JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تم تصوير خرائط الأكسجين الكمية ثلاثية الأبعاد لأورام الفئران بشكل غير جراحي باستخدام الرنين المغناطيسي النبضي للإلكترون. تم استخدام الموجات فوق الصوتية ب الوضع و Power Doppler للتشريح وهيكل الأوعية الدموية. تم تركيب صور من كلتا الطريقتين مما يتيح تحليل الورم متعدد المعلمات.

Abstract

يوفر القياس الدقيق وفي الوقت الفعلي للضغط الجزئي للأكسجين (pO2) معلومات قيمة في العديد من الأمراض ، بما في ذلك السرطان. يرتبط انخفاض الورمpO 2 (أي نقص الأكسجة) بعددوانية الورم وضعف الاستجابة للعلاج. يسمح القياس الكمي للورمpO 2 بتقييم فعالية العلاج. ظهر التصوير بالرنين المغناطيسي الإلكتروني (EPRI) ، وخاصة Pulse EPRI ، كطريقة متقدمة ثلاثية الأبعاد (3D) لتقييم أكسجة الأنسجة في الجسم الحي. تم تمكين هذا الابتكار من خلال التطورات التكنولوجية في EPR (الرنين المغناطيسي الإلكتروني) وتطبيق مجسات الدوران التأكسدي القابلة للذوبان في الماء من عائلة ثلاثية الأحجار ، مما يوفر بيانات أكسجة سريعة وحساسة. يوفر وقت استرخاء مسبار الدوران (T1 و / أو T2) معلومات دقيقة حول pO2 في فوكسل محددة.

نمت أورام الورم الأرومي الدبقي البشري LN229 في وسادة بدعة بين الكتفين للفئران العارية BALB / c. تم استخدام التصوير بالموجات فوق الصوتية (الولايات المتحدة) كمرجع للمعلومات التشريحية للورم. لتصوير الأنسجةpO 2 ، تم وضع في وضع ثابت في فراش مع الإيمانية ، مما يتيح التسجيل بين طرائق التصوير. بعد إعطاء عامل التباين OX071 ، تم إجراء EPRI ، تلاه الوضع B الأمريكي. بسبب سمية مسبار الدوران المنخفض ، يمكن تكرار الإجراء أثناء نمو الورم أو علاجه. بعد التصوير ، تم تنفيذ عملية التسجيل باستخدام برنامج مكتوب بلغة MATLAB. في النهاية ، يمكن حساب الكسر الناقص للأكسجين لورم معين ، ويمكن مقارنة الرسم البياني لتوزيع الأنسجة pO2 بمرور الوقت. يعد EPRI جنبا إلى جنب مع الموجات فوق الصوتية أداة ممتازة لرسم خرائط الأكسجين للأورام في بيئة ما قبل السريرية.

Introduction

إن فهم البيئة المكروية للورم (TME) ، بتفاعلاتها المكانية والديناميكية المعقدة ، يجلب فهما أكمل لبيولوجيا الورم. نقص الأكسجة ، أو انخفاض مستويات الأكسجين ، هو المكون الرئيسي ل TME ويلعب دورا مهما في تطور الحالات الأخرى التي تهدد الحياة ، بما في ذلك أمراض القلب والأوعية الدموية واضطرابات التمثيل الغذائي مثل مرض السكري وأمراض الكلىالمزمنة 1،2،3. يعد أكسجة الأنسجة عاملا أساسيا ، لا سيما في سياق السرطان ، حيث يرتبط ضغط الأكسجين الجزئي للأنسجة (pO2) بمقاومة العلاج. يرتبط مستوى pO2 الذي يتجاوز 10 مم زئبق بزيادة فعالية العلاج الإشعاعي لنقل الطاقة الخطية المنخفض (LET) (تأثير تعزيز الأكسجين).

أظهرت الدراسات الحديثة باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي الإلكتروني (EPRI) أن العلاج الإشعاعي الموجه بالأكسجين يمكن أن يؤدي إلى تحسن مضاعف في معدلات البقاء على قيد الحياة في السرطانات المختلفة في نماذج الفئران4،5. هذا مشابه للبشر الذين تم قياس ورمهمpO 2 بقياسات Eppendorf القطب الكهربائي المتعددة ووجد أن لديهم متوسط أو متوسط قيم pO2 أقل من 10 torr6. إلى جانب العلاج الإشعاعي ، يرتبط نقص الأكسجة الورمي ارتباطا مباشرا بعدوانية الورم ونتائج العلاجات الأخرى ، مثل العلاج المناعي7،8. يؤكد هذا الارتباط على أهمية قياسات الأكسجين الدقيقة في تعزيز النتائج العلاجية وفهم الفيزيولوجيا المرضية للأمراض.

يتطلب قياس التأكسج الأمثل في الجسم الحي قياسا مباشرا لضغط الأكسجين الجزئي للأنسجة بشكل مستقل عن عوامل مثل نضح الأنسجة وتشبع الهيموجلوبين. يجب أن يكون الإجراء غير جراحي ، مع وقت تصوير قصير ودقيق لتجنب التأثيرات المحتملة على الكائن الحي ، مثل التخدير المطول ، أو التغيرات في درجة حرارة الأنسجة ، أو التغيرات الكبيرة في ضغط الأنسجة ودرجة الحموضة. يجب أن يظهر قياس التأكسج في الأنسجة دقة وموثوقية عالية ، مما يضمن قياسات متسقة بغض النظر عن الاختلافات في البيئة المكروية للأنسجة ، بما في ذلك الاختلافات في درجة الحموضة وحالة الأكسدة والاختزال. للتخطيط الفعال للعلاج ، تعد إعادة بناء بيانات الصورة في الوقت الفعلي والتفسير المباشر أمرا بالغ الأهمية. لا يستلزم ذلك تحقيق الدقة المكانية ويفضل أن تكون أقل من 1 مم فحسب ، بل يستلزم أيضا إمكانية جمع البيانات بسرعة لمراقبة التغيرات الديناميكية في حالة الأكسجين في الأنسجة ، مثل نقص الأكسجة أثناء ركوب الدراجات.

في هذا السياق ، تم تطوير تقنيات مختلفة لقياس الأكسجين الجزيئي أو تقييم نقص الأكسجة ، ولكل منها قابلية تطبيق ومزايا فريدة. يوفر القطب البلاتيني ، الذي يعتبر "المعيار الذهبي" لقياس التأكسج الخلوي والحيواني الحي ، قياسات متسقة من خلال الإدخال الدقيق في الأنسجة. الأساليب الأخرى ، مثل الطرق البصرية باستخدام مجسات الفلورسنت ، أو الصوتيات الضوئية ، أو مراقبة آثار نقص الأكسجة من خلال التعبير الجيني أو البروتيني ، أو فحوصات المذنبات ، سهلة الاستخدام ولكنها غير مباشرة أو محدودة بالمسار البصري في الأنسجة. يبدو أن البدائل الواعدة لتقييم نقص الأكسجة و / أو الأكسجين هي التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) - OE-MRI10 - أو MOBILE11 ، أو التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET) مع مجسات مختلفة حساسة لنقص الأكسجة12 ، أو الرنين المغناطيسي الإلكتروني (EPR).

EPR له تاريخ طويل في مجال الطب الحيوي. تم الإبلاغ عن هذه الظاهرة نفسها لأول مرة في عام 1944 وتم اعتمادها على نطاق واسع كأداة لتحليل الهياكل الكيميائية ومؤخرا للأنظمة البيولوجية والمواد ذات الإلكترونات غير المزاوجة13. تم استخدام التحليل الطيفي EPR لدراسة ديناميكيات وهيكل الأنظمة البيولوجية مثل عملية التمثيل الضوئي والبروتينات المعدنية والإنزيمات الجذرية وأغشية الفوسفوليبيد14،15،16. ظهر التحليل الطيفي والرنين المغناطيسي الإلكتروني (EPR) والتصوير المقطعي كطرق محورية غير جراحية لدراسة أكسجة الورم والبيئة المكروية بدقة مكانية ~ 1 مم ، ودقة زمنية من 1-10 دقائق ، ودقة pO2 من 1-3 torr5،17،18.

لا تزال طرق الموجة المستمرة (CW) EPR مستخدمة على نطاق واسع في معظم التطبيقات نظرا لبساطة تسجيل الأطياف وتفسيرها. تعمل تفاعلات مسبار الأكسجين والدوران من خلال تقييم التغيرات في شدة إشارة EPR أو شكل الخط ، مما يوفر رؤى حول مستويات الأكسجين داخل العينة. تتمتع CW EPR بميزة ملحوظة في الحساسية لنطاق أوسع من pO2 مقارنة بطرق النبض. من خلال تطبيق تسلسلات النبض المختلفة ، يمكن توضيح معلومات مثل أوقات استرخاء دوران الإلكترون ، وأوقات الاسترخاء الشبكي الدوري ، والتفاعلات مع الدورات المجاورة18،19. تقيس تقنيات EPR النبضية ، مثل استعادة الانعكاس مع قراءة صدى دوران الإلكترون (IRESE) ، معدلات استرخاء شبكة الدوران ، وتجنب القطعة الأثرية من الاسترخاء الناجم عن استرخاء مسبار الدوران عند تركيزات منخفضة من الأكسجين19،20. يمكن استخدام EPR لمراقبة تغيرات تركيز الأكسجين بدقة زمنية ومكانية عالية ؛ ومع ذلك ، في قياس التأكسج بتركيزات عالية من الأكسجين ، يواجه EPR النبضي قيودا بسبب أوقات الاسترخاء القصيرة للمغنطة المستعرضة المقاسة بصدى دوران الإلكترون (ESE). في النهاية ، تعتبر CW و Pulse EPR مكملة ، ويتطلب الفهم الموثوق لنظام الدوران تطبيق كلتا الطريقتين.

تعتمد تقنيات قياس التأكسج EPR على العلاقة الخطية بين مستويات الأكسجين والشبكة الدوارة بالإضافة إلى معدلات استرخاء الدوران في المحلول. غالبا ما تنقسم جميع مجسات قياس التأكسج إلى نوعين: مجسات الدوران القابلة للذوبان والجسيمات. يعتمد اختيار مسبار الدوران الصحيح على الإعداد التجريبي والمعلومات المطلوبة21،22،23. توفر مجسات الدوران القابلة للذوبان ، مثل النيتروكسيدات أو مشتقات التريتيل24،25 مثل OX063 وشكله المنزوع OX071 ، الموزعة في جميع أنحاء الأنسجة ، معلومات من الحجم بأكمله. بدلا من ذلك ، لقياس نقطة واحدة ، ولتقييمات الأكسجين المطولة والمتكررة ، يمكن استخدام مجسات الحالة الصلبة مثل LiPc أو LiBuO أو مشتقات الكربون (انظر الجدول 1) 22 ، 23 ، 26.

يستخدم التصوير بالموجات فوق الصوتية بالوضع B على نطاق واسع في العيادة لتصوير الأنسجة الرخوة. تعتمد الدقة على تردد محول الطاقة المستخدم ، وبالنسبة للدراسات قبل السريرية ، يوفر 18 ميجاهرتز وأعلى دقة كافية في المستوى وعمق الصورة. ميزة إضافية للتصوير بالموجات فوق الصوتية هي إمكانية الحصول على صور الأوعية الدموية الوظيفية باستخدام وضع Power Doppler. هنا ، نقدم تصوير الأكسجين بالرنين المغناطيسي الإلكتروني (EPROI) كطريقة لتوليد خرائط الأكسجين ثلاثية الأبعاد للأورام في الفئران الحية. يتيح التصوير بالموجات فوق الصوتية المقابل المرجع التشريحي الضروري لتعريف الورم داخل EPROI. جلسات تصوير متعددة ممكنة لكل. الخطوة الأخيرة هي التحليل ، بما في ذلك إعادة بناء الصورة والتسجيل بين الطرائق للحصول على رسم بيانيpO 2 من حجم الورم.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تم الحصول على الفئران من منشأة تربية حيوانية معتمدة وأجريت جميع التجارب وفقا للإرشادات الأخلاقية (في حالتنا - الإذن رقم 165/2023 ، لجنة الأخلاقيات المحلية الأولى ، كراكوف ، بولندا).

1. وخط الورم

ملاحظة: تم إيواء الفئران في ظروف معملية قياسية: فاتح / داكن: 12 ساعة / 12 ساعة ، الرطوبة: 60٪ ، درجة الحرارة: 23 درجة مئوية. تم تزويدهم بنظام غذائي قياسي مع حرية الوصول إلى مياه الشرب في أقفاص المجتمع.

  1. الورم الأرومي الدبقي متعدد الأشكال LN229 ثقافة خط الخلايا
    1. زراعة خلايا LN229 في قوارير زراعة الأنسجة25 سم 2 في وسط DMEM مكمل بمصل بقري جنيني معطل حراريا بنسبة 10٪ وبنسلين ستربتومايسين بتركيزات 10 وحدة / مل و 0.1 مجم / مل ، على التوالي.
    2. الحفاظ على الخلايا في جو مرطب يحتوي على 5٪ ثاني أكسيد الكربون2 عند 37 درجة مئوية ، وتمر كل 48 ساعة باستخدام 0.25٪ تريبسين-EDTA و PBS بدون أيونات المغنيسيوم والكالسيوم (الرقم الهيدروجيني 7.4).
  2. تلقيح الورم
    1. قبل أسبوع واحد من التلقيح ، تعامل مع الفئران يوميا لتعريفها بالمحقق.
    2. في يوم التلقيح ، قم بوزن الفئران.
    3. قم بتعليق 200,000 خلية LN229 في 50 ميكرولتر من المصفوفة خارج الخلية بدون عوامل النمو. باستخدام إبرة 29 جم ، قم بتلقيح مزيج الخلية تحت الجلد في وسادة الدهون داخل الكتف للفئران العارية BALB / c البالغة من العمر 16 أسبوعا (N = 5).

2. تصوير دوبلر الولايات المتحدة

يظهر الجدول الزمني العام لتصوير الورم في الشكل 1. يستخدم التصوير بالموجات فوق الصوتية لتصوير الأوعية الدموية بواسطة Doppler US و Anatomy US كمرجع قبل EPROI مباشرة (الشكل 2). يعد التصوير التشريحي بالوضع B ضروريا لتحليل أكسجة الورم بواسطة EPR ويتم وصفه في القسم 3. في حين أن التصوير بالموجات فوق الصوتية دوبلر (القسم 2) ليس إلزاميا لأداء التسجيل الناجح ، إلا أنه يوفر معلومات قيمة حول النافذة الزمنية المثلى لدراسة EPR ويسمح بتحديد الأوعية الدموية النشطة في منطقة الورم.

  1. تحضير الماوس
    1. انتظر حتى تصل الأورام إلى حوالي 30 مم3. إذا لزم الأمر، احلق الفئران يدويا حول موقع الورم.
    2. تحفيز التخدير باستخدام 2٪ الأيزوفلوران والحفاظ عليه مع 1-1.5٪ إيزوفلوران.
    3. انقل من غرفة التخدير إلى وسادة تسخين للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية أثناء التحضير (بناء على مسبار درجة حرارة المستقيم). استقرار درجة حرارة للحصول على ردود فعل المعلمة الفسيولوجية المناسبة.
  2. الموجات فوق الصوتيه
    1. استخدم نظام الموجات فوق الصوتية مع محول طاقة 57-25 ميجاهرتز للتصوير قبل السريري (الشكل 2 ، الخطوة 1).
    2. الحصول على قياسات 3D B-mode لتصور مورفولوجيا الورم في اتجاه سهمي. استخدم حجم الخطوة 0.1 مم.
      ملاحظة: لا تحرك أو محول الطاقة للحفاظ على نفس الإعدادات بالضبط.
    3. استخدم وضع Power Doppler لتصور الأوعية الدموية الوظيفية للورم باستخدام المعلمات التالية: السرعة: 1.5 كيلو هرتز ، مرشح الجدار: منخفض ، الأولوية: 75٪ ، المثابرة: متوسطة ، حجم الخطوة 0.10 مم.
    4. قم بتدوير محول الطاقة لتكرار الخطوتين 2.2.2 و 2.2.3 في اتجاه محوري.
    5. قم بإجراء تحليل البيانات باستخدام البرنامج المقدم من الشركة المصنعة للموجات فوق الصوتية. ضع علامة على حدود الورم ، وقم بتحميله في صورة ثلاثية الأبعاد ، واحسب حجم الورم والنسبة المئوية للأوعية.

3. EPROI

  1. تحضير المسبار
    1. قم بإذابة مسحوق OX071 المخزن عند -80 درجة مئوية في H2O عن طريق الحقن إلى تركيز نهائي يبلغ 1 جم / 10 مل (~ 70 مل).
  2. تحضير الماوس
    1. قم بتخدير الفئران باستخدام 1٪ -3٪ من الأيزوفلوران الممزوج بهواء الغرفة ووضعها على حامل.
    2. قم بتطبيق 1 مل من المحلول الملحي الفسيولوجي تحت الجلد للحفاظ على مستوى الترطيب المناسب.
    3. راقب معدل تنفس (80 ± 20 نبضة في الدقيقة) ودرجة الحرارة (37 ± 1 درجة مئوية) باستخدام مستشعر وسادة الجهاز التنفسي ومقياس حرارة سطحي متصل بجلد الفأر. مراقبة درجة حرارة المستقيم كنقطة مرجعية (37 درجة مئوية ± 1 درجة مئوية).
    4. أدخل أنابيب البولي تترافلورو إيثيلين (PTFE) (القطر الخارجي 0.7 مم) داخل الصفاق لإدارة مسبار الدوران. قم بتأمين القنية باستخدام فينيل بولي سيلوكسان (VPS) لمنعها من السقوط من تجويف البطن.
    5. أدخل قسطرة بول (24 جم) لتجميع مسبار الدوران المفرز.
    6. قم بتأمين الماوس في فراش باستخدام طين الأسنان VPS للتثبيت (الشكل 2 أ).
  3. التصوير التشريحي الأمريكي للتسجيل
    1. قم بتشغيل الطاولة التي يتم التحكم فيها بتقنية 3D والسرير المستوى. اضبط درجة حرارة المنصة على 60 درجة مئوية بحيث يتم الحفاظ على درجة حرارة المعزول بواسطة حامل السرير البلاستيكي عند 37 درجة مئوية.
    2. ضع فراش مع الثابت في حامل السرير وانقله إلى طاولة يتم التحكم فيها ثلاثية الأبعاد للتصوير التشريحي قبل قياس EPR (الشكل 2 ب). تأكد من أن مؤمن داخل حامل السرير وعدم لمس منصة التدفئة.
    3. قم بإصلاح موضع حامل السرير بثلاثة أبعاد لمنع الدوران ، وخاصة دوران XZ (المستوى السهمي) ، وهو أمر بالغ الأهمية للتسجيل الدقيق.
    4. ضع علامة موضع (سلك صيد على الشريط ، قطره 0.35 مم) على حامل السرير ، بمناسبة بداية الرنان.
    5. قم بإجراء التصوير في الوضع B يدويا بخطوة 1 مم في كل من الاتجاهين المحوري والسهمي باتجاه المحور Y.
    6. قم بتصوير بنية الورم باستخدام المعلمات التالية التي تعتمد على تردد محول الطاقة المحدد ؛ لمحول طاقة 18 ميجاهرتز ، عمق 20 مم ، نطاق ديناميكي 84 ديسيبل ، قوة 8 ديسيبل ، كسب 80٪ ؛ لمحول طاقة 40 ميجاهرتز ، عمق 20 مم ، نطاق ديناميكي 32 ديسيبل ، كسب 100٪ ؛ لمحول طاقة 57 ميجاهرتز ، عمق 13 مم ، كسب 6 ديسيبل ، قوة 100٪. اضبط الإعداد على تركيز محول الطاقة وفقا لموقع الورم المحدد.
    7. في نهاية التصوير التشريحي ، امسح الجل الزائد من الماوس وقم بإزالة الفأر الثابت في سرير من حامل السرير.
  4. تصوير الأكسجين EPR
    1. استخدم جهاز تصوير الأكسجين ل Pulse EPR ، الذي يعمل ضمن ترددات راديو تتراوح من 685 ميجاهرتز إلى 735 ميجاهرتز. للإعداد ، استخدم ملفات الإزاحة للتصوير ثلاثي الأبعاد وتحليل أوقات الاسترخاء. استخدم مرنان أفقي بحجم 32 مم × 35 م.
    2. انقل الفأر الثابت في فراش على الفور إلى جهاز تصوير EPR بعد الموجات فوق الصوتية التشريحية (الشكل 2 ج). حافظ على موضع فراش بعناية لتقليل الدوران داخل الرنان ، على غرار الإجراء الموضح في القسم 3.3.
    3. أعد توصيل مسبار درجة الحرارة لضمان المراقبة المستمرة وصيانة درجة حرارة ، وربطها بدرجة الحرارة داخل الرنان.
    4. في برنامج مطياف EPR ، قم بإجراء ضبط الرنان باستخدام عجلة الرنانة لتوسيط التردد حول 725 ميجاهرتز (الشكل 3 أ).
      ملاحظة: يجب أن يكون للمرنان المطابق جيدا انخفاض قدره 25 ديسيبل أو أفضل.
    5. قم بتحسين قدرة الميكروويف للحصول على ذروة عند ns 60 (الشكل 3B) عن طريق ضبط قيمة التوهين من dB 20 إلى dB 3.
    6. قم بضبط الأداة بحيث يتمركز اضمحلال الحث الحر (FID) للأوعية الموضوعة داخل فراش في المجال المغناطيسي ويتم توسيطه على مراحل (الشكل 3 ج).
    7. قم بإعطاء 100 ميكرولتر من OXO71 داخل الصفاق من خلال القنية التي تم إدخالها مسبقا ، متبوعا بتدفق مع 50-100 ميكرولتر من المحلول الملحي.
    8. باستخدام تسلسل قائمة انتظار مبرمج ، احصل على قياسات مع معلمات محددة ؛ يحتوي التسلسل النموذجي على أوقات الاسترخاء T1 و T2 و 3D Electron Spin Echo (ESE) للصور الائتمانية ، و 4D Inversion Recovery Electron Spin Echo (IRESE) لصورة. جمع تصوير IRESE بتدرج 1.5 جم / سم ، ووقت تكرار 55 ميكرو ثانية ، وإطلاق مسبق -250 نانوثانية ، و t90 هو 60 نانوثانية ، و تاو 400 نانوثانية. إجمالي وقت الاستحواذ ~ 12 دقيقة. كرر التصوير IRESE لمدة 30-40 دقيقة على الأقل (3-4x) بعد حقن المسبار.
    9. بعد التصوير ، انقل الماوس من فراش إلى وسادة التدفئة. قم بتطبيق 1 مل من المحلول الملحي الفسيولوجي تحت الجلد للحفاظ على مستوى الترطيب المناسب. راقب حتى يستعيد الماوس الحركة المستقيمة.

4. تحليل البيانات

  1. تحليل إعادة البناء 4D في "ProcessGUI"
    1. قبل إعادة البناء ، قم بتطبيق تصحيح خط الأساس على التوقعات عن طريق تحديد السيناريو "PulseRecon.scn" وتحميل ملف المعلمات "IRESE_64pts_mouse_STANDARD_CHIRALITY.par" لتحليل بيانات IRESE الأولية.
    2. قم بتصفية كل إسقاط باستخدام مرشح غاوسي بعرض 4 نقاط، وهو إعداد افتراضي للسيناريو المحدد.
    3. قم بأخذ عينة فرعية من الإسقاطات التي تمت تصفيتها إلى 64 نقطة (حجم المصفوفة)، وهو إعداد افتراضي للسيناريو المحدد.
    4. قم بتصفية الإسقاطات بشكل أكبر باستخدام مرشح Ram-Lak مع apodization عند 0.6 ضعف تردد Nyquist (انقر فوق معلمة إعادة البناء | FilterCutOff).
    5. قم بإعادة عرض الإسقاطات التي تمت تصفيتها لإنتاج صورة طيفية مكانية رباعية الأبعاد.
    6. استخدم خوارزمية مناسبة لاستخراج عرض خط حزمة الدوران من الطيف في كل فوكسل. إعداد معلمات تركيب القسم: موسع النقطة الأخيرة - 3 ، طريقة التركيب - افتراضي.
    7. أستخدم الإعدادات الافتراضية للمعلمات في إجراء التركيب، بما في ذلك اتساع الطيف والطور والمركز الطيفي وعرض خط حزمة الدوران الطيفي.
  2. التسجيل بين الولايات المتحدة التشريحية و EPROI في "ArbuzGUI" (الشكل 4)
    ملاحظة: تم استخدام إجراء MATLAB "ArbuzGUI" الذي طوره بوريس إيبل من جامعة شيكاغو لإجراء التسجيل. البرنامج متاح في EPR-IT https://github.com/o2mdev/eprit. تم شرح صندوق أدوات التسجيل سابقا في مكان آخر27. راجع دليل المستخدم للحصول على إرشادات تفصيلية خطوةبخطوة 28.
    1. قم بتحميل صور أمريكية ثنائية الأبعاد كمكدس بخطوة 1 مم (ترتبط الخطوة ارتباطا وثيقا بالحصول على الإطار في التصوير في الوضع B، النقطة 3.3.7) لإنشاء صور أمريكية ثلاثية الأبعاد.
    2. أضف صور pO2 المجمعة (أعيد بناؤها في الخطوة 4.1) كنوع صورة ثلاثي الأبعاد تم تعيينه كبيانات "PO2_pEPRI". تخزين البيانات في المشروع.
    3. قم بإنشاء تسلسل تسجيل وتحويل عن طريق تحديد خاص | تسجيل التصوير بالرنين المغناطيسي والمعروضة بالرنين المغناطيسي.
    4. حدد الصورة التي تحتاج إلى تعديلها إلى بيانات EPRI (على سبيل المثال، US axial 3D) عن طريق تحديد Sequence | add action. استخدم المرحلة 5:T2 للحصول على أفضل أداء. في النتيجة، سيظهر رمز زائد أسود أمام اسم الصورة المحددة.
    5. افتح صورة الولايات المتحدة في SliceMaskEditPLG. اضبط مقياس صورة الولايات المتحدة بناء على المسطرة المعروضة على الصور. ضع علامة على موضع الولايات المتحدة ومخطط وموضع الورم بناء على الإطارات المحددة.
    6. في SliceMaskEditPLG ، ضع علامة على مخطط خريطة pO2 ورأسيا في صور 4D pO2 المعاد بناؤها.
    7. باستخدام عارض الشكل ومربع أدوات RotateImagePLG ، قم بتدوير صورة الولايات المتحدة وفقا لعلامة الموضع الأمريكية مقابل المواضع الإيمانية لتسجيل خريطة pO2 مع مخطط الولايات المتحدة.
    8. قم بتحويل قناع الورم من صورة الولايات المتحدة إلى خريطة pO2 .
    9. تصور قناع الورم في خريطة pO2 للماوس وتصدير قيم pO2 لكل فوكسل.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

يظهر في الشكل 5 مقطع عرضي تمثيلي من صورة الموجات فوق الصوتية لورم LN229 ينمو في وسادة الدهون داخل الكتف ، جنبا إلى جنب مع الأوعية الدموية. تظهر بعض الأوعية الدموية خارج حدود الورم. بشكل غير متوقع ، لم تنخفض النسبة المئوية لحجم الأوعية الدموية للورم وظلت مستق?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

هناك بعض الخطوات الحاسمة في بروتوكول التصوير الموصوف. أولا ، لتسجيل صور التشريح باستخدام خرائط الأكسجين ، قد يكون التصوير بالرنين المغناطيسي خيارا أفضل من الموجات فوق الصوتية نظرا للدقة الأفضل والقدرة على توفير بيانات ثلاثية الأبعاد مفصلة19. توفر الموجات ف...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

البروفيسور هالبيرن وبي إيبل هما مؤسسان مشاركان لشركة O2M Technologies. المؤلفون الآخرون: G. Dziurman و A. Biennia و A. Murzyn و B. Płóciennik و J. Kozik و G. Szewczyk و M. Szczygieł و M. Krzykawska-Serda و M. Elas ليس لديهم تضارب في المصالح للإعلان عنهم.

Acknowledgements

نشكر O2M Technology على الدعم الفني الكريم. منح المركز الوطني البولندي للعلوم رقم 2020/37/B/NZ4/01313 (تصوير Jiva-25) و NCBiR: ENM3/IV/18/RXnanoBRAIN/2022 (تكاليف). تم دعم شراء الموجات فوق الصوتية VevoF2 من قبل كلية الكيمياء الحيوية والفيزياء الحيوية والتكنولوجيا الحيوية في إطار مبادرة التميز في البرنامج الاستراتيجي في جامعة جاجيلونيان.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
aqua pro injectionePolpharma1280610-
ArbuzGUI O2M Technologies-accesible in the github repository
disodium phosphatePOCH S.A.799280115-
Dulbecco′s Modified Eagle′s Medium - high glucoseMerck Life ScienceD56484500 mg/L glucose and L-glutamine
fetal bovine serum Gibco, Thermo Fisher Scientific10500064-
fishing wireGood FishA-55A-035US position marker - 0.35 mm
GeltrexGibco, Thermo Fisher ScientificA1413302reduced growth factor basement membrane matrix
ibGUIO2M Technologies-accesible in the github repository
injectio natrii chlorati isotonicaPolpharmamultipe items were used9 mg/mL
insulin needles 29 G Becton, Dickinson and Companymultipe items were used-
Jiva 25O2M Technologies-EPROI
MATLABMathWorks-version R2021b
penicillin-streptomycinMerck Life ScienceP4333with 10,000 units penicillin and 10 mg streptomycin/mL
potassium chloridePOCH S.A.739740114-
potassium dihydrogen phosphatePOCH S.A.742020112-
ProcessGUIO2M Technologies-accesible in the github repository
PTFE tubing Cole Palmer Instrument Co06412-11-
sodium chloridePOCH S.A.794121116-
SpecMan4EPRFEMI Instruments-version 3.4 CS 64bit
Surflash I.V. CatheterTerumoSR*FF2419size: 24G x ¾"
tape3M multipe items were usedmicropore
Trypsin-EDTA Gibco, Thermo Fisher Scientific25200072-
UltrasonographyTelemed-Anatomical US
US gelKONIXNUG-0019-
VetfluraneVirbac1373171000 mg/g
Vevo F2FujiFilms, Visual Sonics-B-mode and Doppler
vinyl polysiloxane dental clay 3M ESPEmultiple items were used-

References

  1. Chen, P. -S. Pathophysiological implications of hypoxia in human diseases. J Biomed Sci. 27, 63(2020).
  2. Lopez-Pascual, A., Trayhurn, P., Martínez, J. A., González-Muniesa, P. Oxygen in metabolic dysfunction and its therapeutic relevance. Antioxid Redox Signal. 35 (8), 642-687 (2021).
  3. Vaupel, P., Mayer, A., Höckel, M. Tumor hypoxia and malignant progression. Methods Enzymol. 381, 335-354 (2004).
  4. Gertsenshteyn, I., et al. Absolute oxygen-guided radiation therapy improves tumor control in three preclinical tumor models. Front Med (Lausanne). 10, 1269689(2023).
  5. Epel, B., et al. Oxygen-guided radiation therapy. Int J of Radiat Oncol Biol Phys. 103 (3), 977-984 (2019).
  6. Hockel, M., et al. Association between tumor hypoxia and malignant progression in advanced cancer of the uterine cervix. Cancer Res. 56 (19), 4509-4515 (1996).
  7. Semenza, G. L. Intratumoral hypoxia and mechanisms of immune evasion mediated by hypoxia-inducible factors. Physiology (Bethesda). 36 (2), 73-83 (2021).
  8. Dewhirst, M. W., Mowery, Y. M., Mitchell, J. B., Cherukuri, M. K., Secomb, T. W. Rationale for hypoxia assessment and amelioration for precision therapy and immunotherapy studies. J Clin Invest. 129 (2), 489-491 (2019).
  9. Tatum, J. L., et al. Hypoxia: importance in tumor biology, noninvasive measurement by imaging, and value of its measurement in the management of cancer therapy. Int J Radiat Biol. 82 (10), 699-757 (2006).
  10. O'Connor, J. P. B., et al. Oxygen-enhanced MRI accurately identifies, quantifies, and maps tumor hypoxia in preclinical cancer models. Cancer Res. 76 (4), 787-795 (2016).
  11. Colliez, F., et al. Oxygen mapping within healthy and acutely infarcted brain tissue in humans using the NMR relaxation of lipids: A proof-of-concept translational study. PLoS One. 10 (8), e0135248(2015).
  12. Gouel, P., et al. Advances in PET and MRI imaging of tumor hypoxia. Front Med (Lausanne). 10, 1055062(2023).
  13. Płonka, P. M. Paramagnetomics. Electron Spin Resonance Spectroscopy in Medicine. , 189-221 (2019).
  14. Kavetskyy, T. S., et al. EPR study of self-organized magnetic nanoparticles in biomaterials. Semiconductor Physics, Quantum Electronics and Optoelectronics. 25, 146-156 (2022).
  15. Eaton, G. R., Eaton, S. S., Ohno, K. EPR Imaging and in Vivo EPR. , CRC Press. (2018).
  16. Berliner, L. J. The evolution of biomedical EPR (ESR). Biomed Spectrosc Imaging. 5 (1), 5-26 (2017).
  17. Matsumoto, K. -I., et al. EPR-based oximetric imaging: a combination of single point-based spatial encoding and T1 weighting. Magn Reson Med. 80 (5), 2275-2287 (2018).
  18. Kishimoto, S., et al. Pulsed electron paramagnetic resonance imaging: Applications in the studies of tumor physiology. Antioxid Redox Signal. 28 (5), 1378-1393 (2018).
  19. Epel, B., Halpern, H. J. In vivo pO2 imaging of tumors: Oxymetry with very low-frequency electron paramagnetic resonance. Methods Enzymol. 564, 501-527 (2015).
  20. Epel, B., et al. Absolute oxygen R1e imaging in vivo with pulse electron paramagnetic resonance. Magn Reason Med. 72 (2), 362-368 (2014).
  21. Ahmad, R., Kuppusamy, P. Theory, instrumentation, and applications of electron paramagnetic resonance oximetry. Chem Rev. 110 (5), 3212-3236 (2010).
  22. Kuppusamy, P. Sense and sensibility of oxygen in pathophysiology using EPR oximetry. Measuring oxidants and oxidative stress in biological systems. Berliner, L. J., Parinandi, N. L. , Springer. Cham (CH). (2020).
  23. Flood, A. B., Satinsky, V. A., Swartz, H. M. Comparing the effectiveness of methods to measure oxygen in tissues for prognosis and treatment of cancer. Adv Exp Med Biol. 923, 113-120 (2016).
  24. Ardenkjær-Larsen, J. H., et al. EPR and DNP properties of certain novel single electron contrast agents intended for oximetric imaging. J Magn Reason. 133, 1-12 (1998).
  25. Reddy, T. J., Iwama, T., Halpern, H. J., Rawal, V. H. General synthesis of persistent trityl radicals for EPR imaging of biological systems. J Org Chem. 67 (14), 4635-4639 (2002).
  26. Kmiec, M. M., Tse, D., Kuppusamy, P. Oxygen-sensing paramagnetic probes for clinical oximetry. Adv Exp Med Biol. 1269, 259-263 (2021).
  27. Pandian, R. P., Parinandi, N. L., Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Novel particulate spin probe for targeted determination of oxygen in cells and tissues. Free Radic Biol Med. 35 (9), 1138-1148 (2003).
  28. O2M Technologies LLC. JIVA-25 Oxygen Imager User Manual. , (2024).
  29. Epel, B., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen imaging of a rabbit tumor using localized spin probe delivery. Med Phys. 37 (6 Part1), 2553-2559 (2010).
  30. Epel, B., Viswakarma, N., Sundramoorthy, S. V., Pawar, N. J., Kotecha, M. Oxygen imaging of a rabbit tumor using a human-sized pulse electron paramagnetic resonance imager. Mol Imaging Biol. 26 (3), 403-410 (2023).
  31. Epel, B., Redler, G., Tormyshev, V., Halpern, H. J. Towards human oxygen images with electron paramagnetic resonance imaging. Adv Exp Med Biol. 876, 363-369 (2016).
  32. Elas, M., et al. EPR oxygen images predict tumor control by a 50% tumor control radiation Dose. Cancer Res. 73 (17), 5328-5335 (2013).
  33. Elas, M., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen images correlate spatially and quantitatively with Oxylite oxygen measurements. Clin Cancer Res. 12 (14), 4209-4217 (2006).
  34. Redler, G., Epel, B., Halpern, H. J. Principal component analysis enhances SNR for dynamic electron paramagnetic resonance oxygen imaging of cycling hypoxia in vivo. Magn Reson Med. 71 (1), 440-450 (2014).
  35. Naz, S., Kishimoto, S., Mitchell, J. B., Krishna, M. C. Imaging metabolic processes to predict radiation responses. Semin Radiat Oncol. 29 (1), 81-89 (2019).
  36. Yamamoto, K., et al. Molecular imaging of the tumor microenvironment reveals the relationship between tumor oxygenation, glucose uptake, and glycolysis in pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Res. 80 (11), 2087-2093 (2020).
  37. Kawai, T., et al. Continuous monitoring of postirradiation reoxygenation and cycling hypoxia using electron paramagnetic resonance imaging. NMR Biomed. 35 (10), e4783(2022).
  38. Takakusagi, Y., et al. Pyruvate induces transient tumor hypoxia by enhancing mitochondrial oxygen consumption and potentiates the anti-tumor effect of a hypoxia-activated prodrug TH-302. PLoS One. 9 (9), e107995(2014).
  39. Li, T., et al. Evaluations of an early change in tumor pathophysiology in response to radiotherapy with oxygen enhanced electron paramagnetic resonance imaging (OE EPRI). Mol Imaging Biol. 26 (3), 448-458 (2024).
  40. Schaner, P. E., et al. First-in-human study in cancer patients establishing the feasibility of oxygen measurements in tumors using electron paramagnetic resonance with the OxyChip. Front Oncol. 11, 743256(2021).
  41. Swartz, H. M., et al. How best to interpret measures of levels of oxygen in tissues to make them effective clinical tools for care of patients with cancer and other oxygen-dependent pathologies. Physiol Rep. 8 (15), 14541(2020).
  42. Tseytlin, M., et al. A combined positron emission tomography (PET)-electron paramagnetic resonance imaging (EPRI) system: initial evaluation of a prototype scanner. Phys Med Biol. 63 (10), 105010(2018).
  43. Kim, H., et al. Development of a PET/EPRI combined imaging system for assessing tumor hypoxia. J Instrum. 16 (03), P03031(2021).
  44. Shen, J., et al. Development of isoindoline nitroxides for EPR oximetry in viable systems. Appl Magn Reason. 22, 357-368 (2002).
  45. Alecci, M., Ferrari, M., Quaresima, V., Sotgiu, A., Ursini, C. L. Simultaneous 280 MHz EPR imaging of rat organs during nitroxide free radical clearance. Biophys J. 67 (3), 1274-1279 (1994).
  46. Hyde, J. S., Subczynski, W. K. Simulation of ESR spectra of the oxygen-sensitive spin-label probe CTPO. J Magn Reson (1969). 56 (1), 125-130 (1984).
  47. Sarna, T., Dulȩba, A., Korytowski, W., Swartz, H. Interaction of melanin with oxygen. Arch Biochem Biophys. 200 (1), 140-148 (1980).
  48. Bratasz, A., Kulkarni, A. C., Kuppusamy, P. A highly sensitive biocompatible spin probe for imaging of oxygen concentration in tissues. Biophys J. 92 (8), 2918-2925 (2007).
  49. Gluth, T. D., et al. Biocompatible monophosphonated trityl spin probe, HOPE71, for in vivo measurement of pO2, pH, and [Pi] by electron paramagnetic resonance spectroscopy. Anal Chem. 92 (2), 946-954 (2022).
  50. Gluth, T. D., et al. Large-scale synthesis of a monophosphonated tetrathiatriarylmethyl spin probe for concurrent in vivo measurement of pO2, pH and inorganic phosphate by EPR. RSC Adv. 11 (42), 25951-25954 (2022).
  51. Vahidi, N., et al. In vivo and in vitro EPR oximetry with fusinite: A new coal-derived, particulate EPR probe. Magn Reson Med. 31 (2), 139-146 (1994).
  52. Gallez, B., et al. Small particles of fusinite and carbohydrate chars coated with aqueous soluble polymers: preparation and applications for in vivo EPR oximetry. Magn Reson Med. 40 (1), 152-159 (1998).
  53. James, P. E., et al. Gloxy: An oxygen-sensitive coal for accurate measurement of low oxygen tensions in biological systems. Magn Reson Med. 38 (1), 48-58 (1997).
  54. Goda, F., et al. In vivo oximetry using EPR and India ink. Magn Reson Med. 33 (2), 237-245 (1995).
  55. Liu, K. J., et al. Lithium phthalocyanine: a probe for electron paramagnetic resonance oximetry in viable biological systems. Proc Natl Acad Sci. USA. 90 (12), 5438-5442 (1993).
  56. Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Mechanism of oxygen-induced EPR line broadening in lithium phthalocyanine microcrystals. J Magn Reason. 170 (1), 42-48 (2004).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

216 PO2 EPRI OX071

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved