وأيد هذا العمل في جزء من المعاهد الوطنية للصحة (NIH) منحة لورانس G. AI063433 رحمة ، معهد المعاهد الوطنية للصحة (NIH) مركز غرانت (P50GM021700) لرونالد تومبكينس G. (A. الأغنية Tzika ، مدير جوهر الرنين المغناطيسي) ، ومستشفى للأطفال في Shriner منحة بحثية (# 8893) إلى ألف الأغنية Tzika. نشكر Dionyssios Mintzopoulos دكتوراه للحصول على المساعدة في المراحل الأولى من تطوير هذا البروتوكول وأوفيديو جيم دكتوراه Andronesi للحصول على المساعدة مع تسلسل نبض TOBSY.

الجزء 1 : ذبابة الفاكهة التحضير لقياسات HRMAS <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام معيار flylab الإجراءات 1 ، وجمع الذباب eclosing حديثا لمدة 3 أيام ، ونقل لهم يطير قارورة تحتوي على المواد الغذائية الطازجة الطيران. احتضان الذباب جمعت لمدة 5 أيام حتى يتسنى للذباب ستصبح 5-8 أيام من العمر قبل لمجرد التجربة. ويستخدم واحد فقط الجنس (الذكور عادة) لإجراء التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام صحية وسليمة نوع الذباب البرية للمقارنة مع العلاج بالصدمة مثل الذباب أو المعدلة وراثيا 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المكان الذباب واحد في أنابيب تحتوي على قطعة 2ml (~ 0.2ml) من 24 ساعة طيران الغذاء قبل التجربة. هذه الأنابيب تحمل ثقبا في الكأس أنبوب أدلى به ابرة الانسولين اللهب ساخنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن الأنابيب على الفور قبل وبعد الإدراج يطير به توازن عالية الدقة وتحديد وزن كل ذبابة ق بطرح القيمة الأولى من هذا الأخير. وذبابة واحدة تزن الذكور عادة 0،7-1 ملغ. </li></ol> الجزء 2 : إعداد HRMAS الدوار. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أنبوب واحد على الجليد لمدة تقل عن دقيقة واحدة للتخدير داخل الطيران. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الطيران على طبقة من رقائق الألومنيوم وضعت على الجليد ويدفع برفق يطير في الفضاء جوفاء semispherical لإدراج الدوار الرنين المغناطيسي باستخدام فرشاة ناعمة لضمان إكمال الإدراج يطير مع تجنب الاصابة الطيران. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان إدراج في أكسيد الزركونيوم (ZrO 2) أنبوب دوار (4 مم ، 50 ميكرولتر) لتحديد موقع الذباب بين الدوار وإدراج السفلي من الدوار (انظر figure1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق إدراج مع المسمار ، وتغطي مع parafilm (انظر figure1) لمنع الاحتكاك بين الذبابة والحل القياسية TSP (TSP : trimethylsilyl البروبيونيك - 2 - ،2،3،3 - D4 حمض = 172 ميغاواط ، δ = 0.00 جزء في المليون ، 50 ملم في المياه deuterated - D 2 O ، أن تكون بمثابة مرجع لكل من الرنين التحول الكيميائي والكمي). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 8 ميكرولتر من محلول TSP القياسية على أعلى إدراج الدوار. (انظر الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> آمنة وتشديد كلها التي أقيمت في الدوارات مع غطاء رأس (انظر الشكل 1). </li></ol> الجزء 3 : HRMAS البيانات اقتناء <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أعرض الدوار في التحقيق HRMAS وضعه في زاوية السحر 54.7 درجة (انظر الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط درجة حرارة 4 درجات مئوية وحدة BTO - 2000 بالاشتراك مع وحدة هوائي ماس. يتم الاحتفاظ الذباب عند 4 درجة مئوية بينما في مطياف للحفاظ على التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين 1 HRMAS معدل MRS H الغزل في ماس 2 كيلو هرتز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استقرار وتيرة التناوب ماس ب 2.0 ± 0.001 كيلو هرتز قبل وحدة تحكم السرعة ماس (تردد الدوران). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإعداد مغناطيس : تناغم وتطابق الملف الأداء الأمثل والرقائق المغناطيس للحصول على جودة أفضل من الأطياف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على واحد الابعاد أطياف H 1 باستخدام الدوار متزامنة كار ، بورسيل - Meiboom - جيل (CPMG) تسلسل تدور نبض الصدى 2 ، [90 درجة -- (τ - 180 ° -- τ) ن اقتناء] ، والذي يعمل كعامل تصفية ل2 T إزالة الطيفية 1 H NMR توسيع واحد يطير إلى أطياف المكتسبة أحادية البعد بيانات عن جميع العينات. تزامن هذا التأخير بين نبض (τ = 500μs) على وتيرة التناوب ماس (2 كيلو هرتز). تعيين عدد العابرين في 256 مع 32768 (32K) نقاط البيانات. اكتساب الوقت 9 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على ثنائي الأبعاد (2D) 1 H - 1 H NMR HRMAS احد يطير الأطياف على جميع العينات باستخدام تسلسل TOBSY مع نبضات مكظوم الحرارة 3. المعلمات اقتناء هي : البعد 2K نقاط البيانات مباشرة (11 جزء في المليون عرض الطيفية) ، 1 ق المياه قبل التشبع خلال تأخير الاسترخاء ، و 8 في زيادة عمليات التفحص ، 128 زيادات ، والوقت 2 ثانية التكرار الإجمالي ، و 45 مللي وقت الخلط ، والاستحواذ الكلي الوقت من 29 دقيقة. </li></ol> الجزء 4 : معالجة البيانات / تحليل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل العينات باستخدام MRspectra MestReC البرمجيات (Mestrelab البحوث وwww.mestrec.com) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام خط الدالة توسيع apodization 0.5 هرتز وتنطبق على جميع FIDS HRMAS H 1 فورييه قبل التحول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرجع أطياف MR فيما يتعلق TSP في δ = 0.0 جزء في المليون (معيار خارجي). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أطياف المرحلة يدويا وتطبيق مقدر الأساس ويتاكر للطرح واسعة من المكونات الأساس لحسابات المنطقة قبل الذروة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقدير المناطق الذروة باستخدام البرمجيات MestReC. مرتفعات ذروة النطاق فيما يتعلق TSP لكل الطيف المكتسب (TSP ذروة الارتفاع = 1). ر استخدام اختبارات (اثنان الذيل ، ف &lt;0.05) مقارنة داخل المجموعة بين مجموعات النسب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> معلمات 2D عملية TOBSY هي : وظيفة النافذة QSINE = 2 في كل الأبعاد ، مع نقاط FT 2K في البعد المباشر وصفر لملء 1K في البعد الثاني ، في كل مرحلة التصحيح والتصحيح أبعاد أساسية في البعد الثاني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنتاج أطياف 2D باستخدام برنامج سباركي (TD غودارد وKneller DG ، الباشق 3 ، USCF ، <a href="http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/">http://www.cgl.ucsf.edu/</a>الوطن / الباشق /) </li></ol> الجزء 5 : أطياف من الممثل ايف ذبابة الفاكهة السوداء البطن الذباب ووصف الإجراءات المذكورة أعلاه تسمح لجمع أطياف استنساخه من الذباب يعيش melanogaster ذبابة الفاكهة. أرقام 2 و 3 تظهر ممثل أطياف MR المكتسبة في البرية من نوع (وزن) أوريغون - R الذباب. ويعرض الشكل 2 1 H 1D أطياف CPMG HRMAS. مكونات الدهون الرئيسية [C H 3 (0.89 جزء في المليون) ، (C H 2) ن (1.33 جزء في المليون) ، C H 2 C - CO (1.58ppm) ، C H 2 C = C (2.02 جزء في المليون) ، C H 2 C = O (2.24 جزء في المليون) ، C = C H H (5.33 جزء في المليون)] ، الجلسرين (1،3 H - C 4.10 جزء في المليون والمليون 4،30 ؛ 2 - CH 2 5،24 جزء في المليون) ، والأيضات الصغيرة : β - ألانين (β علاء تم الكشف عن 2،57 جزء في المليون) ، أسيتات (AC ، 1.97 جزء في المليون) ، phosphocholine (PC ، 3.22 جزء في المليون) وphophoetanolamine (PE ، 3.23ppm) والمعينين وفقا للتقارير السابقة 4 ، 5. تم تعيين إشارات إلى 2،02 جزء في المليون لالبروتونات الميثيلين من شاردة C = CH - CH H2 من أحادية الأحماض الدهنية غير المشبعة (أي palmitoleic). تم التعرف على الأحماض غير المشبعة بإشارة 5.33 جزء في المليون في البروتونات التي تنتجها من طراز CH - CH - = شاردة. تم الكشف عن الأيضات الصغيرة التي لا يمكن التنازل عنه أو لم تكن مرئية باستخدام الطيف 1D 2D باستخدام 1 H - 1 H TOBSY HRMAS (انظر الشكل 3). <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. تجريبية من إعداد في الجسم الحي HRMAS 1H MRS للتحقيق في العيش في ذبابة الفاكهة الحمضية ،2،3،3 14.1 - D4 T. الخارجية القياسية trimethylsilyl البروبيونيك - 2 - في الماء deuterated (TSP / D 2 O). في الساحة : موقف الدوار في زاوية السحر في التحقيق HRMAS. <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2. المجراة 1D HRMAS 1 الأطياف CPMG H من ذبابة الفاكهة ذبابة حية بالوزن melanogaster. مكونات الدهون : C H 3 (0.89 جزء في المليون) ، (C H 2) ن (1.33 جزء في المليون) ، C C - H 2 CO (1.58ppm) ، خلات (ميلان) ، C H 2 C = C (2.02 جزء في المليون) ، C H 2 C = O (2.24 جزء في المليون) ، β - ألانين (β علاء) ، phosphocholine (PC) وphophoetanolamine (PE) ، الجلسرين (1،3 - C H 4.10 ، 4.30 جزء في المليون ، 2 - C H 2 5،22 جزء في المليون) ، C = C H H (5.33 جزء في المليون). <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig3.jpg" alt="الشكل 3" /> الشكل 3. المجراة في 2D 1H - 1H وقد تم تحديد TOBSY HRMAS طيف ذبابة ذبابة الفاكهة تعيش في وزن melanogaster الأيضات T. 14.1 الصغيرة ومكونات الدهون. الأيضات : ألانين (علاء) ، β - ألانين (β علاء) ، أرجينين (الارجنتين) ، الجلوتامين (GLN) ، الغلوتامات (حمض الغلوتاميك) ، phosphocholine PC (PC) ، phophoetanolamine (PE) ، توراين (تاو) ، α - الجلوكوز (α - GLC) والجلسرين. مكونات الدهون : C H 3 (0.89 جزء في المليون) ، (C H 2) ن (1.33 جزء في المليون) ، C C - H 2 CO (1.58 جزء في المليون) ، C H 2 C = C (2.02 جزء في المليون) ، C H 2 C = O (2.24 جزء في المليون) ، C = C H H (5.33 جزء في المليون).

<ol>
	<li>Apidianakis, Y., Rahme, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+melanogaster+as+a+model+host+for+studying+Pseudomonas+aeruginosa+infection.">Drosophila melanogaster as a model host for studying Pseudomonas aeruginosa infection.</a> Nat Protoc. 4, 1285-1294 (2009).</li><li>Meiboom, S., Gill, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+spin-echo+method+for+measuring+nuclear+relaxation+time.">Modified spin-echo method for measuring nuclear relaxation time.</a> Rev Sci Instrum. 29, 688-691 (1958).</li><li>Andronesi, O. C., Mintzopoulos, D., Struppe, J., Black, P. M., Tzika, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Solid-state+NMR+adiabatic+TOBSY+sequences+provide+enhanced+sensitivity+for+multidimensional+high-resolution+magic-angle-spinning+1H+MR+spectroscopy.">Solid-state NMR adiabatic TOBSY sequences provide enhanced sensitivity for multidimensional high-resolution magic-angle-spinning 1H MR spectroscopy.</a> J Magn Reson. 193, 251-258 (2008).</li><li>Astrakas, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proton+NMR+spectroscopy+shows+lipids+accumulate+in+skeletal+muscle+in+response+to+burn+trauma-induced+apoptosis.">Proton NMR spectroscopy shows lipids accumulate in skeletal muscle in response to burn trauma-induced apoptosis.</a> Faseb J. 19, 1431-1440 (2005).</li><li>Fan, T. W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolite+profiling+by+one-+and+two+dimensional+NMR+analysis+of+complex+mixtures.">Metabolite profiling by one- and two dimensional NMR analysis of complex mixtures.</a> Prog Nuc Magn Reson Spec. 28, 161-219 (1996).</li><li>Null, B., Liu, C. W., Hedehus, M., Conolly, S., Davis, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution,+in+vivo+magnetic+resonance+imaging+of+Drosophila+at+18.8+Tesla.">High-resolution, in vivo magnetic resonance imaging of Drosophila at 18.8 Tesla.</a> PLoS One. 3, e2817-e2817 (2008).</li><li>Zektzer, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+signal+to+noise+in+high-resolution+magic+angle+spinning+total+correlation+spectroscopy+studies+of+prostate+tissues+using+rotor-synchronized+adiabatic+pulses.">Improved signal to noise in high-resolution magic angle spinning total correlation spectroscopy studies of prostate tissues using rotor-synchronized adiabatic pulses.</a> Magn Reson Med. 53, 41-48 (2005).</li></ol>

وقد أجريت تجارب على الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية واللوائح التي وضعتها مستشفى ماساتشوستس العام أبحاث الحيوان المؤسسية اللجنة مراجعة المجلس.

مع استثناء من التقرير الأخير للجدوى في التصوير بالرنين المغناطيسي المجراة في ذبابة الفاكهة 6 ، في الدراسات المجراة في ذبابة الفاكهة MRS لم يتم الإبلاغ عنها. في هذا البروتوكول ، ونحن تصف تنفيذ رواية في HRMAS فيفو نهج H - 1 MRS للكشف عن ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Deuterium oxide</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>7789-20-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>3-(trimethylsilyl)propionic-2,2,3,3-d4 acid</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>24493-21-8</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>agar, sucrose, yeast, cornmeal</td>
<td>Food</td>
<td>Genesee Scientific Corporation</td>
<td>&nbsp;</td>
<td><a href="http://www.flystuff.com/">http://www.flystuff.com/</a></td>
</tr>
<tr>
<td>Oregon RS or Canton-S flies</td>
<td>Adult fly lines</td>
<td>Bloomington Stock Center</td>
<td>&nbsp;</td>
<td><a href="http://flystocks.bio.indiana.edu/">http://flystocks.bio.indiana.edu/</a></td>
</tr>
<tr>
<td>Paintbrush</td>
<td>Equipment</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>(size 0)</td>
</tr>
<tr>
<td>2ml tubes</td>
<td>Equipment</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>K749521-1590</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fly incubators</td>
<td>Equipment</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>high humidity capacity (60-75%), adjustable temperature, and a 12 h:12 h light: dark cycle.</td>
</tr>
<tr>
<td>Bruker Bio-Spin Avance NMR spectrometer (600.13 MHz) 4mm triple resonance (1H, 13C, 2H) HRMAS probe </td>
<td>Equipment</td>
<td>Bruker Bio-Spin</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BTO-2000 unit in combination with a MAS pneumatic unit</td>
<td>Equipment</td>
<td>Bruker Bio-Spin</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>4mm zirconium oxide rotor (capacity 50 ul)</td>
<td>Equipment</td>
<td>Bruker Bio-Spin</td>
<td>B3829 (Bruker store)</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>MestReC (Mestrelab Research) </td>
<td>Software</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1D NMR spectra analysis <a href="http://mestrelab.com/">http://mestrelab.com/</a></td>
</tr>
<tr>
<td>SPARKY 3, USCF</td>
<td>Software</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>2D NMR spectra
analysis
 <a href="http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/">http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/</a></td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

magnetic resonance spectroscopy of live drosophila melanogaster using magic angle spinning

عالية الدقة ماجيك زاوية الغزل (HRMAS) بروتون التحليل الطيفي بالرنين المغناطيسي (<sup&gt; 1</sup&gt; H - MRS) هي رواية غير المدمرة تقنية الذي يحسن الخط الطيفي ويسمح بعرض عالية الدقة الأطياف التي يمكن الحصول عليها من مقتطفات ، وخلايا سليمة والثقافات الخلية ، والأنسجة سليمة أكثر أهمية للتحقيق في العلاقات بين والعمليات الأيضية الخلوية.<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H - MRS الدراسات حتى الآن لم يتم الإبلاغ في ذبابة الفاكهة العيش<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن.</em&gt;<em&gt; ذبابة الفاكهة ،</em&gt; كما كائن أبسط الوراثية ، ويسمح للفحص وظائف متعددة البيولوجي ومختلف مسارات إشارات الحفاظ تطويريا على مستوى الحي كله وانها نموذجا مفيدا للتحقيق في علم الوراثة والفيزيولوجيا. تحقيقا لهذه الغاية ، قمنا بتطوير ونفذت<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H - MRS طريقة لتحقيق العيش<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; 14،1 في T. هنا ، ونحن الملامح الأساسية لHRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H - MRS بروتوكول لالتوصيف الجزيئي لل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; مع مطياف MR تقليدية مجهزة HRMAS التحقيق. هذا الأسلوب هو الرواية ،<em&gt; في الجسم الحي ،</em&gt; غير مدمرة<em&gt; ذبابة الفاكهة</emقد&gt; نهج القياس المستقلب ، التي تتيح تحديد المؤشرات الحيوية المرض ، وبالتالي المساهمة في التنمية العلاجية الرواية.

Watch this Scientific Journal Video about Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning at JoVE.com

Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

هذه التقنية تتيح استخدام السحر زاوية عالية الدقة الغزل بروتون MR الطيفي (HRMAS 1H - MRS) لتوصيف الجزيئي للعيش<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; مع مطياف التقليدية تسلا 14.1 مجهزة HRMAS التحقيق.

الرنين المغناطيسي الطيفي للعيش ذبابة الفاكهة السوداء البطن غزل باستخدام زاوية ماجيك

High-Resolution Magic Angle Spinning (HRMAS) proton magnetic resonance spectroscopy (1H-MRS) is a novel non-destructive technique that improves spectral ...

magnetic-resonance-spectroscopy-live-drosophila-melanogaster-using

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

12.4K Views.  Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School. هذه التقنية تتيح استخدام السحر زاوية عالية الدقة الغزل بروتون MR الطيفي (HRMAS 1H - MRS) لتوصيف الجزيئي للعيش ذبابة الفاكهة السوداء البطن مع مطياف التقليدية تسلا 14.1 مجهزة HRMAS التحقيق.

Video: Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

متعددة الماوس تشريحي عصبي التصوير بالرنين المغناطيسي

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetic تحفيز السلوك في الهروب<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

تحديد العفوي الحركي آخر في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

The Use of Magnetic Resonance Spectroscopy as a Tool for the Measurement of Bi-hemispheric Transcranial Electric Stimulation Effects on Primary Motor Cortex Metabolism

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a neuromodulation technique that has been increasingly used over the past decade in the treatment of neurological and psychiatric disorders such as stroke and depression. Yet, the mechanisms underlying its ability to modulate brain excitability to improve clinical symptoms remains poorly understood 33. To help improve this understanding, proton magnetic resonance spectroscopy (1H-MRS) can be used as it allows the in vivo quantification of brain metabolites such as &#947;-aminobutyric acid (GABA) and glutamate in a region-specific manner 41. In fact, a recent study demonstrated that 1H-MRS is indeed a powerful means to better understand the effects of tDCS on neurotransmitter concentration 34. This article aims to describe the complete protocol for combining tDCS (NeuroConn MR compatible stimulator) with 1H-MRS at 3 T using a MEGA-PRESS sequence. We will describe the impact of a protocol that has shown great promise for the treatment of motor dysfunctions after stroke, which consists of bilateral stimulation of primary motor cortices 27,30,31. Methodological factors to consider and possible modifications to the protocol are also discussed.

This article aims to describe a basic protocol for combining transcranial direct current stimulation (tDCS) with proton magnetic resonance spectroscopy (1H-MRS) measurements to investigate the effects of bilateral stimulation on primary motor cortex metabolism.

استخدام التحليل الطيفي بالرنين المغناطيسي كأداة لقياس ثنائي نصف الكرة الغربي عبر الجمجمة التحفيز الكهربائي التأثيرات على الابتدائية موتور اللحاء الأيض

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a neuromodulation technique that has been increasingly used over the past decade in the treatment of ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

التصوير المباشر ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Metabolomic Analysis of Rat Brain by High Resolution Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy of Tissue Extracts

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics and proteomics have been complemented by comprehensive quantitative analysis of the metabolite pool present in biological systems. This strategy, termed metabolomics, strives to provide a global characterization of the small-molecule complement involved in metabolism. While the genome and the proteome define the tasks cells can perform, the metabolome is part of the actual phenotype. Among the methods currently used in metabolomics, spectroscopic techniques are of special interest because they allow one to simultaneously analyze a large number of metabolites without prior selection for specific biochemical pathways, thus enabling a broad unbiased approach. Here, an optimized experimental protocol for metabolomic analysis by high-resolution NMR spectroscopy is presented, which is the method of choice for efficient quantification of tissue metabolites. Important strengths of this method are (i) the use of crude extracts, without the need to purify the sample and/or separate metabolites; (ii) the intrinsically quantitative nature of NMR, permitting quantitation of all metabolites represented by an NMR spectrum with one reference compound only; and (iii) the nondestructive nature of NMR enabling repeated use of the same sample for multiple measurements. The dynamic range of metabolite concentrations that can be covered is considerable due to the linear response of NMR signals, although metabolites occurring at extremely low concentrations may be difficult to detect. For the least abundant compounds, the highly sensitive mass spectrometry method may be advantageous although this technique requires more intricate sample preparation and quantification procedures than NMR spectroscopy. We present here an NMR protocol adjusted to rat brain analysis; however, the same protocol can be applied to other tissues with minor modifications.

The neurochemistry of mammalian brain is changed in many neurological and systemic diseases. Characteristic profiles of cerebral metabolites can be efficiently obtained based on crude extracts of brain tissue. To this end, high-resolution NMR spectroscopy is employed, enabling detailed quantitative analysis of metabolite concentrations (metabolomics).

تحليل Metabolomic من دماغ الفئران بواسطة عالية الدقة النووية الرنين المغناطيسي الطيفي مقتطفات من الأنسجة

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

الظروف التي تؤثر في الفضاء الاجتماعي<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

عالية الدقة الكمي للسلوك رائحة الموجهة في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; استخدام<em&gt; Flywalk</em&gt; بارادايم

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

تستخدم علفا بروتوكول مسار طول ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs provides a tissue-level understanding of energy utilization that cannot be captured when analyzing primary cells and cell lines. While this analysis is ex vivo, it allows for the measurement from a number of specialized cells working together to perform a function in one tissue and more closely models the in vivo organ. Metabolic reprogramming has been observed in many neurological diseases, including neoplasia, and neurodegenerative diseases. This protocol was developed to assist the D. melanogaster community&#39;s investigation of metabolism in neurological disease models using a commercially available metabolic analyzer. Measuring metabolism of whole brains in the metabolic analyzer is challenging due to the geometry of the brain. This analyzer requires samples to remain at the bottom of a 96-well plate. Cell samples and tissue punches can adhere to the surface of the cell plate or utilize spheroid plates, respectively. However, the spherical, three-dimensional shape of D. melanogaster brains prevents the tissue from adhering to the plate. This protocol requires a specially designed and manufactured micro-tissue restraint that circumvents this problem by preventing any movement of the brain while still allowing metabolic measurements from the analyzer&#39;s two solid-state sensor probes. Oxygen consumption and extracellular acidification rates are reproducible and sensitive to a treatment with metabolic inhibitors. With a minor optimization, this protocol can be adapted for use with any whole tissue and/or model system, provided that the sample size does not exceed the chamber generated by the restraint. While basal metabolic measurements and an analysis after a treatment with mitochondrial inhibitors are described within this protocol, countless experimental conditions, such as energy source preference and rearing environment, could be interrogated.

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

We present a protocol for measuring oxygen consumption and extracellular acidification in Drosophila melanogaster larval and adult brains. A metabolic analyzer is utilized with an adapted and optimized protocol. Micro-tissue restraints are a critical component of this protocol and were designed and created specifically for their use in this analysis.

التحليل الأيضي اليرقات melanogaster المورفولوجية و "العقول الكبار"

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs ...