JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يحدد هذا البروتوكول منهجية إنشاء نموذج خنزير باستخدام التروية الآلية التي يتم التحكم فيها بدرجة حرارتها المتغيرة (MP) للحفاظ على الكبد المتبرع ، متبوعا بزراعة الكبد تقويم العظام (OLTx). يهدف إلى تعزيز معدل نجاح OLTx باستخدام كبد التبرع من المتبرع بعد موت الدورة الدموية (DCD) وإنشاء نموذج مستقر.

Abstract

يؤدي التخزين البارد التقليدي الثابت (SCS) إلى تفاقم الإصابة الإقفارية في كبد DCD ، مما يؤدي إلى مضاعفات خطيرة لمتلقي الزرع. لمعالجة هذه المشكلة ، يجري التطبيق السريري لتقنية MP للحفاظ على كبد المتبرع. في الوقت نفسه ، تتركز الجهود على تطوير أدوات MP المختلفة ، والتي تم التحقق من صحتها من خلال تجارب النماذج الحيوانية ذات الصلة. تلعب التجارب الكبيرة الفعالة على دورا محوريا في التطبيقات السريرية. ومع ذلك ، لا تزال هناك تحديات في الحفاظ على كبد DCD خارج الجسم الحي وإجراء الزرع في الخنازير. تشمل هذه العقبات معالجة الحفاظ على كبد المتبرع لفترات طويلة ، وإجراء اختبارات الجدوى ، والتخفيف من الإصابات الإقفارية ، وتقصير مرحلة انعدام الكبد. يسهل استخدام جهاز MP متغير يتم التحكم في درجة حرارته الحفاظ على كبد DCD لفترات طويلة من خلال أوضاع التروية المزدوجة المؤكسجة منخفضة الحرارة (DHOPE) وأنماط التروية الآلية الطبيعية (NMP). يعزز هذا البروتوكول نموذج OLTx الخنازير من خلال تحسين جودة كبد DCD ، وتحسين تقنية مفاغرة ، وتقليل مدة مرحلة انعدام الكبد.

Introduction

تظل زراعة الكبد هي العلاج العلاجي الوحيد لأمراض الكبد في مراحله النهائية وسرطانات الكبد المختارة. على الرغم من التقدم الكبير في المشتريات والحفظ والتقنيات الجراحية وتثبيط المناعة بعد الزرع ، لا يزال معدل الوفيات ملحوظا قائما بين المرضى المدرجين في قائمة الانتظار بسبب نقص أعضاء المتبرعين المناسبة. يكمن التحدي الأساسي في الحفاظ على الكبد الذي تم شراؤه من DCD ، حيث تتطلب هذه الأعضاء رعاية متخصصة للتخفيف من الإصابات الإقفارية1. يوفر نضح آلة الكبد خارج الجسم الحي طريقة فريدة للحفاظ على وتقييم ترقيع الكبد DCD قبل الزرع2. أكدت التجارب السريرية جدوى وسلامة نضح آلة الكبد خارج الجسم الحي لكل من المتبرعين بالمعايير القياسية والموسعة ، باستخدام ظروف منخفضة الحرارة أو الحرارةالعادية 3. الأهم من ذلك ، أن التدخلات العلاجية أثناء نضح آلة الكبد خارج الجسم الحي أظهرت نتائج واعدة في تقليل إصابة نقص التروية وإعادة التروية (IRI)4.

في إطار الجهود المبذولة لإطالة مدة الحفظ وتعزيز جودة ترقيع الكبد DCD ، تهدف التجارب الجارية على إلى تحسين أداء أجهزة MP وتحسين طريقة الحفاظ على الكبد خارج الجسم الحي 5. يعمل لحم الخنزير OLTx كنموذج مثالي للبحث الموجه سريريا ، مما يتحقق من صحة جودة المواد الحافظة ل MP. ومع ذلك ، فإن الإصابة الإقفارية للمتبرع ، وعدم استقرار الدورة الدموية ، والاحتقان المعوي خلال المرحلة اللاتكبدية من الخنازير OLTx تؤثر بشكل جماعي على معدل بقاء نموذج الخنازير6،7.

تم استخدام جهاز MP متغير يتم التحكم فيه في درجة الحرارة يدمج كلا من وضعي NMP و DHOPE للحفاظ على كبد DCD من الخنازير في البروتوكول التالي. يسهل هذا الجهاز الحفاظ على كبد DCD خارج الجسم الحي الممتد ويخفف من الإصابة الإقفارية للكبد المتبرع مقارنة ب SCS التقليدية. يضمن الجهاز تنظيم درجة الحرارة ، ويدعم النقل لمسافات طويلة ، ويوفر نضح إلكتروني جنبا إلى جنب مع التقييم الديناميكي والدقيق لجودة المانحين. يحتوي البروتوكول على جميع المعلومات الخاصة بنموذج مستقر للحفاظ على الكبد DCD باستخدام وضع DHOPE-NMP المتسلسل متبوعا ب OLTx الخنازير ، بما في ذلك انتقال إعدادات التروية ، وتحسين تقنية مفاغرة ، وإجراء المرحلة اللاكبدية.

Protocol

أجريت جميع التجارب على وفقا لقانون الإدارة التجريبية للحيوانات (وزارة العلوم والتكنولوجيا في جمهورية الصين الشعبية ، 2017). تم استخدام إناث خنازير باما المصغرة (40-45 كجم). تمت الموافقة على بروتوكول الدراسة من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامها التابعة للمستشفى العام لقيادة المسرح الجنوبي في جيش التحرير الشعبي الصيني ، الصين. تم إيواء الخنازير في منشأة البحث لمدة أسبوع واحد قبل الزرع ثم صائمت ولكن مع حرية الوصول إلى الماء لمدة 12 ساعة قبل التجربة. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. اكتساب المانحين

  1. تحريض التخدير والتسكين الألم: يتم تطبيق الأتروبين في العضل بجرعة 0.02 مجم / كغ. بعد ذلك ، يتم إعطاء Zoletil 50 في العضل في حدود 2-3.5 مجم / كجم للحث على التخدير. للتسكين الألم، يتم تطبيق ترامادول هيدروكلوريد عن طريق الوريد بجرعة 2 ملغ/كغ.
  2. تحفيز التخدير العام عن طريق التسريب الوريدي للبروبوفول بمعدل 2-3 مجم / كجم / ساعة ، باستخدام قنية فراشة 24 جم يتم إدخالها في وريد الأذن الهامشي الخارجي.
  3. ضع استلقاء الخنزير على طاولة الجراحة. إجراء التنبيب الرغامي والتهوية الميكانيكية. يتم إجراء المراقبة المستمرة لمعدل ضربات القلب وتشبع الأكسجين عن طريق قياس التأكسج النبضي الموضوع على الذيل. اضبط تركيز الأيزوفلوران في المرذاذ على 2٪.
  4. ضع محلول اليود 3٪ لتطهير الجلد في المنطقة. بعد السماح لمحلول اليود بالجفاف في الهواء بشكل طبيعي ، امسحه بالكحول بنسبة 70٪. كرر عملية التطهير ثلاث مرات.
  5. أجرى شق البطن في خط الوسط, تمديد جانبيا إلى اليمين. حرر الكبد من مرفقاته الأربطية ، وعزل القناة الصفراوية ، واقطع بالقرب من الاثني عشر بعد الربط.
  6. قم بتشريح الشريان الكبدي (HA) والوريد البابي (PV) بعناية من الأنسجة المحيطة. تعبئة محور الاضطرابات الهضمية وتتبع الشريان الأورطي البطني.
  7. تشريح الشريان الأورطي البطني (AA) والوريد الأجوف السفلي (IVC) لتسهيل جمع الدم. تطبيق بلعة من الهيبارين الصوديوم في الوريد (25,000 وحدة واحدة) لمضادات التخثر.
  8. قم بتقشير AA و IVC بالتتابع وجمع الدم في أكياس سكر العنب الحمضية السترات للاستخدام اللاحق ل NMP (حوالي 1800-2000 مل). قم بتركيب PV بقسطرة محددة. قم بتخزين الدم الذي تم جمعه عند درجة حرارة 4 درجات مئوية.
  9. إحداث السكتة القلبية من خلال التسريب داخل القلب لكلوريد البوتاسيوم (20 مللي مكافئ).
    ملاحظة: يتم تسجيل الفاصل الزمني الذي يبدأ بالسكتة القلبية على أنه وقت نقص التروية الدافئ (WIT). يخضع الكبد لمدة 30 دقيقة من WIT دون أي تلاعب ، يليه تنظيف في الموقع عبر الشريان الأورطي البطني (AA) والوريد البابي (PV) مع 2 لتر من محلول الأدينين البارد مفرط التوتر سترات الوتر.
  10. استئصال الكبد ، مع التأكد من أن جميع الأوعية المتبقية طويلة. الحفاظ على جزء من أنسجة الشريان الأورطي البطني لقنية الشرايين. قم بتركيب PV بقسطرة محددة.
  11. ضع الكبد في كيس معقم على الثلج. اربط جميع الفروع الشريانية البعيدة للكبد وقم بقنية القناة الصفراوية المشتركة.

2. البدء مع وضع DHOPE

  1. قم بتوصيل قسطرة الوريد البابي والشريان الأورطي البطني بجهاز MP. قم بتفرغ الكبد ب 1.5 لتر من محلول التروية الآلي بجامعة ويسكونسن (UW-MPS ، انظر جدول المواد) ، المخصب بالهيبارين الصوديوم (6250 U) والسيفوكستين الصوديوم (1 جم).
  2. اضبط معلمات التروية التي يتم الحفاظ عليها من HA تحت التحكم في الضغط عند 25 مم زئبق ، بينما تخضع PV للتحكم في التدفق عند 200 مل / دقيقة. تأكد من تشبع الأكسجين عن طريق ضخ الأكسجين بنسبة 100٪ باستمرار في مادة التعرد بمعدل 1 لتر / دقيقة.
    ملاحظة: يراقب النظام ويسجل بشكل مستقل المعلمات الرئيسية مثل درجة حرارة الانحيم وضغوط HA و PV ومعدلات التدفق طوال عملية التروية.
  3. اضبط وضع التروية على درجة حرارة 4 درجات مئوية ، قم بتفريد طعم الكبد لمدة 8 ساعات (الشكل 1).

3. التروية مع وضع NMP

  1. قم بنقل جهاز نتروية الماكينة إلى وضع NMP. ارفع درجة حرارة النظام إلى 37 درجة مئوية. قم بتجهيز الماكينة ب 2 لتر من خليط يتكون من دم كامل وتعقيم من نضح الآلة.
  2. اغسل المتبرع ب 1.5 لتر من المحلول الملحي العادي عند 4 درجات مئوية وضعه في وعاء به ثلج. قم بتغيير سائل التروية وقم بتجهيز نفس الجهاز لوضع NMP. انقل الكبد إلى الجهاز بمجرد اكتمال مرحلة الاحترار لمدة 10 دقائق (الشكل 1).
  3. إنشاء تدفق مستمر للأكسجين إلى كل من الوريد البابي والشريان الكبدي قبل وضع الكبد. حافظ على جزء بسيط من الأكسجين المستوحى (FiO2) عند 60٪.
  4. ضبط ضغوط التروية الشريانية على 80/60 مم زئبق (الضغط الانقباضي / الضغط الانبساطي). اضبط نضح الوريد البابي على تدفق ثابت قدره 0.5 مل / دقيقة / جم (وزن الكبد) ، ثم قم بزيادته لاحقا إلى 0.75 مل / دقيقة / جم (وزن الكبد) بعد الساعة الأولى.
  5. طوال 6 ساعات من NMP ، راقب باستمرار المعلمات مثل الضغط ومعدلات التدفق ودرجة الحرارة. قم بإجراء اختبار الجدوى عبر تقييم كيميائي حيوي للنفيوم على فترات ساعة واحدة ، بما في ذلك تحليل غازات الدم وحمض اللاكتيك وجلوكوز الدم ووظائف الكبد.

4. استئصال الكبد المتلقي

  1. حقن زولتيل 50 (2-3.5 مجم / كغ) وأتروبين (0.02 مجم / كغ) في العضل إلى الخنزير المتلقي. تطبيق جرعة من الترامادول هيدروكلوريد (2 ملغ/كغ) في الوريد للتحكم في الألم.
  2. تحفيز التخدير العام عن طريق تسريب البروبوفول في الوريد (2-3 مجم / كجم / ساعة). ثم يتم توجيه الخنزير في وضع ضعيف على طاولة جراحية مجهزة بحصيرة تدفئة. يتم ضبط مبخر الأيزوفلوران على 2٪.
  3. إجراء شق البطن في خط الوسط, تمديد جانبيا إلى اليمين. غطي الأمعاء الغليظة والدقيقة بمنشفة معقمة. تسهيل وضع ضام البطن للرؤية الكاملة.
  4. حرر الكبد من مرفقاته الأربطة. عزل القناة الصفراوية ، وربطها ، وقطعها. تشريح الشريان الكبدي إلى الوراء حتى انقسام الشريان المعدي والاثني عشر. مشبك الشريان الكبدي المشترك بالقرب من الشريان المعدي والاثني عشر باستخدام مشبك البلدغ. حرر الوريد البابي (PV) من الأنسجة الملتصقة وتثبيته على الجانب البعيد.
  5. قم بتثبيت الجانب العلوي من الوريد الأجوف ، متبوعا بتشريح الجزء العلوي من الوريد الأجوف على جانب الحجاب الحاجز ، مع الاحتفاظ ببعض أنسجة الوريد الأجوف داخل الكبد للخياطة اللاحقة. يتم علاج الجزء السفلي من الوريد الأجوف بالمثل ، مما يحافظ على بعض أنسجة الكبد في الوريد الأجوف. إزالة الكبد.
  6. إجراء تثبيط المناعة عن طريق حقن جرعة 500 مجم من ميثيل بريدنيزولون عن طريق الوريد.

5. وضع الكسب غير المشروع لتقويم العظام ومفاغرة الأوعية الدموية

  1. قم بإزالة الكبد المتبرع من جهاز التروية الآلي. قم بتركيب PV بقسطرة محددة ثم قم بتسخينه بمحلول ملحي بارد عند 4 درجات مئوية من القسطرة الكهروضوئية. النفخ مع 5٪ ألبومين مع محلول ملحي بارد عند 4 درجات مئوية من القسطرة الكهروضوئية. هذه العملية ضرورية للتخلص من الدم وتبريد الكبد.
  2. أدخل قسطرة متخصصة في الوريد البابي وقم بتثبيتها بالربط قبل إزالة الكبد الأصلي للمتلقي ، مما يتيح الاتصال بالقسطرة المطابقة على PV المتبرع. في الوقت نفسه ، قم بتثبيت الوريد الأجوف السفلي للطعم المتبرع (الشكل 2 ب).
  3. قم بإجراء مفاغرة شاملة للأجوف فوق الذراع باستخدام خيوط البولي بروبيلين أحادية الذراع 4-0.
  4. قم بتوصيل طرفي الوريد البابي بالقنيات المطابقة لاستعادة تدفق الدم. يتم مسح محلول الهيبارين الملحي في القنية قبل إدخاله. يسهل الفتح المتقطع للوريد البابي وفك التثبيت المؤقت للوريد الأجوف السفلي تنظيف سائل التروية المتبقي.
  5. قم بإزالة المشبك من الأجوف فوق الشفيق ، وقم بإجراء مفاغرة من طرف إلى طرف للوريد الأجوف السفلي مع خيوط البولي بروبيلين أحادية 4-0.
  6. اغسل الشريان الكبدي المتبرع ب 10 مل من المحلول الملحي الهيباريني ووضع مشبك بولدوج إضافي بعيدا لمنع نزيف الظهر. قم بإجراء مفاغرة شاملة باستخدام خياطة بولي بروبيلين أحادية 7-0.
  7. أدخل قسطرة في القناة الصفراوية في طرفي المتبرع والمتلقي ، مع خياطة القسطرة بإحكام لضمان استقرار الموضع.
  8. إزالة قسطرة الوريد البابي. قم بإجراء مفاغرة شاملة للوريد البابي باستخدام خياطة البولي بروبيلين أحادية الشعيرات 4-0.

6. رعاية ومراقبة ما بعد الزرع

  1. حافظ على تهوية الخنزير المتلقي لمدة 2 ساعة أخرى.
  2. قم بتشغيل مكيف الهواء في وحدة العناية المركزة لرفع درجة الحرارة الداخلية. تستخدم وسادة التدفئة للحفاظ على دفء الخنزير.
  3. اجمع عينات الدم بانتظام لاختبار غازات الدم ووظائف الكبد والكلى بفاصل 24 ساعة.
  4. أغلق الإبرة الساكنة بمحلول ملحي للهيبارين. يجب إدارة الإبرة الساكنة في الوريد الأذني للخنزير بشكل صحيح لتجنب السقوط بعد حركة الخنزير.
  5. قم بإنهاء التهوية بمجرد أن يتمكن الخنزير من التنفس بالكامل.
  6. أعد الخنزير المتلقي إلى الخنزير وضعه في سرير خشبي يبلغ ارتفاعه حوالي 10 سم حتى يستيقظ من التخدير. الجزء السفلي من السرير الخشبي مبطن بمنشفة لمنع تراكم البول حول جسم الحيوان ، ويتم الحفاظ على درجة الحرارة بواسطة سخان لمدة 24 ساعة في الخنازير.
  7. حقن ميثيل بريدنيزولون بجرعة أولية قدرها 250 مجم من POD 1 ، متبوعا بتخفيض الجرعة التدريجي لتثبيط المناعة.
  8. تطبيق مسكنات الألم عن طريق الوريد على POD 1 (البوبرينورفين 0.01-0.05 ملغم/كغ). يتم تطبيق الترامادول في العضل على POD2-POD5 (100 ملغ/كغ كل 12 ساعة). توفير جرعة فموية سيفالوسبورين (2 ملغ/كغ) مرتين يوميا من POD 2, وإضافة سوائل التغذية. استهلاك المياه غير محدود.
  9. قم بإزالة القناة الوريدية بعد حوالي 5 أيام من الجراحة.
  10. راقب حجم البول ولونه. راقب تغير لون البراز بعد العملية.
  11. ضحي بالخنازير إذا كانت تعاني من الحماض المستمر أو نقص السكر في الدم أو علامات النزيف أو فشل الكبد.
  12. إجراء القتل الرحيم بعد 5 أيام من OLTx عن طريق الإخراج تحت التخدير العميق الأيزوفلوران (5٪ ، >2.5 MAC).

7. تقنية نموذج الخنازير للتحكم SCS

  1. استخدم إجراءات مماثلة للتخدير على النحو الوارد أعلاه. قم بتشريح الشريان الأورطي البطني (AA) والوريد الأجوف السفلي (IVC) للمساعدة في تصريف الدم ، باستخدام نفس طريقة الهيبارين. قم بتدوير AA و IVC بالتتابع. إحداث السكتة القلبية بسرعة من خلال التسريب داخل القلب لكلوريد البوتاسيوم (20 مكافئ مللي مكافئ).
  2. الحصول على الكبد المتبرع على الفور بعد 30 دقيقة من WIT, الحفاظ على الأنسجة الكافية من الوريد الأجوف السفلي الكبدي القريب.
  3. ضع طعم الكبد في كيس حفظ واغمره في محلول جامعة ويسكونسن البارد (UW) للحفظ عند 4 درجات مئوية لمدة 8 ساعات.
  4. حافظ على الكبد في NMP عند 37 درجة مئوية لمدة 6 ساعات ، أثناء إجراء OLTx مباشرة مع الزبد الآخر (الشكل 1).

النتائج

خضعت كبد DCD لإجراء DHOPE-NMP كإجراء وقائي قبل زرعها في الخنازير المتلقية. كان إجراء DHOPE-NMP على النحو التالي: تم الحفاظ على كبد DCD (ن = 8) مع 30 دقيقة WIT في DHOPE لمدة 8 ساعات في المرحلة الأولى ، متبوعا بالنقل إلى وضع NMP لمدة 6 ساعات أخرى. بعد ذلك ، تم استخدام هذه الطعوم ل LT في متلقي الخنازي?...

Discussion

يتم استخدام Liver MP حاليا على نطاق واسع في التجارب السريرية ، ولكن لا يزال من الضروري إجراء مزيد من الأبحاث قبل السريرية باستخدام نماذج حيوانية كبيرة5،6. يمثل لحم الخنزير OLTx تحديات كبيرة تؤدي إلى انخفاض معدلات النجاح. تشمل هذه التحديات نقص ال...

Disclosures

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم دعم الدراسة من قبل برنامج البحث العلمي الرئيسي لتطوير نظام تروية الكبد خارج الجسم الحي في مدينة فوشان ، الصين [(2020) A007] ؛ مؤسسة البحوث الأساسية والتطبيقية لغوانغ دونغ (2020B1515120031) ؛ مؤسسة غوانغ تشو للبحث العلمي (202002030201).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia respiratorMindray,ShenzhenWATO EX-20 
Automatic biochemical analyzer MNCHIP, China Celercare V5
Bama female miniature pigs Pearl Lab Animal Sci & Tech Co,Ltd (Guangdong, China). 40-45 kg 
Blood gas analyzer  Abbotti-STAT300
ECG monitorShenzhen Ericon Medical Equipment Co., LTD ChinaM-9000S
Fully automatic snowflake iceChangshu Shenghai Electric Co., Ltd. China
Perfusate in NMP5% Human serum albumin 100-150 mL,
Whole blood 1.2-1.5 L,
2.5% NaHCO3 21 mL,
10% CaCL2 7mL ,
Heparin 5000 U ,
Cefoxltin 1 g,
Metronidazole 500 mg,
Sodium taurocholate 5 g,
Short acting insulin 72 U,
Total parenteral nutrition solution 250-500 mL.
Potal catheterJinxin technology,Shunde,ChinaPortal vein catheter for custom cannula of varying internal diameter (6-8.5 mm)
Refrigeration centrifuge hermo Fisher Scientific - CN
The CG8/CG4 blood gas test card Abbott
The CHEM 8 test card Abbott
The ex vivo liver machine perfuion deviceDevocean Medical Instrument Co., Ltd, Guangdong, ChinaDEVOCEAN-LIVER 2000This is a multi-mode, temperature-controlled, biomimetic ex vivo liver machine perfusion device, capable of preserving the liver outside the body for 24 h
UW Cold Storage solution  Bridge to Life, Ltd., USABelzer UWLiver in SCS group were preserved in UW Cold Storage solution 
UW Machine Perfusion SolutionBridge to Life, Ltd., USABelzer MPS Adenine (free base) 0.68 g,
Calcium Chloride (dihydrate) 0.068 g,
Dextrose (+) 1.80 g,
Glutathione (reduced) 0.92 g,
HEPES (free acid) 2.38 g,
Hydroxyethyl Starch 50.0 g,
Magnesium Gluconate 1.13 g,
Mannitol 5.4 g,
Potassium Phosphate (monobasic) 3.4 g,
Ribose, D(-) 0.75 g,
Sodium Gluconate 17.45 g,
Sodium Hydroxide 0.70 g,
Sterile Water for Injection To 1000 mL Volume
Vacuum extractorSMAFDYX-2A

References

  1. de Goeij, F., Schlegel, A., Muiesan, P., Guarrera, J. V., Dutkowski, P. Hypothermic oxygenated machine perfusion protects from cholangiopathy in donation after circulatory death liver transplantation. Hepatology. 74 (6), 3525-3528 (2021).
  2. Dutkowski, P., et al. Evolving trends in machine perfusion for liver transplantation. Gastroenterology. 156 (6), 1542-1547 (2019).
  3. Parente, A., et al. Machine perfusion techniques for liver transplantation: A meta-analysis of the first seven randomized-controlled trials. J Hepatol. 79 (5), 1201-1213 (2023).
  4. Schlegel, A., et al. Outcomes of DCD liver transplantation using organs treated by hypothermic oxygenated perfusion before implantation. J Hepatol. 70 (1), 50-57 (2019).
  5. Zhang, Z. B., et al. Normothermic machine perfusion protects against liver ischemia-reperfusion injury during reduced-size liver transplantation in pigs. Ann Transplant. 24, 9-17 (2019).
  6. Minor, T., et al. Hypothermic reconditioning by gaseous oxygen improves survival after liver transplantation in the pig. Am J Transplant. 11 (12), 2627-2634 (2011).
  7. Linares-Cervantes, I., et al. Predictor parameters of liver viability during porcine normothermic ex situ liver perfusion in a model of liver transplantation with marginal grafts. Am J Transplant. 19 (11), 2991-3005 (2019).
  8. Fu, Y., et al. Porcine partial liver transplantation without veno-venous bypass: an effective model for small-for-size liver graft injury. Transplant Proc. 43 (5), 1953-1961 (2011).
  9. Brockmann, J. G., et al. Sequence of reperfusion influences ischemia/reperfusion injury and primary graft function following porcine liver transplantation. Liver Transpl. 11 (10), 1214-1222 (2005).
  10. Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. J Vis Exp. (99), e52055 (2015).
  11. Ceresa, C., Nasralla, D., Pollok, J. M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: applications in transplantation and beyond. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 19 (3), 199-209 (2022).
  12. Martins, P. N., Buchwald, J. E., Mergental, H., Vargas, L., Quintini, C. The role of normothermic machine perfusion in liver transplantation. Int J Surg. 82, 52-60 (2020).
  13. Brüggenwirth, I., et al. Prolonged dual hypothermic oxygenated machine preservation (DHOPE-PRO) in liver transplantation: Study protocol for a stage 2, prospective, dual-arm, safety and feasibility clinical trial. BMJ Open Gastroenterol. 9 (1), 000842 (2022).
  14. Mergental, H., et al. Transplantation of discarded livers following viability testing with normothermic machine perfusion. Nat Commun. 11 (1), 2939 (2020).
  15. Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
  16. Melandro, F., et al. Viability criteria during liver ex-situ normothermic and hypothermic perfusion. Medicina (Kaunas). 58 (10), 1434 (2022).
  17. Warmuzińska, N., Łuczykowski, K., Bojko, B. A. Review of current and emerging trends in donor graft-quality assessment techniques. J Clin Med. 11 (3), 487 (2022).
  18. OuYang, Q., et al. Evaluation of the ex vivo liver viability using a nuclear magnetic resonance relaxation time-based assay in a porcine machine perfusion model. Sci Rep. 11 (1), 4117 (2021).
  19. Sampaziotis, F., et al. Cholangiocyte organoids can repair bile ducts after transplantation in the human liver. Science. 371 (6531), 839-846 (2021).
  20. van Leeuwen, O. B., et al. Transplantation of high-risk donor livers after ex situ resuscitation and assessment using combined hypo- and normothermic machine perfusion: A prospective clinical trial. Ann Surg. 270 (5), 906-914 (2019).
  21. van Leeuwen, O. B., et al. Sequential hypothermic and normothermic machine perfusion enables safe transplantation of high-risk donor livers. Am J Transplant. 22 (6), 1658-1670 (2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

DCD DHOPE NMP

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved