JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف بروتوكولا جراحيا باستخدام ثقب الإبرة لإنشاء تنكس القرص القطني للأرانب عبر نهج عبر البطن. تم استخدام الفحوصات الإشعاعية والتحليلات النسيجية لتأكيد التأسيس الناجح لتنكس القرص القطني.

Abstract

آلام أسفل الظهر هي مشكلة طبية شائعة للغاية بين السكان في جميع أنحاء العالم. أحد العوامل الرئيسية المساهمة في آلام أسفل الظهر هو تنكس القرص الفقري (IVD). يعد النموذج الحيواني المثالي لتنكس IVD ضروريا لدراسة الفيزيولوجيا المرضية لآلام أسفل الظهر والتحقيق في الاستراتيجيات العلاجية المحتملة. نماذج الأرانب هي نماذج حيوانية موثوقة واقتصادية وسهلة التأسيس. تم استخدام نهج خلف الصفاق على نطاق واسع للحث على تنكس IVD في نماذج الأرانب. ومع ذلك ، تم الإبلاغ عن مضاعفات مرتبطة بهذه التقنية ، مثل قلع الشرايين المقطعية وإصابة جذر العصب. في هذه الورقة ، نهدف إلى إظهار بروتوكول جراحي باستخدام ثقب الإبرة لإنشاء تنكس القرص القطني للأرانب عبر نهج عبر البطن. وبالتالي ، أشارت الفحوصات الإشعاعية والتحليلات النسيجية إلى أن تنكس القرص القطني قد تم تأسيسه بنجاح في الأرانب. يقدم هذا البروتوكول الجراحي الموقع الدقيق للأقراص المستهدفة وقابلية عالية للتكرار لنماذج تنكس IVD مع مضاعفات أقل.

Introduction

آلام أسفل الظهر (LBP) هي السبب الرئيسي للإعاقة في جميع أنحاءالعالم 1. يعد تنكس القرص الفقري (IVD) أحد الأسباب الرئيسية ل LBP2،3،4. IVDD هي عملية معقدة وغير مفهومة تماما متعددة العوامل يمكن تسريعها بواسطة عوامل بيئية وبيولوجية مختلفة5،6،7. تتميز التغيرات المرضية ل IVDD ببنية IVD غير منظمة ، وانخفاض محتوى الماء في النواة اللبية ، وتدهور المصفوفة خارج الخليةالمحيطة 8،9. تعتبر النماذج الحيوانية IVDD مهمة للدراسات المتعلقة ب IVD9،10،11.

حتى الآن ، تم إنشاء نماذج حيوانية مختلفة ل IVDD لتقليد تطور IVDD في البشر. تشترك الكبيرة ، مثل نماذج الأبقار والأغنام والماعز والرئيسيات ، في بعض أوجه التشابه مع البشر من حيث حجم القرص والتركيب الخلوي للقرص المتدهور (غياب الخلايا الظهرية ، مثل الأغنام والماعز)12. ومع ذلك ، لا يتم استخدام هذه النماذج الكبيرة بشكل شائع بسبب التكلفة العالية ، والفترة التجريبية الطويلة ، وضعف قابلية التكاثر ، والمهارات الأكثر تعقيدا المطلوبة لتأسيس الانحطاط في هذهالنماذج 13. على النقيض من ذلك ، تستخدم نماذج الصغيرة ، مثل الجرذان والفئران والأرانب ، على نطاق واسع في الدراسات المتعلقة بمرض الحقيقة والكرامة لأنها أسهل في التشغيل وفعالة من حيث التكلفةوموثوقة 10. حجم القرص في الأرنب أكبر من الفأر أو الجرذ ، وبالتالي ، هناك مساحة أكبر على القرص للتلاعب في الأرانب. بالإضافة إلى ذلك ، تتمتع الأرانب بدرجة عالية من التماثل مع IVDs البشرية ، بسبب البنية التشريحية الشوكية المتشابهة (مفاصل الوجه ، والعضلات المجاورة للفقرات ، والأربطة)14،15. وبالتالي ، فإن الأرانب أكثر ملاءمة من الصغيرة الأخرى لإنشاء نماذج IVDD.

تشمل النماذج الحيوانية IVDD النماذج الميكانيكية (الضغط ، عدم الاستقرار) ، والنماذج الهيكلية (الإصابة ، والمواد الكيميائية) ، والنماذج الحيوانية للتنكس التلقائي16. عادة ما يتم إنشاء نماذج IVDD للأرانب عن طريق إحداث إصابة باستخدام نهجين جراحيين مختلفين - النهج عبر البطن17والنهج خلف الصفاق18. يستخدم النهج خلف الصفاق لثقب الإبرة في IVDs المستهدفة على نطاق واسع ، ولكن هذا النهج يمكن أن يسبب العديد من المضاعفات ، مثل قلع الشرايين المقطعية وإصابة جذر الأعصاب18،19. هنا ، نبلغ عن نموذج IVDD للأرانب الناجم عن ثقب IVDs بالإبرة عبر نهج عبر البطن ، بهدف توفير طريقة سهلة وقابلة للتكرار لإنشاء IVDD في الأرانب.

Protocol

تمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل لجنة رعاية واستخدامه في مستشفى Xingtai العام لمجموعة الصحة الطبية في شمال الصين (رقم الموافقة: ZCKT-2021-0009). استخدمت هذه الدراسة أرانب بيضاء نيوزيلندية ناضجة بشكل سليم (أنثى ، سنة واحدة ، 3-5 كجم).

1. التحضير قبل الجراحة

  1. قم بتصويب الأرانب وحرمانها من الماء لمدة 6-8 ساعات قبل التخدير العام.
  2. وزن الأرنب.
  3. امسح الأذن بنسبة 70٪ من الإيثانول باستخدام إسفنجة شاش.
  4. ضع كريم مخدر موضعي على الأذنين.
  5. اضغط حول قاعدة الأذن لتوسيع وريد الأذن الهامشي.
  6. تخدير الأرانب باستخدام ميدازولام (1-2 مجم / كجم) عن طريق الحقن في وريد الأذن الهامشي20.
  7. قم بإدارة التخدير الاستنشاقي بقناع. اضبط معدل الأكسجين على 1 لتر / دقيقة وتركيز الأيزوفلوران على 4٪ -5٪ للحث على التخدير.
    ملاحظة: للحكم على عمق التخدير ، اسحب الساق الخلفية للحيوان للخارج بشكل مستقيم واضغط على القدم بقوة باستخدام الإبهام والسبابة. لا ينبغي إجراء العمليات الجراحية للحيوانات حتى يخف منعكس الانسحاب21.
  8. حافظ على تركيز الأيزوفلوران عند 2.5٪ -3.5٪ (حسب وزن الأرنب).

2. الإجراءات أثناء الجراحة

  1. الأوتوكلاف الأدوات الجراحية (مشبك / ملقط الوعاء الدموي ، مقص الأنسجة ، مقص غرزة ، مقبض مشرط ، شفرة مشرط # 22 ، ضام محمول مزدوج الأطراف ، شاش معقم ، خياطة قابلة للامتصاص 3-0 ، خياطة مضفرة غير قابلة للامتصاص 4-0 ، حامل إبرة ، شاش فول سوداني [شاش مصنوع يدويا على شكل كرة ، حقنة 5 مل ، حقنة 1 مل ، إبرة 16 جم ، إبرة 26 جم ، سدادة بعمق 5 مم) قبل الشروع في العملية الجراحية.
  2. تعقيم طاولة العمليات بالكحول بنسبة 75٪.
  3. باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية ومعجون مزيل الشعر ، قم بحلق المنطقة المحددة من أدنى ضلع إلى مستوى القمة الحرقفية على الجانب البطني من الأرنب.
    ملاحظة: تجنب إتلاف الحلمات.
  4. ضع الأرنب على طاولة العمليات بشكل مستلق وقم بتأمين الأطراف.
  5. خذ خط القمة الحرقفية على كلا الجانبين كنقطة المنتصف وارسم الخط 2 سم أعلى وأسفل كمعالم لموقع الشق الجراحي. ضع علامة على هذه المعالم بقلم معقم.
  6. تطهير الجلد بمحلول بوفيدون اليود مرتين. ضع ستارة مربعة معقمة فوق موقع الجراحة وثنى مربع كبير لتغطية طاولة العمليات. حافظ على بيئة معقمة صارمة طوال الإجراء.
  7. حقن 2 مل من 2٪ ليدوكائين تحت الجلد قبل الشق الجراحي لتخفيف آلام ما بعد الجراحة.
  8. قم بعمل شق على طول المعالم باستخدام شفرة مشرط # 22 ، وافصل بشكل صريح اللفافة والعضلات وجدار البطن باستخدام ملقط منحني ومقص الأنسجة.
  9. ادخل في التجويف البريتوني حتى تظهر المثانة. استخدم الضام المحمول باليد ذو النهايات المزدوجة لسحب المثانة وأعضاء تجويف الأمعاء الأخرى إلى اليسار بعناية. ثم أوجد تشعب الوريد الحرقفي ، واعتبر هذا نقطة علامة على القرص L5-6 تحته.
    ملاحظة: انتبه لتجنب إصابة أي أعضاء في البطن ، وخاصة الأمعاء.
  10. استخدم إصبعا للمس الشريان الأورطي البطني النابض على الجانب الأيمن من العمود الفقري وسحب الأوعية الدموية والأعضاء إلى اليسار.
  11. بعد التلاعب بالقرص البارز (L5-6) ، قم بشق الصفاق الخلفي ثم استخدم شاش الفول السوداني لتشريح أنسجة العضلات قبل الفقرية بشكل منفرج.
  12. لتأكيد المستوى الصحيح للقرص المستهدف واتجاه الإبرة ، استخدم إبرة 26 جم لثقب الفقرات بجوار القرص المستهدف وتحقق من ذلك تحت إشراف C-arm.
  13. بعد تحديد موقع القرص المستهدف ، ضع طرف الإبرة 16 G بالتوازي مع كل من الصفائح الطرفية للغضروف العلوي والسفلي. بعد ذلك ، استخدم طرف الإبرة لثقب مركز IVD على عمق 5 مم (باستخدام سدادة) ، مع الاحتفاظ به لمدة 30 ثانية.
    ملاحظة: خذ أشعة سينية أمامية خلفية وجانبية للتحقق مما إذا كان موضع طرف الإبرة في مركز اليفاء واتجاه طرف الإبرة موازيا للصفائح الطرفية العلوية والسفلية ، على التوالي.
  14. كرر نفس الإجراء لقرص L6-7 التالي.
  15. استخدم المحلول الملحي الدافئ لري تجويف البطن والتحقق من النزيف قبل إغلاق الشق.
  16. أداء إغلاق الطبقات. استخدم 3-0 خيوط اصطناعية قابلة للامتصاص لإغلاق طبقة اللفافة باستمرار. خياطة الجلد كامل السماكة باستخدام 4-0 خيوط مضفرة غير قابلة للامتصاص.
  17. قم بإيقاف تشغيل المرذاذ وإيقاف التخدير. احتفظ بالأرنب تحت الملاحظة المستمرة في قفص التمثيل الغذائي حتى يتمكن من التحرك بشكل طبيعي.

3. إدارة ما بعد الجراحة

  1. حقن سيفترياكسون الصوديوم (25 ملغم/كغ) في العضل مباشرة بعد الجراحة.
  2. اسمح للحيوانات بالتحرك والتغذية بحرية. استمر في مراقبة علامات أي مضاعفات عصبية ، مثل شلل الساقين أو مشاكل التبول والتغوط أو مضاعفات الجهاز الهضمي.

النتائج

تم التحقق من صحة نهج عبر البطن في دراستنا السابقة لإنشاء نماذج أرنب IVDD22. تم إجراء التصوير بالأشعة السينية والرنين المغناطيسي (MRI)في الأسابيع4 و 12و 16 بعد الجراحة. كشفت صور الأشعة السينية أن ارتفاع IVD L5-6 و L6-7 انخفض تدريجيا على مدار 16 أسبوعا بعد ?...

Discussion

الخطوات الحاسمة في هذا البروتوكول هي حماية أعضاء البطن ، وتحديد الأقراص المستهدفة ، وموضع الإبرة واتجاهها. يقع L5-6 IVD أسفل تشعب الوريد الحرقفي مباشرة ، ويتم تحديد L6-7 IVD بناء على الموضع الموازي للقمة الحرقفية. تتيح هاتان العلامتان تحديد المواقع بدقة للقرص الفقري وتحسين دق?...

Disclosures

ويعلن أصحاب البلاغ عدم وجود مصالح أو علاقات متضاربة قد تؤدي إلى أي تعارضات.

Acknowledgements

تم دعم هذه الدراسة من قبل مؤسسة العلوم الطبيعية في مقاطعة خبي (رقم H2021108006).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
#22 scalpel bladeHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AA6468None
16-G needle, 26-G needleZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.305111None
3-0 absorbable sutureHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.V500431None
4-0 non-absorbable braided sutureHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.R413None
5 mL syringe, 1 mL syringeZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.301942None
Double-ended handheld retractorHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.60002066None
Midazolam Yichang Humanwell Pharmaceutical Co., Ltd.M-908CASNone
Needle holderHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505336None
Peanut gauzeIn-houseNoneHand-made ball-shaped gauze
RabbitTonghui ulture Limited Liability Company SCXK2016--002None
Scalpel handleHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5100678None
StopperIn-houseNoneDepth of 5 mm 
Tissue scissorsHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505422None
VaporizerApollo Management L.P.BW-AM503None
Vessel clamp/forcepsHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5102194None

References

  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. The Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Simon, J., McAuliffe, M., Shamim, F., Vuong, N., Tahaei, A. Discogenic low back pain. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (2), 305-317 (2014).
  3. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Annals of the Rheumatic Diseases. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  4. Yang, S., Zhang, F., Ma, J., Ding, W. Intervertebral disc ageing and degeneration: The antiapoptotic effect of oestrogen. Ageing Research Reviews. 57, 100978 (2020).
  5. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. BioMed Research International. 2016, 5952165 (2016).
  6. Li, Z., Gao, X., Ding, W., Li, R., Yang, S. Asymmetric distribution of Modic changes in patients with lumbar disc herniation. European Spine Journal. 32 (5), 1741-1750 (2023).
  7. Huo, Y., et al. Incidence and risk factors of lumbar plexus injury in patients undergoing oblique lumbar interbody fusion surgery. European Spine Journal. 32 (1), 336-344 (2023).
  8. Urban, J. P., Roberts, S. Degeneration of the intervertebral disc. Arthritis Research & Therapy. 5 (3), 120-130 (2003).
  9. Adams, M. A., Roughley, P. J. What is intervertebral disc degeneration, and what causes it. Spine (Phila Pa 1976). 31 (18), 2151-2161 (2006).
  10. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. The Spine Journal. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  11. Mern, D. S., Walsen, T., Beierfuß, A., Thomé, C. Animal models of regenerative medicine for biological treatment approaches of degenerative disc diseases. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N. J.). 246 (4), 483-512 (2021).
  12. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. European Spine Journal. 17 (1), 2-19 (2008).
  13. Qian, J., et al. Selection of the optimal puncture needle for induction of a rat intervertebral disc degeneration model. Pain Physician. 22 (4), 353-360 (2019).
  14. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  15. Wang, Y., et al. Puncture intervertebral disc degeneration model: A standard on rabbit. Journal of Hard Tissue Biology. 29 (4), 223-230 (2020).
  16. Lotz, J. C. Animal models of intervertebral disc degeneration: lessons learned. Spine (Phila Pa 1976). 29 (23), 2742-2750 (2004).
  17. Lei, T., et al. A novel approach for the annulus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. American Journal of Translational Research. 9 (3), 900-909 (2017).
  18. Moss, I. L., et al. Retroperitoneal approach to the intervertebral disc for the annular puncture model of intervertebral disc degeneration in the rabbit. The Spine Journal. 13 (3), 229-234 (2013).
  19. Zhang, Y., et al. Allogeneic articular chondrocyte transplantation downregulates interleukin 8 gene expression in the degenerating rabbit intervertebral disk in vivo. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 94 (7), 530-538 (2015).
  20. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Animal (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  21. Greenfield, E. A. Administering anesthesia to rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2018 (9), (2018).
  22. Yang, K., et al. Comparisons between needle puncture and chondroitinase ABC to induce intervertebral disc degeneration in rabbits. European Spine Journal. 31 (10), 2788-2800 (2022).
  23. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  24. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 26 (17), 1873-1878 (2001).
  25. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine. (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved