JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

כאן, אנו מתארים פרוטוקול כירורגי באמצעות ניקוב מחט כדי לבסס ניוון דיסק מותני של ארנב באמצעות גישה טרנס-בטנית. בדיקות רדיולוגיות וניתוחים היסטולוגיים שימשו כדי לאשר את ההתבססות המוצלחת של ניוון הדיסק המותני.

Abstract

כאבי גב תחתון הם בעיה רפואית שכיחה ביותר באוכלוסיות ברחבי העולם. אחד התורמים העיקריים לכאבי גב תחתון הוא ניוון דיסק בין חולייתי (IVD). מודל אידיאלי של בעלי חיים של ניוון IVD חיוני לחקר הפתופיזיולוגיה של כאבי גב תחתון ולחקור אסטרטגיות טיפוליות פוטנציאליות. דגמי ארנב הם דגמי בעלי חיים אמינים, חסכוניים ומבוססים בקלות. הגישה הרטרופריטונאלית הייתה בשימוש נרחב כדי לגרום לניוון IVD במודלים של ארנבות. עם זאת, ישנם סיבוכים מדווחים הקשורים לטכניקה זו, כגון עקירה של עורקים סגמנטליים ופגיעה בשורש העצבים. במאמר זה, אנו שואפים להראות פרוטוקול כירורגי המשתמש בניקוב מחט כדי לבסס ניוון דיסק מותני של ארנב באמצעות גישה טרנס-בטנית. כתוצאה מכך, בדיקות רדיולוגיות וניתוחים היסטולוגיים הצביעו על כך שניוון דיסק מותני הוקם בהצלחה בארנבים. פרוטוקול כירורגי זה מציג את המיקום המדויק של דיסקי המטרה ואת יכולת השחזור הגבוהה של מודלים של ניוון IVD עם פחות סיבוכים.

Introduction

כאבי גב תחתון (LBP) הם הגורם המוביל לנכות ברחבי העולם1. ניוון דיסק בין חולייתי (IVD) (IVDD) הוא אחד הגורמים העיקריים ל-LBP 2,3,4. IVDD הוא תהליך רב-גורמי מורכב ולא מובן לחלוטין שניתן להאיץ על ידי גורמים סביבתיים וביולוגיים שונים 5,6,7. השינויים הפתולוגיים של IVDD מאופיינים במבנה IVD לא מאורגן, תכולת מים מופחתת בגרעין העיסה והשפלה של המטריצה החוץ-תאית שמסביב 8,9. מודלים של בעלי חיים IVDD חשובים למחקרים הקשורים ל-IVD 9,10,11.

עד כה, הוקמו מודלים שונים של חיות IVDD כדי לחקות את התקדמות IVDD בבני אדם. בעלי חיים גדולים, כגון בקר, כבשים, עזים, כלבים ופרימטים, חולקים כמה קווי דמיון עם בני אדם מבחינת גודל הדיסק וההרכב התאי של הדיסק המנוון (היעדר תאים נוטוקורדליים, כגון כבשים ועזים)12. עם זאת, מודלים גדולים אלה אינם בשימוש נפוץ בגלל העלות הגבוהה, תקופת הניסוי הארוכה, יכולת השחזור הלקויה והמיומנויות המורכבות יותר הנדרשות כדי לבסס ניוון במודלים אלה13. לעומת זאת, מודלים של בעלי חיים קטנים, כגון חולדות, עכברים וארנבות, נמצאים בשימוש נרחב במחקרים הקשורים ל-IVD מכיוון שהם קלים יותר לניתוח, חסכוניים ואמינים10. גודל הדיסק בארנב גדול יותר מעכבר או חולדה, ולכן יש יותר מקום דיסק למניפולציה אצל ארנבים. בנוסף, לארנבים יש רמה גבוהה של הומולוגיה ל-IVDs אנושיים, בגלל המבנה האנטומי הדומה של עמוד השדרה (מפרקי פנים, שרירים פרה-חולייתיים ורצועות)14,15. לפיכך, ארנבים מתאימים יותר מבעלי חיים קטנים אחרים להקמת דגמי IVDD.

מודלים של בעלי חיים IVDD כוללים מודלים מכניים (דחיסה, חוסר יציבות), מודלים מבניים (פציעה, כימיקלים) ומודלים של בעלי חיים של ניוון ספונטני16. מודלים של IVDD של ארנב נוצרים בדרך כלל על ידי גרימת פציעה באמצעות שתי גישות כירורגיות שונות - הגישה הטרנס-בטנית17והגישה הרטרופריטונאלית18. הגישה הרטרופריטונאלית של ניקוב מחט של IVDs המטרה נמצאת בשימוש נרחב, אך גישה זו עלולה לגרום לסיבוכים רבים, כגון עקירה של עורקים סגמנטליים ופגיעה בשורש העצב18,19. כאן, אנו מדווחים על מודל IVDD של ארנב המושרה על ידי ניקוב IVD במחט באמצעות גישה טרנס-בטנית, במטרה לספק שיטה קלה וניתנת לשחזור לביסוס IVDD בארנבים.

Protocol

פרוטוקול הניסוי אושר על ידי הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים של בית החולים הכללי שינגטאי של קבוצת הבריאות הרפואית של צפון סין (מספר אישור: ZCKT-2021-0009). במחקר זה השתמשו בארנבים לבנים ניו זילנדיים בוגרים בריאים (נקבה, שנה, 3-5 ק"ג).

1. הכנה טרום ניתוחית

  1. מהר את הארנבים ומנע מהם מים למשך 6-8 שעות לפני הרדמה כללית.
  2. שקלו את הארנב.
  3. ספוג את האוזן עם 70% אתנול בעזרת ספוג גזה.
  4. מרחו קרם הרדמה מקומי על האוזניים.
  5. הפעל לחץ סביב בסיס האוזן כדי להרחיב את וריד האוזן השוליים.
  6. הרגיעו את הארנבים באמצעות מידזולם (1-2 מ"ג/ק"ג) על ידי הזרקה לווריד האוזן השולי20.
  7. יש לנהל את הרדמת האינהלציה בעזרת מסכה. הגדר את קצב החמצן ל-1 ליטר לדקה ואת ריכוז האיזופלורן ל-4%-5% כדי לגרום להרדמה.
    הערה: כדי לשפוט את עומק ההרדמה, משוך את הרגל האחורית של החיה החוצה ישר וצבט את כף הרגל בחוזקה באמצעות האגודל והאצבע. אין לנתח בעלי חיים עד שרפלקס הגמילה ירד21.
  8. שמור על ריכוז האיזופלורן ב-2.5%-3.5% (תלוי במשקל הארנב).

2. פרוצדורות תוך ניתוחיות

  1. חיטוי הכלים הכירורגיים (מהדק כלי/מלקחיים, מספריים לרקמות, מספריים לתפרים, ידית אזמל, להב אזמל #22, מפסק כף יד כפול, גזה סטרילית, 3-0 תפר נספג, 4-0 תפר קלוע שאינו נספג, מחזיק מחט, גזה בוטנים [גזה בצורת כדור בעבודת יד], מזרק 5 מ"ל, מזרק 1 מ"ל, מחט 16 גרם, מחט 26 גרם, פקק עומק 5 מ"מ) לפני שתמשיך בהליך הכירורגי.
  2. עקר את שולחן הניתוחים עם 75% אלכוהול.
  3. בעזרת סכין גילוח חשמלי ומשחת אפילציה, גלחו את האזור המוגדר מהצלע הנמוכה ביותר ועד לגובה פסגת הכסל בצד הגחון של הארנב.
    הערה: הימנע מפגיעה בפטמות.
  4. מקם את הארנב על שולחן הניתוחים בשכיבה ואבטח את הגפיים.
  5. קח את הקו של פסגת הכסל משני הצדדים כנקודת האמצע וצייר את הקו 2 ס"מ מעל ומתחת כציוני דרך לאתר החתך הניתוחי. סמן את ציוני הדרך הללו בעט סטרילי.
  6. יש לחטא את העור בתמיסת פובידון-יוד פעמיים. הניחו וילון מרובע סטרילי מעל אתר הניתוח ווילון מרובע גדול לכיסוי שולחן הניתוחים. שמור על סביבה אספטית קפדנית לאורך כל ההליך.
  7. יש להזריק 2 מ"ל של 2% לידוקאין תת עורי לפני החתך הניתוחי כדי להקל על הכאבים שלאחר הניתוח.
  8. בצע את החתך לאורך ציוני הדרך באמצעות להב אזמל #22, והפרד בצורה בוטה את הפאשיה, השריר ודופן הבטן באמצעות מלקחיים מעוקלים ומספריים לרקמות.
  9. היכנסו לחלל הצפק עד למראה שלפוחית השתן. השתמש במחזיר כף היד הדו-צדדי כדי למשוך בזהירות את שלפוחית השתן ואיברים אחרים בחלל המעי שמאלה. לאחר מכן מצא את ההסתעפות של וריד הכסל, וקח זאת כנקודת הסימון לדיסק L5-6 שמתחתיו.
    הערה: שימו לב להימנע מפגיעה באיברי בטן, במיוחד במעיים.
  10. השתמש באצבע כדי לגעת באבי העורקים הבטני הפועם בצד ימין של עמוד השדרה ולמשוך את כלי הדם והאיברים שמאלה.
  11. לאחר מניפולציה של הדיסק הבולט (L5-6), חתכו את הצפק האחורי ואז השתמשו בגזה בוטנים כדי לנתח את רקמת השריר הקדם-חולייתית בקהות.
  12. כדי לאשר את הרמה הנכונה של דיסק המטרה ואת כיוון המחט, השתמש במחט 26 G כדי לנקב את החוליות שליד דיסק המטרה ובדוק זאת בהנחיית C-arm.
  13. לאחר איתור דיסק המטרה, הנח את קצה המחט 16 G במקביל ללוחות הקצה העליונים והתחתונים של הסחוס. לאחר מכן, השתמש בקצה המחט כדי לנקב את מרכז ה- IVD לעומק של 5 מ"מ (באמצעות פקק), והחזק למשך 30 שניות.
    הערה: בצע צילום רנטגן אנטרופוסטריור מותני ורוחבי כדי לבדוק אם מיקום קצה המחט נמצא במרכז ה- IVD וכיוון קצה המחט מקביל ללוחות הקצה העליונים והתחתונים, בהתאמה.
  14. חזור על אותו הליך עבור דיסק L6-7 הבא.
  15. השתמש במי מלח חמים כדי להשקות את חלל הבטן ולבדוק דימום לפני סגירת החתך.
  16. בצע סגירה שכבתית. השתמש ב-3-0 תפרים סינתטיים נספגים כדי לסגור את השכבה הפשיאלית ברציפות. יש לתפור את העור בעובי מלא באמצעות 4-0 תפרים קלועים שאינם נספגים.
  17. כבה את הוופורייזר והפסק את ההרדמה. שמור את הארנב תחת השגחה מתמדת בכלוב מטבולי עד שיוכל לנוע כרגיל.

3. ניהול לאחר הניתוח

  1. להזריק צפטריאקסון נתרן (25 מ"ג/ק"ג) תוך שרירי מיד לאחר הניתוח.
  2. אפשר לבעלי חיים לנוע ולהאכיל בחופשיות. המשך לעקוב אחר סימנים לסיבוכים נוירולוגיים כלשהם, כגון שיתוק ברגליים, בעיות במתן שתן ועשיית צרכים, או סיבוכים במערכת העיכול.

תוצאות

הגישה הטרנס-בטנית אומתה במחקר הקודם שלנו ליצירת מודלים של ארנב IVDD22. צילום רנטגן והדמיית תהודה מגנטית (MRI) בוצעו בשבועותה-4,ה-12 וה-16 לאחר הניתוח. תמונות רנטגן גילו שגובהם של IVD L5-6 ו-L6-7 ירד בהדרגה במשך 16 שבועות לאחר ניתוח ניקוב המחט (א?...

Discussion

השלבים הקריטיים בפרוטוקול זה הם הגנה על איברי הבטן, זיהוי דיסקי המטרה ומיקום וכיוון המחט. ה-L5-6 IVD נמצא ממש מתחת להתפצלות של וריד הכסל, וה-L6-7 IVD מזוהה על סמך המיקום המקביל לסמל הכסל. שני הסמנים הללו מאפשרים מיקום מדויק של הדיסק הבין חולייתי ומשפרים את הדיוק והחזרתיות של הנית...

Disclosures

המחברים מצהירים שאין אינטרסים או יחסים מתחרים שעלולים להוביל לקונפליקטים כלשהם.

Acknowledgements

מחקר זה נתמך על ידי הקרן למדעי הטבע של מחוז הביי (מס' H2021108006).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
#22 scalpel bladeHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AA6468None
16-G needle, 26-G needleZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.305111None
3-0 absorbable sutureHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.V500431None
4-0 non-absorbable braided sutureHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.R413None
5 mL syringe, 1 mL syringeZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.301942None
Double-ended handheld retractorHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.60002066None
Midazolam Yichang Humanwell Pharmaceutical Co., Ltd.M-908CASNone
Needle holderHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505336None
Peanut gauzeIn-houseNoneHand-made ball-shaped gauze
RabbitTonghui ulture Limited Liability Company SCXK2016--002None
Scalpel handleHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5100678None
StopperIn-houseNoneDepth of 5 mm 
Tissue scissorsHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505422None
VaporizerApollo Management L.P.BW-AM503None
Vessel clamp/forcepsHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5102194None

References

  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. The Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Simon, J., McAuliffe, M., Shamim, F., Vuong, N., Tahaei, A. Discogenic low back pain. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (2), 305-317 (2014).
  3. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Annals of the Rheumatic Diseases. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  4. Yang, S., Zhang, F., Ma, J., Ding, W. Intervertebral disc ageing and degeneration: The antiapoptotic effect of oestrogen. Ageing Research Reviews. 57, 100978 (2020).
  5. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. BioMed Research International. 2016, 5952165 (2016).
  6. Li, Z., Gao, X., Ding, W., Li, R., Yang, S. Asymmetric distribution of Modic changes in patients with lumbar disc herniation. European Spine Journal. 32 (5), 1741-1750 (2023).
  7. Huo, Y., et al. Incidence and risk factors of lumbar plexus injury in patients undergoing oblique lumbar interbody fusion surgery. European Spine Journal. 32 (1), 336-344 (2023).
  8. Urban, J. P., Roberts, S. Degeneration of the intervertebral disc. Arthritis Research & Therapy. 5 (3), 120-130 (2003).
  9. Adams, M. A., Roughley, P. J. What is intervertebral disc degeneration, and what causes it. Spine (Phila Pa 1976). 31 (18), 2151-2161 (2006).
  10. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. The Spine Journal. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  11. Mern, D. S., Walsen, T., Beierfuß, A., Thomé, C. Animal models of regenerative medicine for biological treatment approaches of degenerative disc diseases. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N. J.). 246 (4), 483-512 (2021).
  12. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. European Spine Journal. 17 (1), 2-19 (2008).
  13. Qian, J., et al. Selection of the optimal puncture needle for induction of a rat intervertebral disc degeneration model. Pain Physician. 22 (4), 353-360 (2019).
  14. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  15. Wang, Y., et al. Puncture intervertebral disc degeneration model: A standard on rabbit. Journal of Hard Tissue Biology. 29 (4), 223-230 (2020).
  16. Lotz, J. C. Animal models of intervertebral disc degeneration: lessons learned. Spine (Phila Pa 1976). 29 (23), 2742-2750 (2004).
  17. Lei, T., et al. A novel approach for the annulus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. American Journal of Translational Research. 9 (3), 900-909 (2017).
  18. Moss, I. L., et al. Retroperitoneal approach to the intervertebral disc for the annular puncture model of intervertebral disc degeneration in the rabbit. The Spine Journal. 13 (3), 229-234 (2013).
  19. Zhang, Y., et al. Allogeneic articular chondrocyte transplantation downregulates interleukin 8 gene expression in the degenerating rabbit intervertebral disk in vivo. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 94 (7), 530-538 (2015).
  20. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Animal (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  21. Greenfield, E. A. Administering anesthesia to rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2018 (9), (2018).
  22. Yang, K., et al. Comparisons between needle puncture and chondroitinase ABC to induce intervertebral disc degeneration in rabbits. European Spine Journal. 31 (10), 2788-2800 (2022).
  23. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  24. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 26 (17), 1873-1878 (2001).
  25. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine. (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved