وأيد هذا العمل من قبل محطة جامعة كورنيل التجربة الزراعية (CUAES) NYC - 125433 هاتش غرانت وكورنيل بدء المنحة لOKV

الجزء 1. إعداد المتوسطة صلبة لنمو النباتات. نحن عادة ما تتركز على النباتات الثقافة المتوسطة (MS) وسكوغ Murasige تستكمل مع السكروز 1 ٪ و 0.7 ٪ أجار. فهو يحتوي على كل العناصر الضرورية للحفاظ على النباتات السليمة. لإعداد MS 1L من وسائل الاعلام الرقم الهيدروجيني 5.7 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 2،15 غرام من مسحوق MS في 800 مليلتر من الماء في زجاجة 1.5 2.0L autoclavable. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شريط التحريك في زجاجة ومسحوق يذوب MS خلال إثارة المتوسطة على طبق من التحريك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع التحريك ، إضافة ، قطرة قطرة ، 1N KOH لضبط درجة الحموضة من المتوسط ​​إلى 5.7 MS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 10 غرام من السكروز ، والحفاظ على التحريك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 7 غرام من آغار *. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط الحجم النهائي للمتوسط ​​على استعداد ل1000 مل وتعقيم التعقيم بواسطة.* </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان تعقيمها المتوسطة على طبق من التحريك وتبريده مع التحريك ، بحيث آغار ولن يعجل في الجزء السفلي من القمقم. يبرد المتوسط ​​إلى 60 درجة مئوية. ~ * </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب 100 ملم لوحات بتري. لوحات في الحفاظ على 4 درجات مئوية. </li></ol> * نصيحة 1 : لا تحاول حل آغار. فإنه solubilize خلال التعقيم. * نصيحة 2 : حافظ على شريط التحريك في زجاجة خلال التعقيم ، ستحتاج في وقت لاحق. * نصيحة 3 : إذا كنت يمكن أن تبقي يديك على الزجاجة تعقيمها لمدة 10 ثانية ، فهذا يعني أن متوسط ​​هدأت بما فيه الكفاية ، ويمكنك البدء في صب لوحات. الجزء 2. المواد النباتية وشروط النمو. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم البذور من thaliana Arabidopsis <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان 100 ملغ من البذور في أنابيب microcentrifuge إيبندورف وإضافة 1 مل من الايثانول 70 ٪. مزيج جيد واحتضان لمدة 2 دقيقة. تدور بذور أسفل ، ونضح طاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1 مل من محلول التبييض التي تحتوي على 1.8 ٪ * 0.1 ٪ توين - 20. المزيج لمدة 10 دقيقة. تدور باستمرار البذور ونضح محلول التبييض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هذه الخطوة لابد من القيام به في تدفق الصفحي هود. إضافة 1 مل من الماء المعقم على البذور وتخلط جيدا. تدور باستمرار البذور ، ونضح الماء. كرر هذه الخطوة 5 مرات. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتشار البذور على استعداد للفي الخطوة 1 لوحات (100 بذور / لوحة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوحات للحفاظ على المصنف 24-48 ساعة عند 4 درجات مئوية في الظلام لمدة الطبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنمو النباتات لمدة 14 يوما في غرفة النمو مع 8 ح ح light/16 الإضاءة الداكنة (على كثافة تدفق الفوتون الضوئي من 250 μmol ق م -2 -1) في 23 / ​​19 ° C درجة حرارة النظام الضوء / الظلام والنسبية 75 ٪ الرطوبة. </li></ol> * نصيحة 1 : يتم متابعة حل عن طريق تخفيف بليتش a كلوروكس المنزلية ، والتي تحتوي على 6 ٪ هيبوكلوريت الصوديوم واضاف توين - 20 إلى تركيز النهائي من 0.1 ٪. الجزء 3. عزلة protoplasts من الشتلات Arabidopsis. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 2 غرام من شريحة لمدة 14 يوما من العمر الشتلات بشفرة حلاقة جديدة في 15 مل من محلول تعقيم فلتر TVL. نحن ختم المواد النباتية في أطباق بتري معقمة المتاح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الأنسجة المقطعة في الدورق 200 مل ، أضف 20 مل من محلول أنزيم فلتر تعقيم ، دوامة الدورق السماح الأنسجة الاختلاط مع محلول أنزيم ، مع تغطية parafilm ورقائق الألومنيوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اهتزاز الأنسجة النباتية في 35 دورة في الدقيقة في الظلام في درجة حرارة الغرفة ل16-18 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع protoplasts صدر في 50 مل أنبوب فالكون بواسطة النخل من خلال 8 طبقات من القماش والجبن ، وقبل الرطب في W5 الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> protoplasts غربال من مرة واحدة أكثر الجبن القماش بواسطة غسل القماش مع 15 مل من محلول W5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعناية protoplasts تراكب مع 10 مل من محلول W5 ، لا تعكر صفو التدرج السكر ، لمدة 7 دقائق بنسبة 100 غرام الطرد المركزي </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع 10 مل من protoplasts في واجهة من محلول أنزيم W5 والحل (الشكل 1B) ونقل إلى 50 عضوا جديدا أنبوب فالكون مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 15 مل W5 الحلول الطرد المركزي لمدة 5 دقائق عند 60 ز إزالة طاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل protoplasts خالية من محلول أنزيم عن طريق إعادة التعليق في protoplasts 15ml W5 من أجهزة الطرد المركزي ، محلول لل5min عند 60 ز </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة ، resuspend طاف protoplasts مكعبات في الحل W5 1 - 3ml. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقييم العائد الجبلة المجردة من قبل خلية العد مع عدادة الكريات. </li></ol> الجزء 4. الكواشف : TVL : 0.3 M السوربيتول و 50 ملي CaCL 2 - تعقيم وتصفية المحل في -20 درجة مئوية. الحل انزيم : 0.5 M السكروز ، 10 ملي MES - ​​KOH [الرقم الهيدروجيني 5،7] ، 20 ملي CaCl 2 ، 40 ملم بوكل ، سلولاز 1 ٪ (Onozuka R - 10) ، Macerozyme 1 ٪ (R10). فلتر تعقيم واستخدام حديثا. W5 الحل : 0.1 ٪ (W / V) الجلوكوز ، 0.08 ٪ (W / V) بوكل ، 0.9 ٪ (W / V) كلوريد الصوديوم ، 1.84 ٪ (W / V) CaCl 2 ، 2 مم MES - ​​KOH الرقم الهيدروجيني 5.7. فلتر تعقيم وتخزين في درجة حرارة الغرفة. الجزء 5 : نتائج الممثل : به الظروف Arabidopsis الثقافة وصفها في أجزاء 1 و 2 يجعل الشتلات صحية ، ومناسبة لعزل protoplasts (الشكل 1A). الجبلة المجردة التي يتم تنقيتها السكروز كثافة غراديالطرد المركزي والأنف والحنجرة وجمعها في واجهة W5 والحلول انزيم (الشكل 1B). الجبلة المجردة تستخدم إجراء العزل وصفها في الجزء 3 ونحن الحصاد عادة 05-10 أكتوبر 6 من protoplasts سليمة (الشكل 1C) من غرام واحد من شتلات جديدة. <img src="/files/ftp_upload/1149/Fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. عزلة protoplasts من الشتلات Arabidopsis. وكان تم جمعها من الأنسجة لمدة 14 يوما من العمر شتلة من Arabidopsis وتحويلها إلى protoplasts بواسطة إجراء تعديل من (تشن وHalkier ، 2000). باء ، المنقى Protoplasts بواسطة الطرد المركزي المتدرج الكثافة السكروز وجمعها في واجهة من والحل انزيم W5 uffer (السهام البيضاء). C ، برايت الحقل المجهري لprotoplasts. جمعت Microphotographs باستخدام كاميرا CCD تبريد ربطه مع Axioscope زايس 2 زائد المجهر.

<ol>
	<li>Cocking, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+for+the+Isolation+of+Plant+Protoplasts+and+Vacuoles.">A Method for the Isolation of Plant Protoplasts and Vacuoles.</a> Nature. 187, 962-963 (1960).</li><li>Chen, S., Halkier, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+glucosinolate+uptake+by+leaf+protoplasts+of+Brassica+napus.">Characterization of glucosinolate uptake by leaf protoplasts of Brassica napus.</a> J Biol Chem. 275, 22955-22960 (2000).</li><li>Robert, S., Zouhar, J., Carter, C., Raikhel, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+intact+vacuoles+from+Arabidopsis+rosette+leaf-derived+protoplasts.">Isolation of intact vacuoles from Arabidopsis rosette leaf-derived protoplasts.</a> Nat. Protocols. 2, 259-262 (2007).</li><li>Yoo, S. D., Cho, Y. H., Sheen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arabidopsis+mesophyll+protoplasts:+a+versatile+cell+system+for+transient+gene+expression+analysis.">Arabidopsis mesophyll protoplasts: a versatile cell system for transient gene expression analysis.</a> Nat Protoc. 2, 1565-1572 (2007).</li><li>Zhai, Z., Sooksa-nguan, T., Vatamaniuk, O. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishing+RNAi+as+a+reverse+genetic+approach+for+gene+functional+analysis+in+protoplasts.">Establishing RNAi as a reverse genetic approach for gene functional analysis in protoplasts.</a> Plant Phys. 149, 642-652 (2009).</li></ol>

وقد قدم براءة اختراع مؤقتة واصفا هذا الإجراء لاستخدامها في التحليلات الفنية للجينات النباتية مع مركز كورنيل للمؤسسات التكنولوجيا وتسويقها (CCTEC) ، حزيران 2008. المفكرة لا 50341/015001 : Vatamaniuk ، موافق ، وتشاي ، Z. التحليلات الفنية للأسلوب السريع للجينات النباتية.

لضمان عالية الغلة من الجبلة المجردة سليمة من المهم جدا البدء مع النباتات صحية. استخدام فلتر تعقيم حلول لعزل protoplasts. تذكر أن protoplasts هشة. لذلك ، عندما كنت التعامل مع protoplasts ، لا يختلطان الماصة أو دوامة منهم منذ ذلك بقوة ستحد منها. بدلا من ذلك ، مزيج protoplasts عن طريق تناوب ببط?...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Murashige and Skoog Basal Salt Mixture (MS)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>M5524</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Agar</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>A1296</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Petri Dishes (100x15mm)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Kreckeler Scientific</td>
<td>82-4001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cellulase (Onozuka R&#x2010;10)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>RPI Corp</td>
<td>C32200</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Macerozyme (R10)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>RPI Corp</td>
<td>M22010</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cheesecloth wipes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>06-665-29</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Lab Rotator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>1167152Q</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Allegra X&#x2010;15R Centrifuge</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>392932</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Axioskop2 Plus Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Zeiss</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

isolation of protoplasts from tissues of 14-day-old seedlings of arabidopsis thaliana

Protoplasts هي الخلايا النباتية التي كانت جدران الزنزانة لازالة إنزيمي. وكانت أول من العزلة protoplasts من الأنسجة النباتية المختلفة أكثر من 40 عاما<sup&gt; 1</sup&gt; ومنذ ذلك الحين تم تكييفها لدراسة مجموعة متنوعة من العمليات الخلوية ، مثل توطين التحت خلوية من البروتينات ، والعزلة من عضيات سليمة واستهدفت تعطيل الجينات التي تدخل RNA المزدوج تقطعت بهم السبل (رني)<sup&gt; 2-5</sup&gt;. معظم بروتوكولات العزل الجبلة المجردة استخدام أنسجة نبات من Arabidopsis الناضجة (مثل 35 يوما من العمر النباتات)<sup&gt; 2-4</sup&gt;. نحن تعديل البروتوكولات القائمة من خلال توظيف Arabidopsis الشتلات لمدة 14 يوما من عمره. في هذا الإجراء ، أسفرت عن 14 غراما واحدا من أيام عمره الشتلات 5 10<sup&gt; 6</sup&gt; -10<sup&gt; 7</sup&gt; protoplasts التي لا تزال على حالها لا يقل عن 96 ساعة. العائد من protoplasts من الشتلات هو مقارنة مع الاستعدادات من أوراق من Arabidopsis ناضجة ، ولكن بدلا من 35-36 يوما ، يتم الانتهاء من العزلة protoplasts في 15 يوما. وهذا يسمح بخفض الوقت ونمو مساحة الغرفة التي مطلوبة من أجل عزل protoplasts عندما تستخدم محطات ناضجة ، ويعجل من الدراسات اللاحقة التي تتطلب protoplasts سليمة.

Watch this Scientific Journal Video about Isolation of Protoplasts from Tissues of 14-day-old Seedlings of Arabidopsis thaliana at JoVE.com

Isolation of Protoplasts from Tissues of 14-day-old Seedlings of Arabidopsis thaliana

هذا الفيديو يظهر إجراء لعزل protoplasts سليمة من أنسجة لمدة 14 يوما من العمر شتلة من Arabidopsis. بالنظر إلى أن protoplasts معزولة لا تزال سليمة على الأقل 96h ومعزولة من الشتلات بدلا من شهر واحد من العمر محطات ناضجة ، وهذا الإجراء يعجل المقايسات التي تتطلب protoplasts سليمة.

عزلة Protoplasts من أنسجة لمدة 14 يوما من عمره الشتلات thaliana Arabidopsis</em

Protoplasts are plant cells that have had their cell walls enzymatically removed. Isolation of protoplasts  from different plant tissues was first ...

isolation-protoplasts-from-tissues-14-day-old-seedlings-arabidopsis

Research

JoVE Journal

Biology

Isolation of Protoplasts from Tissues of 14-day-old Seedlings of Arabidopsis thaliana

35.8K Views.  Cornell University. هذا الفيديو يظهر إجراء لعزل protoplasts سليمة من أنسجة لمدة 14 يوما من العمر شتلة من Arabidopsis. بالنظر إلى أن protoplasts معزولة لا تزال سليمة على الأقل 96h ومعزولة من الشتلات بدلا من شهر واحد من العمر محطات ناضجة ، وهذا الإجراء يعجل المقايسات التي تتطلب protoplasts سليمة.

Video: Isolation of Protoplasts from Tissues of 14-day-old Seedlings of Arabidopsis thaliana

Efficient and Rapid Isolation of Early-stage Embryos from Arabidopsis thaliana Seeds

In flowering plants, the embryo develops within a nourishing tissue - the endosperm - surrounded by the maternal seed integuments (or seed coat). As a consequence, the isolation of plant embryos at early stages (1 cell to globular stage) is technically challenging due to their relative inaccessibility. Efficient manual dissection at early stages is strongly impaired by the small size of young Arabidopsis seeds and the adhesiveness of the embryo to the surrounding tissues. Here, we describe a method that allows the efficient isolation of young Arabidopsis embryos, yielding up to 40 embryos in 1 hr to 4 hr, depending on the downstream application. Embryos are released into isolation buffer by slightly crushing 250-750 seeds with a plastic pestle in an Eppendorf tube. A glass microcapillary attached to either a standard laboratory pipette (via a rubber tube) or a hydraulically controlled microinjector is used to collect embryos from droplets placed on a multi-well slide on an inverted light microscope. The technical skills required are simple and easily transferable, and the basic setup does not require costly equipment. Collected embryos are suitable for a variety of downstream applications such as RT-PCR, RNA sequencing, DNA methylation analyses, fluorescence in situ hybridization (FISH), immunostaining, and reporter gene assays.

Efficient and Rapid Isolation of Early-stage Embryos from Arabidopsis thaliana Seeds

We report an efficient and simple method to isolate embryos at early stages of development from Arabidopsis thaliana seeds. Up to 40 embryos can be isolated in 1 hr to 4 hr, depending on the downstream application. The procedure is suitable for transcriptome, DNA methylation, reporter gene expression, immunostaining and fluorescence in situ hybridization analyses.

العزلة الفعالة والسريعة من الأجنة المبكرة مرحلة من<em&gt; thaliana نبات الأرابيدوبسيس</em&gt; بذور

In flowering plants, the embryo develops within a nourishing tissue - the endosperm - surrounded by the maternal seed integuments (or seed coat). As a ...

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

تلطيخ النسيجية من<em&gt; نبات الأرابيدوبسيس thaliana</em&gt; الخليوي الثانوية ستريت عناصر

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

Rapid Analysis of Circadian Phenotypes in Arabidopsis Protoplasts Transfected with a Luminescent Clock Reporter

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable biotic and abiotic stress. Conversely, disruption of circadian timekeeping severely compromises plant health and reduces agricultural crop yields. It is therefore imperative that we understand the intricate regulation of circadian rhythms in plants, including the factors that affect motion of the transcriptional clockwork itself.
Testing circadian defects in the model plant Arabidopsis thaliana (Arabidopsis) traditionally involves crossing specific mutant lines to a line rhythmically expressing firefly luciferase from a circadian clock gene promoter. This approach is laborious, time-consuming, and could be fruitless if a mutant has no circadian phenotype. The methodology presented here allows a rapid initial assessment of circadian phenotypes. Protoplasts derived from mutant and wild-type Arabidopsis are isolated, transfected with a rhythmically expressed luminescent reporter, and imaged under constant light conditions for 5 days. Luminescent traces will directly reveal whether the free-running period of mutant plants is different from wild-type plants. The advantage of the method is that any Arabidopsis line can efficiently be screened, without the need for generating a stably transgenic luminescent clock marker line in that mutant background.

The circadian clock regulates about a third of the Arabidopsis transcriptome, but the percentage of genes that feed back into timekeeping remains unknown. Here we visualize a method to rapidly assess circadian phenotypes in any mutant line of Arabidopsis using luminescent imaging of a circadian reporter transiently expressed in protoplasts.

تحليل سريع من الظواهر الإيقاعية في نبات الأرابيدوبسيس جبلة مجردة Transfected مع ساعة مراسل الفلورسنت

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable ...

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light conditions, which are preferably variable in quantity and quality so that studies under different setups can be conducted. These requirements are met by climatic chambers featuring light emitting diodes (LED) lights, which can &#8211; in contrast to fluorescent lights &#8211; be set to different wavelengths. LEDs are energy conserving and emit virtually no heat even at light intensities, which often constitutes a problem with other light sources. The presented protocol provides a step-by-step guidance of how to program a climatic chamber equipped with variable LED lights as well as describing several approaches for in depth analysis of growth phenotypes. Depending on the experimental set-up various characteristics of the growing plants can be observed and analyzed. Here we describe how to determine fresh weight, leaf area, photosynthetic activity, and stomatal density. We demonstrate that in order to obtain reliable data and draw valid conclusions it is mandatory to use a sufficient number of individuals for statistical evaluation. Taking too few plants for this kind of analysis results in high statistical errors and consequently in less clear interpretations of the data.

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Here, we present a protocol for studying plant growth behavior and especially phenotypes in a reproducible manner. We show how to provide variable and at the same time stable light conditions. Proper analyses depend on sufficient sample numbers and valid statistical evaluations.

تحليل "سلوك نمو" نبات التمويل في "نوعيات مختلفة من الضوء"

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light ...

التحقيق الزماني المكاني لديناميكيات ERL1 عبر التصوير البؤري

Image-Based Methods to Study Membrane Trafficking Events in Stomatal Lineage Cells

In eukaryotic cells, membrane components, including proteins and lipids, are spatiotemporally transported to their destination within the endomembrane system. This includes the secretory transport of newly synthesized proteins to the cell surface or the outside of the cell, the endocytic transport of extracellular cargoes or plasma membrane components into the cell, and the recycling or shuttling transport of cargoes between the subcellular organelles, etc. Membrane trafficking events are crucial to the development, growth, and environmental adaptation of all eukaryotic cells and, thus, are under stringent regulation. Cell-surface receptor kinases, which perceive ligand signals from the extracellular space, undergo both secretory and endocytic transport. Commonly used approaches to study the membrane trafficking events using a plasma membrane-localized leucine-rich-repeat receptor kinase, ERL1, are described here. The approaches include plant material preparation, pharmacological treatment, and confocal imaging setup. To monitor the spatiotemporal regulation of ERL1, this study describes the co-localization analysis between ERL1 and a multi-vesicular body marker protein, RFP-Ara7, the time series analysis of these two proteins, and the z-stack analysis of ERL1-YFP treated with the membrane trafficking inhibitors brefeldin A and wortmannin.

تسليط الضوء على المؤلف: الطرق القائمة على الصور لدراسة أحداث الاتجار بالغشاء في خلايا سلالة الثغور  

Several commonly used methods are introduced here to study the membrane trafficking events of a plasma membrane receptor kinase. This manuscript describes detailed protocols including the plant material preparation, pharmacological treatment, and confocal imaging setup.

الطرق القائمة على الصور لدراسة أحداث الاتجار بالغشاء في خلايا سلالة الثغور

In eukaryotic cells, membrane components, including proteins and lipids, are spatiotemporally transported to their destination within the endomembrane ...

طريقة محسنة لقياس ملامح ترطيب حبوب اللقاح في أرابيدوبسيس ثاليانا

A High-Resolution, Single-Grain, In Vivo Pollen Hydration Bioassay for Arabidopsis thaliana

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is established between the interacting partners. Studies across a range of species have revealed that a series of molecular checkpoints regulate the pollen-stigma interaction to ensure that only compatible, generally intraspecific pollen is successful in effecting fertilization. In species that possess a 'dry stigma', such as the model plant Arabidopsis thaliana, the first post-pollination, prezygotic compatibility checkpoint is the establishment of pollen hydration. 
This phase of pollination is tightly regulated, whereby signals from the pollen grain elicit the release of water from the stigma, thus permitting pollen hydration. The ability to accurately measure and track pollen hydration over time is key to the design of experiments directed at understanding the regulation of this critical step in reproduction. Published protocols frequently utilize flowers that have been excised from the parent plant, maintained on liquid or solid media, and bulk pollinated. 
This paper describes a noninvasive, in vivo pollination bioassay that permits minute-by-minute hydration tracking of individual A. thaliana pollen grains at high resolution. The assay is highly reproducible, able to detect very subtle variations of pollen hydration profiles, and thus is suitable for the analysis of mutants that affect pathways regulating pollination. Although the protocol is lengthier than those described for bulk pollinations, the precision and reproducibility it provides, along with its in vivo nature, make it ideal for the detailed dissection of pollination phenotypes.

تسليط الضوء على المؤلف: اختبار حيوي عالي الدقة ، أحادي الحبة ، في الجسم الحي لترطيب حبوب اللقاح لأرابيدوبسيس ثاليانا  

An improved method to measure pollen hydration profiles in Arabidopsis thaliana is described here. The new method offers higher resolution, is noninvasive, and is highly reproducible. The protocol represents a new tool for a finer dissection of the processes that regulate the early stages of pollination.

اختبار حيوي عالي الدقة ، أحادي الحبة ، في الجسم الحي لترطيب حبوب اللقاح لأرابيدوبسيس ثاليانا

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is ...