JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يظهر هنا بروتوكول لعزل أنسجة الرئة الخلوية الإقليمية. يوفر هذا البروتوكول أداة قوية لدراسة التعقيدات في المصفوفة خارج الخلية وتفاعلات مصفوفة الخلية.

Abstract

غالبا ما يكون زرع الرئة هو الخيار الوحيد للمرضى في المراحل المتأخرة من مرض الرئة الحاد ، ولكن هذا محدود بسبب توفير رئتي المتبرع المناسبة والرفض الحاد والمزمن بعد الزرع. يعد التحقق من مناهج الهندسة الحيوية الجديدة لاستبدال الرئتين المريضة أمرا ضروريا لتحسين بقاء المريض على قيد الحياة وتجنب المضاعفات المرتبطة بمنهجيات الزرع الحالية. يتضمن النهج البديل استخدام رئتين كاملتين منزوعتين للخلايا تفتقر إلى المكونات الخلوية التي عادة ما تكون سبب الرفض الحاد والمزمن. نظرا لأن الرئة عضو معقد ، فمن المهم فحص مكونات المصفوفة خارج الخلية لمناطق معينة ، بما في ذلك الأوعية الدموية والممرات الهوائية والأنسجة السنخية. الغرض من هذا النهج هو إنشاء طرق بسيطة وقابلة للتكرار يمكن للباحثين من خلالها تشريح وعزل الأنسجة الخاصة بالمنطقة من الرئتين المنزوع الخلايا بالكامل. تم وضع البروتوكول الحالي لرئتي الخنازير والإنسان ، ولكن يمكن تطبيقه على الأنواع الأخرى أيضا. بالنسبة لهذا البروتوكول ، تم تحديد أربع مناطق من الأنسجة: مجرى الهواء والأوعية الدموية والحويصلات الهوائية وأنسجة الرئة السائبة. يسمح هذا الإجراء بشراء عينات من الأنسجة التي تمثل بدقة أكبر محتويات أنسجة الرئة منزوعة الخلايا بدلا من طرق التحليل السائبة التقليدية.

Introduction

أمراض الرئة ، بما في ذلك مرض الانسداد الرئوي المزمن (COPD) ، والتليف الرئوي مجهول السبب (IPF) ، والتليف الكيسي (CF) ، لا تزال حاليا بدون علاج1،2،3،4. غالبا ما يكون زرع الرئة هو الخيار الوحيد للمرضى في المراحل اللاحقة ، ولكن هذا يظل خيارا محدودا بسبب توفير رئتي المتبرع المناسبة والرفض الحاد والمزمن بعد الزرع3،5،6. على هذا النحو ، هناك حاجة ماسة لاستراتيجيات علاج جديدة. أحد الأساليب الواعدة في الهندسة الحيوية التنفسية هو تطبيق السقالات المشتقة من الأنسجة المحضرة من أنسجة الرئة الأصلية منزوعة الخلايا. نظرا لأن سقالات الرئة الكاملة اللاخلوية تحتفظ بالكثير من تعقيد تكوين المصفوفة خارج الخلية الأصلية (ECM) والنشاط الحيوي ، فقد تمت دراستها بشكل مكثف لهندسة الأعضاء الكاملة وكنماذج محسنة لدراسة آليات أمراض الرئة7،8،9،10. في موازاة ذلك ، هناك اهتمام متزايد باستخدام الأنسجة منزوعة الخلايا من أعضاء مختلفة ، بما في ذلك الرئتين ، كهلاميات مائية وركائز أخرى لدراسة تفاعلات الخلايا الخلوية والخلايا ECM في نماذج زراعة الأنسجة العضوية وغيرها11،12،13،14،15،16،17. توفر هذه النماذج أكثر صلة من الركائز المتاحة تجاريا ، مثل Matrigel ، المشتقة من مصادر الورم. ومع ذلك، فإن المعلومات المتعلقة بالهلاميات المائية المشتقة من الرئة البشرية محدودة نسبيا في الوقت الحاضر. لقد وصفنا سابقا الهلاميات المائية المشتقة من رئتي الخنازير منزوعة الخلايا وميزنا خصائصها الميكانيكية والمادية ، بالإضافة إلى إثبات فائدتها كنماذج لزراعة الخلايا18,19. قام تقرير حديث بتفصيل التوصيف الميكانيكي واللزج الأولي للهلاميات المائية المشتقة من رئتي الإنسان الطبيعية والمريضة (COPD ، IPF)20. لقد قدمنا أيضا بيانات أولية تميز محتوى الجليكوزامينوجليكان في الرئتين البشرية الطبيعية ومرض الانسداد الرئوي المزمن ، بالإضافة إلى قابليتها للتطبيق لدراسة تفاعلات الخلايا الخلوية والخلايا ECM11.

توضح هذه الأمثلة قوة استخدام ECMs الرئة البشرية منزوعة الخلايا لأغراض التحقيق. ومع ذلك ، فإن الرئة عضو معقد ، ويختلف كل من الهيكل والوظيفة في مناطق مختلفة من الرئة ، بما في ذلك تكوين ECM وخصائص أخرى مثل الصلابة21,22. على هذا النحو ، من المهم دراسة ECM في مناطق فردية من الرئة ، بما في ذلك القصبة الهوائية والممرات الهوائية الكبيرة ، والممرات الهوائية متوسطة الحجم والصغيرة ، والحويصلات الهوائية ، وكذلك الأوعية الدموية الكبيرة والمتوسطة الحجم والصغيرة. تحقيقا لهذه الغاية ، قمنا بتطوير طريقة موثوقة وقابلة للتكرار لتشريح رئتي الإنسان والخنازير منزوعة الخلايا وبالتالي عزل كل من تلك المناطق التشريحية. وقد سمح ذلك بتحليل تفاضلي مفصل لمحتوى البروتين الإقليمي في كل من الرئتين الطبيعية والمريضة21.

Protocol

تم إجراء جميع الدراسات على الحيوانات وفقا ل IACUC بجامعة فيرمونت (UVM). تم الحصول على جميع الرئتين البشرية من خدمات تشريح الجثة UVM وتم إجراء الدراسات ذات الصلة وفقا لإرشادات IRB من UVM.

ملاحظة: تم وصف إزالة الخلايا من رئتي الخنازير والإنسان سابقا من قبل مجموعتنا7،8،9،10،21. باختصار ، يتم إزالة الخلايا من فصوص الرئة الكاملة من خلال التروية المتسلسلة للممرات الهوائية والأوعية الدموية بسلسلة من محاليل المنظفات والإنزيم سعة 2 لتر باستخدام مضخة تمعجية: 0.1٪ Triton-X 100 ، 2٪ ديوكسي كولات الصوديوم ، 1 M كلوريد الصوديوم ، 30 ميكروغرام / مل DNase / 1.3 mM MgSO 4/2 mM CaCl2 ، 0.1٪ حمض البيراسيتيك /4٪ إيثانول ، وغسل ماء منزوع الأيونات. تشمل الطرق القياسية لتأكيد إزالة الخلايا الفعالة تحديد <50 نانوغرام / ملغ من الحمض النووي المزدوج المتبقي داخل الرئتين المنزوع الخلايا وغياب شظايا الحمض النووي عن طريق الرحلان الكهربائي للهلام ، والتلوين النووي بواسطة تلطيخ الهيماتوكسيلين ويوزين (H&E) 9,21.

1. الإعداد

  1. اجمع كل المعدات اللازمة لإجراء التشريح ، بما في ذلك طبق خزفي زجاجي ، وزوجين من الملقط الجراحي ، وزوج واحد من الملقط ، ومقص جراحي ، والأوتوكلاف قبل الاستخدام.
  2. احصل على جزء من الرئة ، وضعه في طبق خزفي زجاجي ، وقم بتوجيهه بحيث يمكن رؤية الطرف العلوي من مجرى الهواء بوضوح.
  3. حدد الطرف القريب من الأوعية الدموية واحتفظ بها سليمة حتى خطوات لاحقة. يجب أن تكون نهاية الأوعية الدموية مرئية بوضوح ولونها أبيض معتم تماما.
  4. باستخدام زوج من الملقط والمقص الجراحي ، قم بإزالة أي غشاء الجنب الذي قد يكون مبطنا للجزء الخارجي من الرئة وتخلص منه.

2. كشف مجرى الهواء

  1. باستخدام تقنية الانتشار مع المقص الجراحي ، اعمل برفق على كشف مجرى الهواء الإضافي.
    1. حدد موقع أكبر مجرى هوائي ، والذي يبلغ قطره عادة حوالي 2-4 سم. هناك طريقة أخرى لتحديد مجرى الهواء وهي من خلال مراقبة حلقات الغضاريف ، والتي يمكن اكتشافها بصريا أو عن طريق ملامسة الأنسجة.
    2. باستخدام زوج من الملقط ، قم بجس طول مجرى الهواء من أجل تحديد موقع مجرى الهواء غير المرئي على عمق 1 بوصة تقريبا.
      ملاحظة: كونها مبطنة بحلقات غضروفية ، فإن مجرى الهواء أصعب بشكل مميز من أنسجة الرئة الأخرى. على هذا النحو ، يجب أن يكون العثور على مجرى الهواء غير المرئي وجسه بسيطا نسبيا.
    3. أمسك المقص الجراحي بالتوازي مع مجرى الهواء ، أدخل الأطراف المغلقة في الأنسجة المحيطة مباشرة بمجرى الهواء غير المرئي.
    4. افتح المقص الجراحي ببطء لسحب الغشاء المحيط برفق. بعد ذلك ، قم بإزالة المقص الجراحي وتجنب قطع أي نسيج على الإطلاق.
    5. كرر هذه العملية بشكل متقطع طوال إجراء التسلخ لمواصلة تعريض مجرى الهواء.
  2. باستخدام المقص الجراحي ، قم بقطع مجرى الهواء عند نقاط التفرع وتشريح أي من الفرعين بشكل مستقل.
    ملاحظة: نقطة التفرع هي الموقع الذي ينقسم فيه مجرى هوائي واحد إلى مجاريين هوائيين منفصلين.
  3. المناطق المقطوعة من مجرى الهواء بمجرد التأكد من أن النهايات السليمة ستظل قابلة للتحديد ويمكن تحديد موقعها بسهولة لمزيد من التشريح.
  4. ضع المناطق المقطوعة من مجرى الهواء في الأنبوب المقابل. يختلف حجم المناطق المقطوعة اعتمادا على العينة ، ولكن بشكل عام ، سيتراوح طولها بين 1-5 سم. يختلف العرض بناء على الموقع النسبي على طول شجرة مجرى الهواء ، مع احتفاظ المناطق البعيدة بعرض أصغر من المناطق القريبة.

3. تعريض واستئصال مناطق الأوعية الدموية

  1. ضع ضغطا لطيفا على الأوعية الدموية وابتعد ببطء عن مجرى الهواء. اسمح للأوعية الدموية بالتمدد قليلا واستخدم المقص الجراحي لفصل الأوعية الدموية عن مجرى الهواء.
    ملاحظة: الكثير من الضغط سوف يمزق الأوعية الدموية. إذا تمزق الوعاء، فما عليك سوى وضع هذا الجزء من الأوعية الدموية في الأنبوب المسمى المقابل وتحديد نهايته السليمة.
  2. عندما يتم الكشف عن نقطة متفرعة في شجرة الأوعية الدموية ، استخدم المقص الجراحي والملاقط لفضح المزيد من المناطق السفلية من الأوعية الدموية.
    1. ابدأ بإدخال الأطراف المغلقة للمقص الجراحي أسفل نقطة التفرع مباشرة وبين منطقتي الأوعية الدموية المقابلتين.
    2. افتح المقص ببطء لنشر الأنسجة الكامنة.
    3. بشكل متقطع ، استخدم زوجا من الملقط لإزالة الأنسجة التي انتشرت باستخدام المقص الجراحي ، وكذلك أي نسيج آخر يحيط مباشرة بالأوعية الدموية.
  3. عندما تغطي الأوعية الدموية مناطق مجرى الهواء أو تصبح مرهقة لأي خطوة في إجراء التشريح ، قم بقطع الأوعية الدموية عند نقطة متفرعة وقم بتشريح أي من الفرعين بشكل مستقل.
  4. المناطق المقطوعة من الأوعية الدموية بمجرد التأكد من أن النهايات السليمة ستظل قابلة للتحديد ويمكن تحديد موقعها بسهولة لمزيد من التشريح.

4. تحديد واستئصال الأنسجة السنخية

  1. باستخدام زوج من الملقط أو الملقط ، قرصة ثم تمزيق مناطق صغيرة من الأنسجة السنخية برفق.
    1. حدد موقع منطقة الأنسجة التي ليست في المنطقة المجاورة مباشرة لمجرى الهواء أو الأوعية الدموية.
    2. باستخدام الملقط ، قرصة منطقة صغيرة من الأنسجة التي تبدو خالية من أي الأوعية الدموية أو مجرى الهواء.
    3. تمزيق المنطقة مقروص من الأنسجة من الرئة.
  2. راقب منطقة الأنسجة التي تمت إزالتها وتأكد مما إذا كانت الأنسجة السنخية أم لا.
    ملاحظة: الأنسجة السنخية موجودة في جميع أنحاء الرئة ، لذلك يمكن ويجب إزالتها طوال عملية التشريح. يجب تصنيف أي نسيج لا يمكن تحديده بسهولة على أنه الحويصلات الهوائية أو الأوعية الدموية أو مجرى الهواء بشكل أساسي على أنه نسيج سائب ووضعه في الأنبوب المسمى المقابل.

النتائج

يوضح الشكل 1 مخططا عاما للبروتوكول. بمجرد إتقانها ، يمكن بسهولة استنساخ التشريح الإقليمي لأنسجة الرئة منزوعة الخلايا. يعد تحديد تصنيف كل عينة من الأنسجة المقطوعة أمرا ضروريا لنجاح إجراء التشريح. الأنسجة الوعائية أكثر مرونة بكثير من مجرى الهواء ، لذا فإن استخدام الملقط لتم...

Discussion

كثيرا ما تستخدم الأنسجة المنزوعة الخلايا من البشر والأنواع الأخرى كمواد حيوية لدراسة تكوين ECM وكذلك تفاعلات الخلايا ECM في نماذج الاستزراع خارج الجسم الحي ، بما في ذلك الهلاميات المائية ثلاثية الأبعاد12،13. على غرار الأعضاء الأخرى ، تم استخدام الرئتين من...

Disclosures

ليس لدى أي من المؤلفين أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

يشكر المؤلفون خدمات تشريح الجثة UVM لشراء الرئة البشرية ودكتوراه روبرت بوليوت لمساهماتهم في تقنيات التشريح الشاملة. تم دعم هذه الدراسات بواسطة R01 HL127144-01 (DJW).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Bonn ScissorsFine Science Tools14184-09
Dumont #5 - Fine ForcepsFine Science Tools11254-02
Forceps, Curved, S/S, Blunt, Serrated - 130mmCellPathN/A
Hardened Fine ScissorsFine Science Tools14090-11
Moria Iris ForcepsFine Science Tools11373-22
Pyrex Glass Casserole DishCole-Parmer3175-10

References

  1. López-Campos, J. L., Tan, W., Soriano, J. B. Global burden of COPD. Respirology. 21 (1), 14-23 (2016).
  2. Raherison, C., Girodet, P. -. O. Epidemiology of COPD. European Respiratory Review. 18 (114), 213-221 (2009).
  3. Glass, D. S., et al. Idiopathic pulmonary fibrosis: Current and future treatment. The Clinical Respiratory Journal. 16 (2), 84-96 (2022).
  4. Dickinson, K. M., Collaco, J. M. Cystic Fibrosis. Pediatrics in Review. 42 (2), 55-67 (2021).
  5. DeFreitas, M. R., McAdams, H. P., Azfar Ali, H., Iranmanesh, A. M., Chalian, H. Complications of lung transplantation: update on imaging manifestations and management. Radiology: Cardiothoracic Imaging. 3 (4), e190252 (2021).
  6. Young, K. A., Dilling, D. F. The future of lung transplantation. Chest. 155 (3), 465-473 (2019).
  7. Wagner, D. E., et al. Comparative decellularization and recellularization of normal versus emphysematous human lungs. Biomaterials. 35 (10), 3281-3297 (2014).
  8. Booth, A. J., et al. Acellular normal and fibrotic human lung matrices as a culture system for in vitro investigation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 186 (9), 866-876 (2012).
  9. Uhl, F. E., Wagner, D. E., Weiss, D. J. Preparation of decellularized lung matrices for cell culture and protein analysis. Methods in Molecular Biology. 1627, 253-283 (2017).
  10. Wagner, D. E., et al. Three-dimensional scaffolds of acellular human and porcine lungs for high throughput studies of lung disease and regeneration. Biomaterials. 35 (9), 2664-2679 (2014).
  11. Uhl, F. E., et al. Functional role of glycosaminoglycans in decellularized lung extracellular matrix. Acta Biomaterialia. 102, 231-246 (2020).
  12. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  13. Giobbe, G. G., et al. Extracellular matrix hydrogel derived from decellularized tissues enables endodermal organoid culture. Nature Communications. 10 (1), 5658 (2019).
  14. Petrou, C. L., et al. Clickable decellularized extracellular matrix as a new tool for building hybrid-hydrogels to model chronic fibrotic diseases in vitro. Journal of Materials Chemistry. B. 8 (31), 6814-6826 (2020).
  15. Nizamoglu, M., et al. An in vitro model of fibrosis using crosslinked native extracellular matrix-derived hydrogels to modulate biomechanics without changing composition. Acta Biomaterialia. 147, 50-62 (2022).
  16. Marhuenda, E., et al. Lung extracellular matrix hydrogels enhance preservation of type ii phenotype in primary alveolar epithelial cells. International Journal of Molecular Sciences. 23 (9), 4888 (2022).
  17. Zhou, J., et al. Lung tissue extracellular matrix-derived hydrogels protect against radiation-induced lung injury by suppressing epithelial-mesenchymal transition. Journal of Cellular Physiology. 235 (3), 2377-2388 (2020).
  18. Pouliot, R. A., et al. Development and characterization of a naturally derived lung extracellular matrix hydrogel. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 104 (8), 1922-1935 (2016).
  19. Pouliot, R. A., et al. Porcine lung-derived extracellular matrix hydrogel properties are dependent on pepsin digestion time. Tissue Engineering. Part C, Methods. 26 (6), 332-346 (2020).
  20. de Hilster, R. H. J., et al. Human lung extracellular matrix hydrogels resemble the stiffness and viscoelasticity of native lung tissue. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (4), L698-L704 (2020).
  21. Hoffman, E. T., et al. Regional and disease specific human lung extracellular matrix composition. Biomaterials. 293, 121960 (2023).
  22. Sicard, D., et al. Aging and anatomical variations in lung tissue stiffness. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 314 (6), L946-L955 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

199

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved