر للطاقة أيضا ، وهو أمر غير مرئي مع PET-CT ويمكن تغييره جنبا إلى جنب مع تركيز الجلوكوز لدى مرضى السمنة والسكري. لذلك ، لتقدير الأهمية الفسيولوجية ل BAT في الحيوانات والبشر ، يتم تطبيق طريقة جديدة للتصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء المستخدمة في المنشورات الحديثة.

بعد الصيام بين عشية وضحاها ، تم قياس نشاط BAT عن طريق التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء قبل وبعد وجبة في المتطوعين من البشر والفئران من النوع البري. يحسب برنامج الكاميرا درجة حرارة الكائن باستخدام المسافة من الكائن ، وانبعاثية الجلد ، ودرجة حرارة الغرفة المنعكسة ، ودرجة حرارة الهواء ، والرطوبة النسبية. في الفئران ، كانت المنطقة المحلوقة فوق BAT منطقة ذات أهمية تم قياس متوسط ودرجات الحرارة القصوى لها. تم تحديد مرحلة الدورة الشحمية في إناث الفئران بعد تجربة بواسطة مسحات مهبلية ملطخة بمحلول بقع كريسيل البنفسجي (0.1٪). في المتطوعين الأصحاء ، تم اختيار منطقتين جلديتين من الرقبة: المنطقة فوق الترقوة (فوق الترقوة ، حيث توجد خلايا BAT) والمنطقة بين الترقوة (بين عظام الترقوة ، حيث لا يوجد نسيج BAT المكتشف). يتم تحديد نشاط BAT من خلال طرح هاتين القيمتين. أيضا ، يمكن تحديد متوسط وأقصى درجات الحرارة لمناطق الجلد في الحيوانات والمشاركين من البشر.

تبين أن التغييرات في نشاط أفضل التقنيات المتاحة بعد الوجبة التي تم قياسها بواسطة التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء ، وهي طريقة غير جراحية وأكثر حساسية ، تعتمد على الجنس والعمر ومرحلة الدورة الشهوانية في المختبر. كجزء من توليد الحرارة الناجم عن النظام الغذائي ، ثبت أيضا أن تنشيط BAT في البشر يعتمد على الجنس والعمر ومؤشر كتلة الجسم. سيكون تحديد التغيرات الفيزيولوجية المرضية في نشاط BAT بعد الوجبة ذا أهمية كبيرة للمشاركين الذين يعانون من تركيزات عالية من الجلوكوز في البلازما (السمنة ومرض السكري من النوع 2) ، وكذلك في المختبر المختلفة (الفئران بالضربة القاضية). هذه الطريقة هي أيضا أداة متغيرة لتحديد الأدوية المنشطة المحتملة التي يمكن أن تجدد نشاط BAT.

Introduction

الأنسجة الدهنية البنية (BAT) ، على عكس الأنسجة الدهنية البيضاء (WAT) ، لا تخزن بل تنفق الطاقة. عند التحفيز الودي، تستخدم BAT الأحماض الدهنية والجلوكوز وتنتج الحرارة عن طريق تنشيط البروتين 1 (UCP1). تتمثل وظيفة UCP1 في استخدام تدرج H + بين غشاءين من الميتوكوندريا لإنتاج الحرارة بدلا من ATP. تتمثل وظيفة BAT في زيادة إنتاج الحرارة في ظل الظروف الباردة ، مما يؤدي إلى زيادة نفقات الطاقة1. بعد التعرض للبرد ، تمنع المدخلات الحسية من الجلد الخلايا العصبية الحساسة للحرارة في النواة قبل البصرية المتوسطة (MnPO) في منطقة ما قبل البصر تحت المهاد (POA) ، مما يقلل من التأثير المثبط للخلايا العصبية POA على المنضدة الشاحبة (rRPa). يزيد تنشيط الخلايا العصبية rRPa من النشاط الودي ، والذي يتبعه زيادة في نشاط BAT 2,3. يعمل تنشيط BAT الناجم عن البرد على تحسين حساسية الأنسولين لدى البشر4 ، وينخفض هذا النشاط لدى البشر الذين يعانون من زيادة مؤشر كتلة الجسم (BMI) والعمر1،5،6،7.

بصرف النظر عن دوره في توليد الحرارة الناجم عن البرد ، بعد الوجبة ، يزداد امتصاص الجلوكوز في BAT في السكان الذكور النحيفين ، مما يساهم في توليد الحرارة الناجم عن النظام الغذائي (DIT) ، وهو أعلى في الذكور المصابين بBAT 8,9. التقنية الحديثة المستخدمة لقياس نشاط BAT هي التصوير المقطعي المحوسب بالإصدار البوزيتروني ، والمعروف باسم PET-CT. تحدد هذه الطريقة نشاط BAT عن طريق قياس تراكم الفلوروديوكسي جلوكوز المشع (18F-FDG). ومع ذلك ، فشل PET-CT كطريقة مفضلة للكشف عن تنشيط أفضل التقنيات المتاحة بعد الوجبة. أحد الأسباب هو أنه بعد الوجبة ، يتنافس 18F-FDG مع ارتفاع السكر في الدم بعد الأكل لنفس ناقل الجلوكوز ، مما يجعله غير مناسب لتحديد تنشيط BAT بعد الوجبة ، خاصة عند مقارنة نشاط BAT في المشاركين الأصحاء ومرضى السكري مع الاختلافات المحتملة في تركيزات الجلوكوز في الدم. علاوة على ذلك ، تستخدم BAT الأحماض الدهنية كمصدر للطاقة لإنتاج الحرارة وهو أمر غير مرئي مع PET-CT. 18 تراكم F-FDG في BAT بعد الوجبة بالكاد مرئي10 ، وبالتالي ، يتم تفسيره على أنه نتيجة سلبية في معظم الحالات. مما لا يثير الدهشة ، في الآونة الأخيرة ، اقترح أن تفعيل أفضل التقنيات المتاحة أكثر وضوحا في السكان مما كنا نعتقد سابقا. لذلك ، من الضروري اتباع نهج جديد للكشف عن نشاط BAT ومشاركته في اضطرابات التمثيل الغذائي7. محاولة لحل هذه المشكلة هي قياس حجم BAT مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) في مرضى ما قبل السكري والمرضى الذين يعانون من داء السكري من النوع 2 (T2DM) مع مقاومة الأنسولين11. ومع ذلك ، فإن حجم BAT الذي تم قياسه بواسطة التصوير بالرنين المغناطيسي ليس مؤشرا كافيا لتقدير الوظيفة اليومية واستخدام الجلوكوز والأحماض الدهنية بواسطة BAT. لذلك ، لتقدير الاختلافات الحقيقية في نشاط BAT في المرضى الأصحاء مقابل T2DM ، هناك حاجة إلى نهج جديد يوفر إمكانية لمعرفة الآلية المرضية لخلل BAT في مرضى T2DM.

لتحديد تنشيط BAT ، أجرينا قياسات لإنتاج حرارة BAT قبل وبعد الوجبة باستخدام التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء (IR) (الشكل 1) 12,13. إن إنشاء التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء كطريقة مفضلة لقياس نشاط BAT بعد تناول وجبة في الأفراد الأصحاء والسمنة أو مرضى السكري سيكون له تأثير كبير على هذا المجال. حتى يومنا هذا ، يتم استخدام التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء لتحديد التنشيط الناجم عن البرد ل BAT13،14،15. في تاريخ البشرية الحديث ، لم يعد نشاط BAT الناجم عن البرد واضحا جدا (بسبب التسخين المناسب للموائل ، والملابس المناسبة) ، بينما يحدث تنشيط BAT بعد الوجبة كل يوم. علاوة على ذلك ، فإن التنظيم الفسيولوجي لهاتين الوظيفتين BAT عبر منطقة ما تحت المهاد مختلف تماما. بعد الوجبة ، يؤدي تنشيط الخلايا العصبية المعبرة عن proopiomelanocortin (POMC) في النواة المقوسة تحت المهاد (Arc) إلى زيادة نشاط العصب الودي عبر rRPa16. يعد التنشيط الناجم عن BAT على البارد والذي يتم قياسه بواسطة التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء أو PET-CT غير مناسب عند استخدامه كمقياس لنشاط BAT اليومي. يتبع زيادة نشاط أفضل التقنيات المتاحة بعد الوجبة استخدام الجلوكوز ، وهو أمر مهم في النهاية للحفاظ على توازن الجلوكوز ، وحساسية الأنسولين ، والتنظيم اليومي لتركيز الجلوكوز. يؤدي تنشيط BAT بعد الأكل إلى زيادة استهلاك الجلوكوز بعد الأكل ، تليها زيادة في إنتاج الحرارة ودرجة حرارة الجسم (DIT). وقد تبين أن هذا يعتمد على الجنس والعمر ومؤشر كتلة الجسم12. لوحظت اختلافات مماثلة بين الجنسين في تنشيط BAT بعد الوجبة في الفئران المختبرية من الذكور والإناث17. تتوافق هذه النتائج مع الاختلافات بين الجنسين المكتشفة مؤخرا في تنظيم BAT بواسطة Burke et al. ، الذي أظهر أن التنظيم تحت المهاد لتحمير BAT عبر مجموعة فرعية من الخلايا العصبية POMC يختلف في ذكور وإناثالفئران 18. التنشيط بعد الأكل من BAT أصغر في النساء ، وكبار السن ، والأشخاص الذين يعانون من السمنة المفرطة. يمكن أن يؤدي عدم تنشيط BAT بعد الوجبة (انخفاض استخدام الجلوكوز) إلى ارتفاع معدل انتشار ضعف تحمل الجلوكوز لدى النساء19،20،21،22. لسوء الحظ ، تم إجراء غالبية الدراسات حول تنشيط BAT على الرجال فقط. من خلال تنشيط BAT بعد الوجبة ، يزداد امتصاص الجلوكوز في عدد الذكور النحيفين. ليس من المستغرب أنه بعد تنشيط BAT ، يكون DIT أعلى في الذكور المصابينب BAT 8,9. علاوة على ذلك ، فإن زرع BAT في الفئران الذكور يحسن تحمل الجلوكوز ، ويزيد من حساسية الأنسولين ، ويقلل من وزن الجسم وكتلة الدهون23.

فشل PET-CT كطريقة مفضلة لقياس نشاط BAT ، خاصة بعد الوجبة. لذلك ، تم تطوير طريقة غير جراحية وأكثر حساسية. يتيح التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء تقدير نشاط أفضل التقنيات المتاحة في المختبر المختلفة (الفئران بالضربة القاضية) ، وكذلك المشاركين من البشر ، بغض النظر عن الجنس أو العمر أو آثار الحالات المرضية المختلفة على نشاط BAT. فائدة إضافية لهذه الطريقة هي البساطة للمشاركين المختبر ، مما يسمح لنا بتقدير الفوائد المحتملة للعلاج الداعم BAT. تم وصف الدراسات الحديثة التي تستخدم التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء لتحديد السلوك الفسيولوجي ل BAT بعد التعرض للبرد أو الوجبة في المنشور الأخير ل Brasil et al.24.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية على المختبر من قبل اللجنة الأخلاقية الوطنية ووزارة الزراعة (EP 185/2018). أجريت التجارب وفقا للدستور الأخلاقي للجمعية الكرواتية لعلوم المختبر وإرشادات ARRIVE. وكانت جميع الإجراءات التي أجريت في الدراسات التي شملت مشاركين بشريين متفقة مع إعلان هلسنكي ووافقت عليها لجنة الأخلاقيات التابعة لكلية الطب بجامعة زغرب (UP/I-322-01/18-01/56). في هذه الدراسة ، نقدم نتائج من ثلاث مشاركات (مؤشر كتلة الجسم: 29 كجم / م 2 ± 5 كجم / م2). تم الحصول على موافقة مستنيرة من جميع المتطوعين البشريين لمشاركتهم في الدراسة ولتقديم البيانات.

1. قياس تنشيط الأنسجة الدهنية البنية بعد تناول وجبة في البشر

ملاحظة: قم بإجراء التجارب خلال فصل الصيف عندما لا تقل درجة الحرارة اليومية عن 22 درجة مئوية للحفاظ على نشاط BAT القاعدي منخفضا قدر الإمكان.

  1. اختر بعناية المشاركين الأصحاء الضابطين (إذا كان سيتم تقدير نشاط BAT في ظل الظروف المرضية) لأن نشاط BAT يعتمد على الجنس والعمر ومؤشر كتلة الجسم وحتى مرحلة الدورة الشهوانية.
    1. لتقدير مرحلة الدورة الشهرية للمشاركات ، اسألهم أسئلة حول مدة الدورة الشهرية المتوسطة وتاريخ اليوم الأول من آخر دورة شهرية. لا تنس تحديد تاريخ التجارب.
      ملاحظة: الاختيار الصحيح لمطابقة الموضوعات الضابطة هو أصعب جزء من الدراسات السريرية لأن الضوابط الصحية والمشاركين الذين يعانون من حالات مرضية يجب أن يكونوا متشابهين قدر الإمكان ويختلفون فقط في المرض الذي تم التحقيق فيه.
  2. اطلب من المشاركين الراحة بشكل جيد ، وعدم تناول وجبة الإفطار (الصيام - عدم تناول السعرات الحرارية) ، والتجمع في ساعات الصباح لإجراء التجارب ، والراحة لمدة 30 دقيقة على الأقل لتجنب تنشيط BAT المحتمل أثناء نشاط العضلات عن طريق التنشيط الودي.
  3. اطلب من المشاركين إزالة ملابسهم العلوية قبل 15 دقيقة من القياسات لتجنب الآثار المحتملة لارتفاع درجة حرارة سطح الجلد (التأثيرات الحرارية للملابس) أثناء تحديد نشاط BAT الأساسي. إجراء القياسات في درجة حرارة الغرفة المناسبة (22-27 درجة مئوية).
  4. إجراء قياسات الأشعة تحت الحمراء.
    1. أثناء استراحة المشاركين ، قم بتركيب الكاميرا الحرارية (نوع الكاشف: ميكروبولومتر غير مبرد ؛ مسافة الكاشف: 17 ميكرومتر ؛ النطاق الطيفي للكاميرا: 7.5-14.0 ميكرومتر ؛ الحساسية الحرارية: 20 مللي كلفن عند 30 درجة مئوية ؛ العدسات: 36 مم ؛ الدقة: 1024 بكسل × 768 بكسل ؛ مجال الرؤية الفوري [IFOV]: 0.47 mRad) على الحامل ثلاثي القوائم وضعه على بعد 1 متر من المكان الذي سيجلس فيه المشارك.
      ملاحظة: إذا تم إجراء القياسات في طقس أكثر برودة (درجات حرارة الهواء الخارجي أقل من 15 درجة مئوية عند رطوبة 50٪) ، فضع الكاميرا في درجة حرارة الغرفة وقم بتشغيلها لمدة 1 ساعة على الأقل قبل إجراء القياسات. يمكن أن تعطي الأدوات الباردة نتائج مختلفة بعد الاحماء إلى درجة حرارة الغرفة بسبب المعايرة التلقائية.
    2. قم بتوصيل الكاميرا الحرارية بجهاز كمبيوتر وبرنامج وفقا لتعليمات الشركة المصنعة. سجل رقائق الألومنيوم (رقائق الألومنيوم المجعدة ثم الممتدة) على مسافة بؤرية تبلغ 1 متر لتحديد درجة الحرارة المنعكسة للغرفة ، معروضة كدرجة حرارة مقاسة. في برنامج الكاميرا ، أدخل مسافة 0 متر وانبعاثية 1.
      ملاحظة: درجة الحرارة الظاهرة المنعكسة هي معلمة يتم الحصول عليها عند ضبط انبعاثية الكاميرا على 1.0 والمسافة إلى 0 متر ويتم أخذ القياسات على رقائق الألومنيوم المجعدة ثم الممتدة. تمثل درجة الحرارة الظاهرة المنعكسة تقديرا تقريبيا لإجمالي الأشعة تحت الحمراء الساقطة على الكاشف من البيئة.
    3. قبل بدء القياسات مباشرة ، حدد درجة حرارة هواء الغرفة ورطوبة الهواء (ضرورية للتحليل اللاحق). بدلا من التقاط صورة حرارية واحدة ، سجل فيلما. من الفيلم ، اختر لاحقا أفضل إطار صورة ممكن للتحليل لتقليل احتمالية فقدان البيانات القيمة.
    4. قبل بدء التسجيل ، اضبط المعلمات التالية: مدة تسجيل الفيديو من 10 إلى 15 ثانية (أو أي قيمة أخرى مطلوبة) ، ومعدل الإطارات عند 5 إطارات في الثانية (إطارات في الثانية) أو أي قيمة أخرى (في أيدينا ، 5 إطارات في الثانية هي الحد الأقصى المطلوب) ، وموقع على القرص حيث سيتم حفظ الفيلم ، كما هو موضح أدناه.
      1. في البرنامج أعلى نافذة الكاميرا الرئيسية ، اختر الرمز الثالث من اليسار. في القائمة المنبثقة ، اختر تحرير إعدادات السجل ، وبعد ذلك سيتم فتح نافذة جديدة.
      2. في وضع التسجيل ، حدد تسجيل على القرص ، وأدناه ، قم بتعيين سجل لهذه المدة في الوقت المطلوب. في خيارات التسجيل لنفس النافذة ، حدد معدل التسجيل إلى 5 (هرتز) واختر الموقع الذي سيتم حفظ التسجيلات فيه.
      3. لتعيين معدل الإطارات ، أغلق النافذة الحالية ، وافتح تحرير في القائمة الرئيسية ، وحدد التفضيلات. في الجزء الأيمن من النافذة المفتوحة ، أدخل 5 في معدل الإطارات المستهدف. في نفس النافذة أدناه ، حدد مفتاح التشغيل السريع / يمكن للبدء عن بعد إيقاف التسجيل ، ومن القائمة المنسدلة ، حدد في وضع البدء / الإيقاف.
        ملاحظة: حاول إنشاء أقصر الأفلام الممكنة بأقل معدل إطارات ممكن نظرا لأنها تستهلك الذاكرة. في هذه الإعدادات ، سيحتوي سجل واحد على 100 ميغابايت تقريبا.
  5. ضع المشارك بحيث تكون المنطقة فوق الترقوة من الرقبة ، فوق الترقوة حيث يوجد BAT (الشكل 1) ، على مسافة بؤرية 1 متر وتسجيل فيلم قصير (10-15 ثانية) بمعدل إطارات 5 إطارات في الثانية عن طريق الضغط على المفتاح F5 . سيتوقف التسجيل في الوقت المحدد.
  6. في الغرفة وقت القياسات ، تأكد من وجود المشارك والشخص الذي يقوم بإجراء القياسات فقط. تجنب حركة الهواء أو السحب (على سبيل المثال ، من تكييف الهواء). تأكد من أن المشاركين بعيدون عن التيار البارد أو أشعة الشمس (المباشرة أو غير المباشرة) أو أي مصدر للحرارة مثل المصابيح الكهربائية.
  7. إذا كان ذلك مناسبا ، قم بقياس تركيزات الجلوكوز في الدم الشعري من طرف الإصبع باستخدام مقياس السكر القياسي ودرجة حرارة الجسم باستخدام مقياس حرارة إبطي.
  8. تأكد من أن جميع المشاركين يتناولون نفس الوجبة. انتبه إلى القيود الغذائية ومتطلبات الأشخاص الذين تم اختبارهم (على سبيل المثال ، وجبة مرضى السكري). يجب على جميع المشاركين ، بما في ذلك الأشخاص الضابطين (الأصحاء) والمشاركين الذين يعانون من اضطرابات التمثيل الغذائي ، تناول نفس الوجبة.
    ملاحظة: لمزيد من التفاصيل حول الوجبات التي يمكن لمرضى السكري تناولها ، اتصل بأخصائي الغدد الصماء المحلي أو ناقشها مع المشاركين الذين يعانون من مرض السكري.
  9. في الوقت المطلوب بعد الوجبة ، قم بإجراء التسجيل الجديد بالضغط على F5 باستخدام نفس قيم الإعداد. لا تكرر البروتوكول المحدد للتسجيلات. كرر القياسات في 30 دقيقة و 1 ساعة و 2 ساعة و 3 ساعات بعد الوجبة12. بالنسبة لتصميم دراستك المحدد ، يمكن أن يكون الوقت بعد الوجبة أقصر أو أطول ، لكننا نوصي على الأقل بالنقاط الزمنية الثلاث الأولى.
    ملاحظة: الحد الأقصى لعدد المشاركين هو أربعة إلى ستة ، على الرغم من إجراء القياسات بسرعة. مع وجود عدد أكبر من المشاركين ، سيكون وقت التأخير بالنسبة للبعض طويلا جدا.

2. قياس تنشيط الأنسجة الدهنية البنية بعد تناول وجبة في المختبر

ملاحظة: نظرا لأن الحيوانات موجودة في منشأة للحيوانات مع درجة حرارة الغرفة المنظمة ودورة النهار / الليل من 12 ساعة / 12 ساعة ، يمكن إجراء التجارب خلال أي موسم. يجب أن تكون درجة حرارة الغرفة أثناء التجارب بين 22 درجة مئوية و 27 درجة مئوية. في هذه الدراسة ، تم فحص ستة أنثى في diestrus وستة من النوع البري (WT) C57Bl / 6NCrl.

  1. تخدير الحيوانات وفقا للإرشادات الأخلاقية للمؤسسة. في هذه الدراسة ، تم إجراء التخدير باستخدام حقن i.p. من الكيتامين / زيلازين (80-100 ملغم / كغم و 6-8 ملغم / كغم ، على التوالي). ضع جل العين على كلتا العينين لمنع جفاف القرنية أثناء التخدير. حلق المناطق بين الكتفين من الاختبار قبل يوم من التجارب (منطقة الجلد بين شفرات الكتف) باستخدام أداة تشذيب صغيرة.
  2. في اليوم السابق للتجارب ، حدد أيضا مرحلة الدورة الشحمية في الحيوانات الأنثوية.
    ملاحظة: يتم تحديد مرحلة الدورة الشحمية عن طريق اللطاخات المهبلية.
    1. اغمس قطعة قطن في محلول ملحي معقم بدرجة حرارة الغرفة (0.9٪ كلوريد الصوديوم) وأدخله في المهبل. اكشط جدار المهبل برفق باستخدام المسحة ، وانشر الخلايا المرفقة على شريحة زجاجية ، واتركها تجف في الهواء.
    2. ضع الحيوانات مرة أخرى في أقفاصها. تلطيخ الخلايا مع 500 ميكرولتر من خلات البنفسجي كريسيل 0.1 ٪ لمدة 1 دقيقة ، وبعد ذلك شطفها 3 مرات بالماء.
    3. شاهد الخلايا تحت المجهر الضوئي مع تكبير 100x وإضاءة المجال الساطع. تحديد مرحلة الدورة الشحمية بناء على عدد الكريات البيض والخلايا الظهارية النواة والقرنية التي لوحظت في اللطاخة25.
  3. قم بإزالة طعام الحيوانات في المساء قبل التجارب (الصيام طوال الليل) بالماء الإعلاني. أفضل طريقة هي نقل الحيوانات إلى أقفاص نظيفة جديدة لتجنب بقايا الطعام المحتملة في الأقفاص.
  4. في صباح اليوم التجريبي ، قم بإعداد الكاميرا الحرارية وإعدادات التسجيل كما هو الحال لاختبار المشاركين من البشر.
  5. لا تزعج أو تسبب الإجهاد للحيوانات قبل إجراء قياسات الأشعة تحت الحمراء. ضع الحيوان بعناية في قفص نظيف (يضمن عدم وجود آثار لرائحة الحيوانات الأخرى على الجهاز الودي للحيوان). ضع القفص تحت الكاميرا الحرارية على مسافة بؤرية 1 متر. سجل فيلما بالضغط على F5.
  6. قم بوزن حبيبات الطعام قبل إعطائها لكل حتى يمكن حساب كمية الطعام. اسمح للحيوان بتناول الطعام لمدة 30 دقيقة في قفصه ووزن حبيبات الطعام مرة أخرى بعد الوجبة. في هذه الدراسة ، أكلت إناث الحيوانات 0.038 ± 0.004 جم من الطعام / وزن الجسم.
    ملاحظة: إذا قررت قياس تركيزات الجلوكوز في الدم ، فقم بإجراء القياسات قبل الوجبة ولكن بعد قياسات الأشعة تحت الحمراء للتأكد من أن هذا لن يؤدي إلى تنشيط BAT بواسطة الجهاز الودي.
  7. كرر قياسات الأشعة تحت الحمراء في الوقت المطلوب بعد بدء الوجبة (عادة 30 دقيقة و 1 ساعة و 2 ساعة بعد الوجبة)17,26.
  8. بعد الانتهاء من جميع التجارب ، اختبر مرة أخرى مرحلة الدورة الشحمية في إناث الحيوانات كما هو موضح أعلاه (قد تخرج إناث الحيوانات من المرحلة المرغوبة من الدورة الشحمية في وقت أقرب مما كان متوقعا).

3. تحليل التسجيلات الحرارية

ملاحظة: يحسب برنامج الكاميرا الحرارية درجة حرارة الجسم باستخدام خمسة متغيرات.

  1. اضبط المتغيرات التالية في البرنامج قبل التحليل: انبعاث الجلد ، e = 0.9815,27 ، درجة حرارة الغرفة المنعكسة (كما تم حسابها من صورة رقائق الألومنيوم) ، درجة حرارة الهواء ، الرطوبة النسبية ، المسافة إلى الكائن = 1 متر. قم بإجراء التحليل باستخدام البرنامج بهذه القيم.
    ملاحظة: لوحة الألوان المفضلة هي قوس قزح لأنها تستخدم المزيد من الأشكال ، مما يسمح باكتشاف BAT بسهولة فوق الترقوة.
  2. لكل فيلم ، أدخل المتغيرات المدرجة في برنامج الكاميرا على الجانب الأيمن من النافذة الرئيسية. حدد الإطار المناسب (الصورة) من الفيلم عن طريق تحريك رأس التشغيل في أسفل الشاشة أو الضغط على زر إيقاف مؤقت .
  3. حدد منطقة الاهتمام (ROI) عن طريق اختيار الشكل المطلوب للمنطقة على الجانب الأيسر من النافذة الرئيسية. اختر الشكل الذي يتوافق بشكل أفضل مع منطقة الجلد فوق أو بين عظام الترقوة.
  4. عند اختيار عائد الاستثمار ، يتم عرض درجات الحرارة الدنيا والقصوى والمتوسطة لعائد الاستثمار على الجانب الأيمن. في الصورة، يمثل المثلث الأحمر نقطة أقصى درجة حرارة مسجلة، ويمثل المثلث الأزرق الحد الأدنى لدرجة الحرارة المسجلة. كرر هذه الخطوة لعدة إطارات للتأكد من أن درجة الحرارة المقاسة مستقرة خلال بضع ثوان من التسجيل.
  5. اطرح درجات الحرارة القصوى لمنطقة الجلد فوق BAT قبل الوجبة من درجات الحرارة القصوى بعد الوجبة لتحديد الزيادة في نشاط BAT بعد الأكل في المختبر.

النتائج

أسهل طريقة لتحديد نشاط أفضل التقنيات المتاحة هي طرح درجة حرارة الجلد القصوى فوق أفضل التقنيات المتاحة قبل وبعد الوجبة في البشر. أفضل طريقة لحساب نشاط BAT هي اختيار منطقتين مهمتين: منطقة الجلد فوق BAT ، والتي تقع في المنطقة فوق الترقوة ، والمنطقة بين الترقوة من الجلد حيث لا توجد أنسجة BAT في الب?...

Discussion

تقدم الدراسات الحديثة أدلة متزايدة فيما يتعلق بالتنظيم الفسيولوجي وأهمية نشاط BAT في البشر والحيوانات البالغين في تطور السمنة ومرض السكري. علاوة على ذلك ، أصبح تنشيط BAT المحتمل بواسطة المنشطات الخارجية هدفا لشركات الأدوية. لتكون قادرة على تقدير التنظيم الفسيولوجي والأهمية الفيزيولوجية ا?...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم تمويل هذه الدراسة من خلال منحة أبحاث مؤسسة العلوم الكرواتية (IP-2018-01- 7416).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.1% cresyl violet acetate Commonly used chemical
Device for measuring air temperature and humidityKesterlKestrel 4200Certificat of conformity
External data storageHard Drive with at least 1 TB
Glass microscopic slidesCommonly used
Small cotton tip swab Urethral swabs
Software for analysisFLIR Systems, Wilsonville, OR, USAFLIR Tools
Software for meassurementsFLIR Systems, Wilsonville, OR, USAResearchIR softwareFLIR ResearchIR Max, version 4.40.12.38 (64-bit)
Thermac CameraFLIR Systems, Wilsonville, OR, USAFLIR T-1020

References

  1. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  2. Morrison, S. F., Nakamura, K. Central neural pathways for thermoregulation. Frontiers in Bioscience. 16 (1), 74-104 (2011).
  3. Contreras, C., et al. The brain and brown fat. Annals of Medicine. 47 (2), 150-168 (2015).
  4. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  5. Ouellet, V., et al. Outdoor temperature, age, sex, body mass index, and diabetic status determine the prevalence, mass, and glucose-uptake activity of 18F-FDG-detected BAT in humans. Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 96 (1), 192-199 (2011).
  6. Pfannenberg, C., et al. Impact of age on the relationships of brown adipose tissue with sex and adiposity in humans. Diabetes. 59 (7), 1789-1793 (2010).
  7. Leitner, B. P., et al. Mapping of human brown adipose tissue in lean and obese young men. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (32), 8649-8654 (2017).
  8. Vosselman, M. J., et al. Brown adipose tissue activity after a high-calorie meal in humans. American Journal of Clinical Nutrition. 98 (1), 57-64 (2013).
  9. Hibi, M., et al. Brown adipose tissue is involved in diet-induced thermogenesis and whole-body fat utilization in healthy humans. International Journal of Obesity. 40 (11), 1655-1661 (2016).
  10. Fenzl, A., Kiefer, F. W. Brown adipose tissue and thermogenesis. Hormone Molecular Biology and Clinical Investigation. 19 (1), 25-37 (2014).
  11. Koksharova, E., et al. The relationship between brown adipose tissue content in supraclavicular fat depots and insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus and prediabetes. Diabetes Technology & Therapeutics. 19 (2), 96-102 (2017).
  12. Habek, N., Kordić, M., Jurenec, F., Dugandžić, A. Infrared thermography, a new method for detection brown adipose tissue activity after a meal in humans. Infrared Physics & Technology. 89, 271-276 (2018).
  13. Lee, P., Ho, K. K. Y. Hot fat in a cool man: Infrared thermography and brown adipose tissue. Diabetes, Obesity and Metabolism. 13 (1), 92-93 (2011).
  14. Ang, Q. Y., et al. A new method of infrared thermography for quantification of brown adipose tissue activation in healthy adults (TACTICAL): A randomized trial. Journal of Physiological Sciences. 67 (3), 395-406 (2017).
  15. Jang, C., et al. Infrared thermography in the detection of brown adipose tissue in humans. Physiological Reports. 2 (11), 12167 (2014).
  16. Dodd, G. T., et al. Leptin and insulin act on POMC neurons to promote the browning of white fat. Cell. 160 (1-2), 88-104 (2015).
  17. Habek, N., et al. Activation of brown adipose tissue in diet-induced thermogenesis is GC-C dependent. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 472 (3), 405-417 (2020).
  18. Burke, L. K., et al. Sex difference in physical activity, energy expenditure and obesity driven by a subpopulation of hypothalamic POMC neurons. Molecular Metabolism. 5 (3), 245-252 (2016).
  19. Glumer, C., Jorgensen, T., Borch-Johnsen, K. Prevalences of diabetes and impaired glucose regulation in a Danish population: The Inter99 study. Diabetes Care. 26 (8), 2335-2340 (2003).
  20. Sicree, R. A., et al. Differences in height explain gender differences in the response to the oral glucose tolerance test-the AusDiab study. Diabetic Medicine. 25 (3), 296-302 (2008).
  21. van Genugten, R. E., et al. Effects of sex and hormone replacement therapy use on the prevalence of isolated impaired fasting glucose and isolated impaired glucose tolerance in subjects with a family history of type 2 diabetes. Diabetes. 55 (12), 3529-3535 (2006).
  22. Williams, J. W., et al. Gender differences in the prevalence of impaired fasting glycaemia and impaired glucose tolerance in Mauritius. Does sex matter. Diabetic Medicine. 20 (11), 915-920 (2003).
  23. Stanford, K. I., et al. Brown adipose tissue regulates glucose homeostasis and insulin sensitivity. Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 215-223 (2013).
  24. Brasil, S., et al. A systematic review on the role of infrared thermography in the brown adipose tissue assessment. Reviews in Endocrine and Metabolic Disorders. 21 (1), 37-44 (2020).
  25. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), 35538 (2012).
  26. Crane, J. D., Mottillo, E. P., Farncombe, T. H., Morrison, K. M., Steinberg, G. R. A standardized infrared imaging technique that specifically detects UCP1-mediated thermogenesis in vivo. Molecular Metabolism. 3 (4), 490-494 (2014).
  27. Hartwig, V., et al. Multimodal imaging for the detection of brown adipose tissue activation in women: A pilot study using NIRS and infrared thermography. Journal of Healthcare Engineering. 2017, 5986452 (2017).
  28. James, L., et al. The use of infrared thermography in the measurement and characterization of brown adipose tissue activation. Temperature. 5 (2), 147-161 (2018).
  29. Folgueira, C., et al. Hypothalamic dopamine signaling regulates brown fat thermogenesis. Nature Metabolism. 1 (8), 811-829 (2019).
  30. Ratko, M., Habek, N., Kordić, M., Dugandžić, A. The use of infrared technology as a novel approach for studies with female laboratory animals. Croatian Medical Journal. 61 (4), 346-353 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

187 PET CT

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved