قبل البدء في التحضير : <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجول yhird يرقات ذبابة الفاكهة طور مرحلي </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> HL3.1 (التعديل الدملمف الشبيهة) حل </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوحات Sylgard تشريح (شفاف المطاط سيليكون) الذي أعد في الصغيرة (35 × 10 ملم) أطباق بتري البلاستيكية باستخدام الأساليب التي وصفها برنت ومكابي (2008) 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دبابيس قطع تشريح قصيرة </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصات تحفيز كهربائي </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصات تسجيل حادة </li></ul> HL3 الحل : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلال التشريح والتجارب الكهربية ، مغمورة في اليرقة HL3.1 الحل الذي يحتوي على 2 (مم) : 70 كلوريد الصوديوم ، 5 بوكل ، 4 MgCl 2 ، 10 NaHCO 3 و 5 طرهالوز ، 115 السكروز ، وHEPES 5 ، ودرجة الحموضة 7.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وأضاف تركيزات CaCl 2 إلى حل HL3.1 لتوفير تركيز الكالسيوم المطلوبة من خارج الخلية 2 +. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم إجراء تشريح اليرقات في كا 2 + تركيزات منخفضة (لتجنب تقلص العضلات) باستخدام HL3.1 + 0.25 ملي CaCl 2 ، يحرص على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجل عادة في التجارب الكهربية HL3.1 + 1 ملم CaCl 2 ، ولكن يمكن تعديل هذا 0،4-1 ملي كا 2 + على النحو المطلوب. </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غير معقمة تصفية حل HL3.1 قبل الاستخدام ، وتخزينها في 4 ˚ جيم </li></ol> إعداد وتحفيز تسجيل ماصات : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم سحب تسجيل وتحفيز ماصات مع P - 2000 سوتر مجتذب micropipette الليزر القائمة على استخدام الإعدادات التالية : الحرارة = 390 ، الشعيرة = 4 = 35 السرعة ، والتأخر = 200 واسحب = 0. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتعد من أقطاب تحفيز رقيقة الجدران الزجاجية البورسليكات الشعيرات الدموية مع نهايات الواسعة التي كانت أكبر قليلا من عرض محاور المحركات قطعت. وfirepolished ينتهي على شكل لإعطاء الانتهاء من سلس (باستخدام ماصة Narashiga ملمع) ، للحد من الأضرار التي لحقت العصبية. تمتلئ تحفيز كهربائي مع الحل حمام (HL3.1 + 1 ملم كا 2 +). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مستعدون الأقطاب تسجيل من الزجاج البورسليكات 1.2mm ، والتي يتم سحبها لتشكيل ماصة حادة (30-60 mΩ) ، ومليئة بوكل 3M. </li></ol> الجزء 1 : يرقات ذبابة الفاكهة تشريح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تشريح الثالثة طور مرحلي اليرقات تجول لفضح العضلات في جدار الجسم كما هو موضح سابقا 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم إجراء التشريح في HL3.1 + 0.25 ملي كا 2 + على لوحات صغيرة من السيليكون (35 × 10 ملم). يجب أن يكون الحل HL3.1 الجليد الباردة للتشريح من أجل تخدير اليرقة ، ويتم الاحتفاظ بها على الثلج قبل وأثناء تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تشريح اليرقات باستخدام الأساليب التي وصفها برنت ومكابي (2008) ، وهذا هو تعديل للتجارب الكهربية بإضافة 0.25 ملي كا 2 + في حل تشريح HL3.1 ، واستخدام الدبابيس تشريح قصيرة (~ 2 مم في الطول) التي هي أقل من المرجح أن تصل إلى الهدف المجهر والأقطاب الكهربائية خلال التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التشريح ، وقطعت محاور المحرك من اليرقات. يتم ذلك من خلال عقد مجلس الامن القومى برفق ورفعه قليلا بحيث يمكن قطع الأعصاب الطرفية التي يعصب العضلات الخلفية للالعقدة بطني دون الإضرار العضلات (الشكل 1). ثم تتم إزالة المخ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم غسلها إعداد اليرقات تشريح مرتين مع HL3.1 + 1 ملم كا 2 +. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1109/fig1.png" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. تخطيطي يبين الخطوات المتبعة في قطع السيارات من المحاور اليرقات تشريح. رفع الجهاز العصبي المركزي مع ملقط وتقطع المحاور الحركية في قاعدة الدماغ. الجزء 2 : تسجيلات بين الخلايا من خلايا العضلات اليرقات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع لوحة على تشريح المجهر الكهربية وغمر الإعدادية مع HL3.1 + 1.5 ملي كا 2 + والإصلاح القطب حمام بحيث يكون على تماس مع الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتجرى تجارب على جميع العضلات في غضون 6 الجزء البطن الثالثة (A3). يتم تحفيز الأعصاب الطرفية التي يعصب العضلات باستخدام الشفط الكهربائي 5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> موقف القطب تحفيز في أول طبق لتجنب الاهتزازات عند القطب الخلايا في مكان. مكان القطب في تحفيز منطقة قريبة من الخلايا العصبية الحركية في العضلات 6 التعصيب وتطبيق طيف الامتصاص حتى يتم قطع العصب داخل ماصة الزجاج. يجب الحرص على عدم امتداد الأعصاب عند تطبيق الشفط. رفع ماصة قليلا حتى لا يكون لمس العضلات وضعه حتى لا يكون سحب على قطع الألياف العصبية (الشكل 2). <img src="/files/ftp_upload/1109/fig2.png" alt="الشكل 2" width="600" height="296" /> الشكل 2. تخطيطي للعضلات والخلايا العصبية الحركية التعصيب من جزء واحد في البطن من يرقة ذبابة الفاكهة. ويوضح موقف ماصة تحفيز الأعصاب وقطعت والقطب في تسجيل موقف في العضلات 6. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البينيةوالتسجيلات الخليوي مع microelectrodes حادة مليئة بوكل م 3. موقف القطب تسجيل فوق مركز للعضلة 6 على قطعة البطن الثالثة (A3) وضبط مدخلات يقابل ذلك فإنه يقرأ صفر من أجل حل الحمام. انخفاض ببطء الكهربائي ونهج العضلات تحت التكبير البصرية عالية حتى يلمس سطح العضلات. مشاهدة الذبذبات لتأكيد أنه تم اخترقت العضلات. ينبغي أن يستريح غشاء المحتملة على الأقل -60 بالسيارات ، أو لا ينبغي أن يكون استخدام الحيوانات. ينبغي متفرقة امكانات endplate مصغرة تكون الآن مرئية. ترك الخلية لتحقيق الاستقرار في لدقيقة واحدة قبل البدء في المحضر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تم الكشف عن التغييرات المحتملة في الغشاء مع رئيس أكسون المرحلة HS - 2A و 2B Axoclamp مكبر للصوت وسجلت مع v Clampex 8.2.0.235 (أكسون الآلات). و2B Axoclamp هو ربطه إلى الكمبيوتر الذي يدير برنامج pCLAMP ويعمل جنبا إلى جنب مع واجهة 1322A Digidata. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وسجلت الخلايا لمدة 3 دقائق من دون أي مؤثرات لقياس ردود mEJP. وقد تم تحليل آثار البسيطة باستخدام برامج التحليل (Synaptosoft ، والخامس 6.0.3) والسعة والتردد mEJP تحديدها. </li></ol> تحفيز العصب : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويتم تحفيز نهاية المقطوعة من الخلايا العصبية الحركية مع سلسلة من نبضات الجهد مربع (0.3 مللي ثانية مدتها) على كثافة غير كافية لكل من المحاور الحركية ، لتستثير استجابات متسقة في العضلات كلها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم إنشاء التحفيز مع ماجستير - 8 مولد النبض ، وهو مبرمج لتوصيل نبضات مستمرة وفقا للمدة والأوقات الفاصلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سماح لمدة خمس ثوان بين المحفزات لتحقيق الانتعاش في NMJ متشابك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عند تحديد قوة الحافز ، وتبدأ مع أدنى مستوى لها ، وزيادة كثافة ببطء على مدى عدة محاكمات. وينبغي أن تستخدم لشدة التحفيز النتائج في الحد الأدنى الذي أثار رد فعل في التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتم التوصل إلى شدة الحوافز المناسبة ، ينبغي أن يكون هناك واحد EJP مجمع واحد تقلص العضلات التي حركها التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل ما لا يقل عن 10 من كل الامكانيات أثار العضلات وسعة المتوسط. </li></ol> الجزء 3 : النتائج الممثل <img src="/files/ftp_upload/1109/fig3.png" alt="الشكل 3" width="600" height="358" /> الشكل 3. تسجيل الخلايا العضلية من الممثل 6 تبين أثار EJP هو استجابة لالتحفيز الكهربائي للعصب قطعي ، وإمكانات متفرقة endplate مصغرة ، أو لmEJP. EJP في العضلات سعة 6 من اليرقات من النوع البري صحية ، مثل S كانتون ، وعادة ما تكون حوالي 40 فولت وسعة mEJP بين بالسيارات 1-3.

<ol>
	<li>Atwood, H. L., Govind, C. K., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+ultrastructure+of+synaptic+terminals+on+ventral+longitudinal+abdominal+muscles+in+Drosophila+larvae.">Differential ultrastructure of synaptic terminals on ventral longitudinal abdominal muscles in Drosophila larvae.</a> J. Neurobiol. 24 (8), 1008-1024 (1993).</li><li>Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modified+minimal+hemolymph-like+solution,+HL3.1,+for+physiological+recordings+at+the+neuromuscular+junctions+of+normal+and+mutant+Drosophila+larvae.">A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae.</a> J Neurogenet. 18 (2), 377-402 (2004).</li><li>Estes, P. S., Roos, J., van der Bliek, A., Kelly, R. B., Krishnan, K. S., Ramaswami, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traffic+of+dynamin+within+individual+Drosophila+synaptic+boutons+relative+to+compartment-specific+markers.">Traffic of dynamin within individual Drosophila synaptic boutons relative to compartment-specific markers.</a> J Neurosci. 16, 5443-5456 (1996).</li><li>Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocol+for+dissection+of+Drosophila+larvae.">Protocol for dissection of Drosophila larvae.</a> J Vis Exp. , (2008).</li><li>Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+the+larval+neuromuscular+junction+in+Drosophila+melanogaster.">Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster.</a> J Physiol (Lond). 262, 189-214 (1976).</li><li>Katz, L. C., Shatz, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+activity+and+the+construction+of+cortical+circuits.">Synaptic activity and the construction of cortical circuits.</a> Science. 274, 1133-1138 (1996).</li></ol>

وصفت وسائل هنا توفر طريقة سريعة نسبيا واسعة للكشف عن تغيرات في وظيفة متشابك في NMJ. القدرة على أداء التسجيلات الكهربية باستخدام حيوانات سليمة في الجسم الحي ، وتأدية معالجات وراثية أو دوائية ، وجعل ذبابة الفاكهة نموذجا مثاليا للحيوان التحقيق في الجوانب الفسيولوجية وا?...

<table><tbody><tr><td>Small Petri dishes (35 x 10 mm)</td><td>BD Biosciences</td><td>1008</td><td></td></tr><tr><td>SYLGARD 182 Silicone Elastomer Kit</td><td>Dow Corning</td><td>3097366-1004</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td>475002-9902</td><td></td></tr><tr><td>Light for microscope</td><td>Schott AG</td><td>KLI500</td><td></td></tr><tr><td>Dissection pins</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>pClamp 9 software</td><td>Molecular Devices</td><td>PCLAMP 9 STANDARD</td><td></td></tr><tr><td>Dissection scissors: 3mm Vannas Spring Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-0</td><td></td></tr><tr><td>Dumont SS Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11200-33</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Thin-walled borosilicate glass capillaries, with filament (1.0 mm, 4 in)</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100F-4</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries, with filament (1.2 mm, 4 in)</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>1B120F-4</td><td></td></tr><tr><td>Sutter P-2000 Laser Based Micropipette Puller </td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>Model P-2000</td><td></td></tr><tr><td>Pipette polisher</td><td>Narishige International</td><td>MF-83</td><td></td></tr><tr><td>Axon HS-2A head stage</td><td>Molecular Devices</td><td>Model HS-2A</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulators</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>MP-85</td><td></td></tr><tr><td>Axoclamp 2B amplifier</td><td>Molecular Devices</td><td>AXOCLAMP 2B</td><td></td></tr><tr><td>Clampex Software</td><td>Molecular Devices</td><td>v 8.2.0.235</td><td></td></tr><tr><td>Mini analysis software. v 6.0.3</td><td>Synaptosoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Brownlee Precision Amplifier</td><td>Brownlee</td><td>Model 410</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Baker/VWR</td><td>4058-01</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>p-9333</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>s6297-1kg</td><td></td></tr><tr><td>Trelahose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>TO167</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Fisher Scientific</td><td>bp220-212</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>h-3375</td><td></td></tr><tr><td>MgCl-6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>m2670-1kg</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>c79-500</td><td></td></tr><tr><td>Master-8 Pulse Generator</td><td>A.M.P.I</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibration table for electrophysiology set up</td><td>Technical Manufacturing Corp.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Faraday Cage</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

electrophysiological methods for recording synaptic potentials from the nmj of drosophila larvae

في هذا الفيديو ، ونحن تصف الأساليب الكهربية لتسجيل انتقال متشابك عند تقاطع العصبية والعضلية (NMJ) من يرقات ذبابة الفاكهة. الجهاز العصبي العضلي اليرقات هو المشبك نموذج لدراسة علم وظائف الأعضاء متشابك والعصبي ، ويشكل أداة للبحث القيم الذي عرف علم الوراثة ، ويمكن الوصول إلى التلاعب التجريبية. يمكن تشريح اليرقات لفضح الجدار العضلي الجسم والجهاز العصبي المركزي والأعصاب الطرفية. تتميز عضلات ذبابة الفاكهة ونمطها تعصيب العضلات بشكل جيد ويسهل الوصول لتسجيل داخل الخلايا. يمكن التعرف على العضلات الفردية عن طريق موقعهم والتوجيه داخل البطن 8 قطاعات ، ولكل منها 30 مرتبة في عضلات نمطا يتكرر في قطاعات A2 -- A7. يمكن تشريح ذبابة الفاكهة اليرقات عضلات رقيقة والفردية وحزم من المحاور العصبية المحركة التي يمكن تصور تضوء<sup&gt; 1</sup&gt;. ويمكن استخدام البنى المعدلة وراثيا لتسمية الخلايا المستهدفة لتحديد الهوية البصرية أو لمعالجة المنتجات الجينات في أنسجة معينة. في اليرقات ، يتم إنشاء امكانات تقاطع مثير (EJPs) ردا على اطلاق سراح حويصلي من الغلوتامات من العصبونات الحركية في المشبك. اليرقات في تشريح ، يمكن تسجيل EJP في العضلات مع قطب كهربائي داخل الخلايا. يمكن امكانات العمل أثار بشكل مصطنع في الخلايا العصبية الحركية التي جرى خفض الخلفي للالعقدة البطنية تعادل في ماصة الزجاج عن طريق الشفط لطيف وحفز مع قطب كهربائي. هذه الخلايا العصبية الحركية ومتميزة عند عتبات اطلاق حفز ، وعندما يطلقون النار في وقت واحد ، فإنها تولد رد فعل في العضلات. يمكن تسجيل الاشارات المرسلة عبر المشبك NMJ في العضلات أن يعصب الخلايا العصبية الحركية. وينظر في وEJPs مصغرة امكانات تقاطع مثير (mEJPs) والتغيرات المحتملة في الغشاء. وتسجل ردود الكهربية في درجة حرارة الغرفة في حل تعديل الدملمف مثل الحد الأدنى<sup&gt; 2</sup&gt; (HL3) الذي يحتوي على 5 ملغ ملي<sup&gt; 2 +</sup&gt; و 1.5 ملي كا<sup&gt; 2 +</sup&gt;. يمكن للتغيرات في مدى EJPs أثار تشير الاختلافات في وظيفة متشابك وهيكله. ويتم تحليل تسجيلات رقمية لسعة EJP ، mEJP التردد والسعة ، ومضمون كمي.

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae at JoVE.com

Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

نحن هنا وصف أساليب الكهربية لقياس انتقال متشابك عند تقاطع العصبية والعضلية لليرقة ذبابة الفاكهة. أثار إطلاق سراح يبدأ بشكل مصطنع من خلال تحفيز الخلايا العصبية الحركية المحاور ، ويمكن قياسها من خلال انتقال NMJ التي أثارت استجابة بعد المشبكي في العضلات.

الكهربية طرق تسجيل الإمكانيات متشابك من يرقات ذبابة الفاكهة من NMJ

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. ...

electrophysiological-methods-for-recording-synaptic-potentials-from

Research

JoVE Journal

Biology

20.9K Views.  Columbia University College of Physicians and Surgeons. نحن هنا وصف أساليب الكهربية لقياس انتقال متشابك عند تقاطع العصبية والعضلية لليرقة ذبابة الفاكهة. أثار إطلاق سراح يبدأ بشكل مصطنع من خلال تحفيز الخلايا العصبية الحركية المحاور ، ويمكن قياسها من خلال انتقال NMJ التي أثارت استجابة بعد المشبكي في العضلات.

Video: Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

تسجيلات الكهربية من الألياف المسار عملاق د. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Neuroscience

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

The Drosophila larval neuromuscular preparation has proven to be a useful tool for studying synaptic physiology1,2,3. Currently, the only means available to evoke excitatory junctional potentials (EJPs) in this preparation involves the use of suction electrodes. In both research and teaching labs, students often have difficulty maneuvering and manipulating this type of stimulating electrode. In the present work, we show how to remotely stimulate synaptic potentials at the larval NMJ without the use of suction electrodes. By expressing channelrhodopsin2 (ChR2) 4,5,6 in Drosophila motor neurons using the GAL4-UAS system 7, and making minor changes to a basic electrophysiology rig, we were able to reliably evoke EJPs with pulses of blue light. This technique could be of particular use in neurophysiology teaching labs where student rig practice time and resources are limited.

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

This procedure uses a blue light-activated algal channel and cell-specific genetic expression tools to evoke synaptic potentials with light pulses at the neuromuscular junction (NMJ) in Drosophila larvae. This technique is an inexpensive and easy-to-use alternative to suction electrode stimulation for synaptic physiology studies in research and teaching laboratories.

Channelrhodopsin2 تحفيز ساطة من الإمكانيات في متشابك ذبابة الفاكهة العضلية المفارق

The Drosophila larval neuromuscular preparation has proven to be a useful tool for studying synaptic physiology1,2,3. Currently, the only means available ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

الحصاد وإعداد ذبابة الفاكهة الأجنة لتسجيل الكهربية وغيرها من الإجراءات

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

الكهربية في تسجيل ذبابة الفاكهة الأجنة

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; Labellar طعم الشعيرات

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; خلايا مستقبلة للضوء وInterneurons إلى النور المحفزات<em&gt; في فيفو</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.

طريقة الكهربية لالكامل خلية الجهد المشبك تسجيلات من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; المستقبلات الضوئية

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal macropatch recordings of synaptic currents from visualized boutons at the Drosophila larval NMJ. This technique requires customized fabrication of recording micropipettes, as well as a compound microscope equipped with a high magnification, long-distance water immersion objective, differential interference contrast (DIC) optics, and a fluorescent attachment. The recording electrode is positioned on the top of a selected synaptic bouton visualized with DIC optics, epi-fluorescence, or both. The advantage of this technique is that it allows monitoring the synaptic activity of a limited number of sites of release. The recording electrode has&#160;a diameter of several microns, and the release sites positioned outside of the electrode rim do&#160;not significantly affect the recorded currents. The recorded synaptic currents have fast kinetics and can be readily resolved. These advantages are especially important for the studies of mutant fly lines with enhanced spontaneous or asynchronous synaptic activity.

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Synaptic currents can be recorded focally from visualized synaptic boutons at the Drosophila third instar larvae neuromuscular junction. This technique enables monitoring the activity of a single synaptic bouton.

تسجيلات ماكروباتش المحورية للتيارات متشابك من الوصلات العصبية العضلية اليرقات المورفولوجية

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

تسجيل الكهربية لنشاط الجهاز العصبي المركزي للطور الثالث Melanogaster المورفولوجية

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Drosophila Neuromuscular Junction (NMJ) Quantification: A Method to Assess Synaptic Morphology and Function

Source: Castells-Nobau, A., et al. <a href="https://www.jove.com/video/55395/" target="_blank">Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology</a>. J. Vis. Exp. (2017).
The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is used as a model to study the morphology and function of synapses. This video describes important features that researchers quantify to characterize the NMJ. The example protocol demonstrates a software able to perform the quantification automatically.

ذبابة الفاكهة القياس الكمي للوصلة العصبية العضلية (NMJ): طريقة لتقييم مورفولوجيا الوصلة المشبكية ووظيفتها

Source: Castells-Nobau, A., et al. Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology. ...

الكهربية طرق تسجيل الإمكانيات متشابك من يرقات ذبابة الفاكهة من NMJ

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

تسجيلات الكهربية من الألياف المسار عملاق د. melanogaster

Channelrhodopsin2 تحفيز ساطة من الإمكانيات في متشابك ذبابة الفاكهة العضلية المفارق

الحصاد وإعداد ذبابة الفاكهة الأجنة لتسجيل الكهربية وغيرها من الإجراءات

الكهربية في تسجيل ذبابة الفاكهة الأجنة

تسجيل الكهربية من

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل

طريقة الكهربية لالكامل خلية الجهد المشبك تسجيلات من

تسجيلات ماكروباتش المحورية للتيارات متشابك من الوصلات العصبية العضلية اليرقات المورفولوجية

تسجيل الكهربية لنشاط الجهاز العصبي المركزي للطور الثالث Melanogaster المورفولوجية

ذبابة الفاكهة القياس الكمي للوصلة العصبية العضلية (NMJ): طريقة لتقييم مورفولوجيا الوصلة المشبكية ووظيفتها