نحن نعترف بامتنان الدعم من المعاهد الوطنية للصحة (لمجلس القضاء الأعلى NS047073). ونحن ممتنون لكيهل كاترين لتجاربها في وقت مبكر مع كويك السيل ، والذي شجعنا على استخدامه لطلبنا.

1. التصنيع الكهربائي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإنشاء قطب ، واستخدام المقص لقطع قطعة من المينا المغلفة سلك قطره 0.001 بوصة الفولاذ المقاوم للصدأ حوالي 2 أقدام طويلة. نعلق كرة صغيرة من المعجون على كل طرف من السلك ، سلك أضعاف في النصف ، وتدور في تاريخ لإنشاء زوج الملتوية ، ويسمى القطب التفاضلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الشريط طرفي السلك لمنع الانهيار. جعل أقطاب الفرق الأربعة ، باستخدام لون مختلف من الشريط الكهربائي لكل الفرق لأغراض تحديد الهوية (الشكل 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مبرومة تطور اثنين من أقطاب الفرق معا ، وترك اثنين بوصة واحدة على نهاية و1 بوصة على الطرف الآخر. كرر مع زوج من الأقطاب الكهربائية الفرق المتبقية (1B الشكل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطور هاتين المجموعتين من أقطاب الفرق اثنين معا ، والتأكد من أن ينتهي تبقى مبرومة. تصمد التجميع الكهربائية والمنزلية تطبيق الغراء سيليكون عند تقاطع الأقطاب الفرق الأربعة ، ترك نهايات الخطوط. شنق والسماح ليجف الغراء لمدة لا تقل عن 4 ساعات (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لعزل الفروع ، ووضع التجمع الكهربائي باستمرار على شقة ، والسطح ، ومنقولة مثل قطعة من الخشب. مروحة من الغايات وتأمينها مع الشريط. استخدام قطعة صغيرة من البلاستيك لرفع التجمع الكهربائي فقط قبل أن الفروع ، وآمن انه مع الشريط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في مجهر تشريح ، واستخدام ملقط لمعطف فروع الغراء مع السيليكون. وسوف ينتهي 1 بوصة طويلة تكون داخل الحيوان ، ولذلك ينبغي أن يكون طبقة رقيقة جدا من الصمغ. السماح للالغراء لتجف لمدة لا تقل عن 3 ساعات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقصير نهاية 1 بوصة طويلة من القطب الفرق 1-2 سنتيمترات. على كل الأسلاك ، وإزالة 1cm من السيليكون والمينا. حليقة أحد الأسلاك العارية في ربط للتسجيل. ثني الأسلاك الأخرى وحتى بعيدا من ورطتها ، وهذا سيكون بمثابة الأسلاك الارض. تكرار للأقطاب الثلاثة المتبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد أحد الأقطاب الأربعة في نهاية 2 بوصة. استخدام ملقط لكشط قبالة السيليكون والمينا ، وفضح 1cm العارية من الفولاذ المقاوم للصدأ على كل من أسلاك 2. لحام الذهب موصل إلى كل من السلكين. استخدام قطعة من الشريط لتأمين مختبر النهاية والحفاظ على المسافة الفاصلة بين الأرض ودبابيس التسجيل. تكرار للأقطاب الثلاثة المتبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق الكرة 1 - 2cm من الغراء سيليكون لكابل ، على بعد حوالى 1.5 بوصة من نهاية ربط لترسيخ الأقطاب داخل الحيوان. السماح لتجف لمدة ساعة على الأقل (1D الشكل). <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. التصنيع الكهربائي الجمعية. (A) واحدة القطب الفرق التي تتألف من أسلاك مطوية والملتوية مع غاياتها المضمون مع الشريط. (ب) الملتوية أقطاب الفرق اثنين معا ، وترك مساحة في نهايات مبرومة. وينبغي استخدام الشريط أو وضع علامات ملونة مختلفة أخرى لتحديد الغايات. (ج) جميع أقطاب الفرق four دمجها في التجمع قطب واحد تشكيل كابل واحد مع فروع مستقلة من الأقطاب الكهربائية الفردية في كل نهاية ، التي تحمل ألوان متميزة من الشريط. (د) الشكل النهائي التجمع الكهربائي. على اليسار ، وهناك تسجيلات لكرة لولبية من السنانير والأسلاك الأرضية لكل الفرق الكهربائي. على اليمين ، وقد تم ملحوم دبابيس من ذهب للموصل الأسلاك للتوصيل مكبر للصوت. كما تم على الكرة رسو الغراء السيليكون توضع نحو الجانب الأيسر من التجمع. </li></ol> 2. إعداد الحيوانية للزراعة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد حيوان الصحية التي تزن حوالي 450g - 350. ردا على قطع صغيرة من الأعشاب البحرية ، وينبغي أن تولد لدغات الحيوانات على فترات تتراوح بين 3 إلى 5 ثوان. وينبغي لعملية جراحية كاملة مع زرع قطب كهربائي يستغرق نحو ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتخدير الحيوانات ، وذلك مع ضخ 30 ٪ ث / ت 2 MgCl متساوي التوتر. لمنع فقدان الدملمف وMgCl 2 ، يمكن المغلفة في موقع الحقن superglue قبل إزالة الإبرة. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2. رسم تخطيطي يظهر كيفية دبس الحيوان لزرع قطب كهربائي ، وموقع للشق (المشار إليها بواسطة شريط). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع تخدير الحيوان في علبة مع تشريح القدم إلى أسفل. يواجه رئيس الحيوانية ، والتحول إلى منطقة الخياشيم مثل يسارك أن هذا الحيوان هو جزئيا على جانبها ، ويميل بعيدا. دبوس باستمرار مخالب الأمامي (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان درج على مرحلة مجهر تشريح. دعم الدرج في زاوية 20 درجة تقريبا لرفع الرأس وجمع الدملمف في الذيل ، وبعيدا عن الشق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص تشريح ، بدء شق قليلا إلى يمينك لبقعة العين وتمديده من 1 إلى 1.5cm الأمامية. استخدام الكامشات تعلق على حواف علبة لعقد فتح شق (الشكل 2 ؛ بار بالقرب علما شق بقعة العين تشير). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفضح الشامل الشدق ، استخدم ملقط لرفع واضحة تحت الغشاءالجلد واستخدام مقص لقطع فتح شق التصفح الرئيسية. شد حواف الغشاء في الكامشات. </li></ol> 3. زرع قطب كهربائي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان التجميع الكهربائي على micromanipulator وتحريكه عبر شق الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العصب radular هو الأكثر صعوبة في الوصول ، وينبغي معالجتها أولا. هناك خياران للوصول إلى العصب radular. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخيار الأول ، وهو الأفضل ، هو أن ننظر تحت العقدة بين الشدق BN1 وBN2. إذا فرع من العصب radular مرئيا ، غرامة استخدام الملقط ذات الرؤوس منحنية الى ربط لاخراج لفرع (الشكل 3 ، حلقة من RN تحت العقدة المسماة 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا فرع من العصب radular لا يمكن الوصول إليه أعلاه في العضلات ، والخيار الثاني هو الوصول إليه عن طريق شق صغير في I2 بجوار النسيج الضام في قاعدة العقدة الشدق (الشكل 3 ، RN تحت العضلات المسمى 2). يجب أن يكون في شق I2 تذهب من خلال طبقتين من العضلات I2. التمسك حافة شق العضلات مع ملقط على التوالي ، واستخدام الملقط لسحب مكلب بغصن RN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين عقد العصبية مع ملقط مدمن مخدرات ، واستخدام مجموعة مختلفة من ملقط لمعالجة ربط الكهربائي على العصب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام micromanipulator لرفع هوك بحيث يتم رفع العصب حتى بعيدا عن الكتلة الشدق واضحة في أي الأعصاب أو الأنسجة. لا تنهك الأعصاب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجفيف الكهربائي باستخدام كيم مسح أو شفط السوائل الزائدة قبالة مع حقنة. يمكن أن يسبب التوتر الماء عصب للانهيار على نفسه ، أو ختم الماء لتكوين تحت العصبية. في كلتا الحالتين ، يجب أن تكون المنطقة جافة تماما قبل تطبيق الغراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق الداب صغيرة من حيث superglue قاعدة هوك على اتصال مع الجزء السفلي من العصبية. تطبيق قطرة من المياه المالحة أو Aplysia الدملمف لتعيين superglue. عندما الغراء هو شيء يجب أن يتم نقل الرطب حيث أن الحصول على الغراء بين الأسلاك وإحصار العصب الربط الكهربائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجفيف ربط مرة أخرى. مزيج كويك سيل الغراء ، على وضع كيس من الثلج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام غيض من دبوس لتطبيق كمية صغيرة من الغراء ، كويك سيل ، التي تغطي تماما أي سلك مكشوف من ورطتها ، ولكن ليس السلك الأرض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للالغراء لتعيين لنحو 5 دقائق ، وإعادة تعديل الغراء اذا ابتعدت عن أجزاء من ورطتها. تم تعيين الغراء عندما لم يعد العصي عندما تطرق مع دبوس (الشكل 4 يبين التكوين النهائي). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حالما يتم تعيين القطب radular العصب ، ويمكن الوصول إلى العضلات I2. في المنطقة الواقعة بين BN1 وBN2 ، استخدم ملقط مكلب ربط وفصل 2 عصابات عضلة I2 عن باقي العضلات عن طريق سحب بلطف صعودا العصابات. إرفاق الكهربائي باستخدام نفس الإجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم الوصول إليها بسهولة الأعصاب الشدق 2 و 3 ، وترفق مع أقطاب نفس الإجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة فقط هي التي تعلق الأقطاب ، الشريحة التجميع الكهربائي في الحيوان حتى مرساة السيليكون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة الفتحة مغلقة حول كابل كهربائي جاحظ ، والحفاظ على الربط داخل الحيوان. Superglue الغرز لضمان ختم جيدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج نصائح موصل الذهبية في الطرف الآخر من القطب الى كتلة صغيرة من الراتنج. عودة الحيوان إلى الخزان الرئيسي في حاوية العزلة الهوائية ليلة وضحاها الانتعاش. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="الشكل 3" /> الشكل 3. رسم تخطيطي لجهاز تغذية Aplysia المعروفة باسم كتلة الشدق. أظهرت هي الأعصاب الشدق (BN1 ، BN2 ، BN3) ، العصب radular (RN) أن يخرج من أسفل العقدة الشدق ، ثم يغرق تحت العضلات ، والموقع على العضلات I2 حيث يعلق القطب. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="الشكل 4" /> الشكل 4. رسم تخطيطي للقطب واحد يعلق على العصب (أو العضلات) ولصقها في المكان. علما ان المنطقة دي معزول من كرة لولبية من ورطتها في اتصال مباشر مع العصب (أو العضلات) التي ترسو في مكان مع superglue ، ومعزولة كهربائيا من المتوسط ​​السائل باستخدام كويك السيل. نلاحظ أيضا أن ما يتعرض له من طرف deinsulated القطب الأرض إلى المتوسطة السوائل. 4. تسجيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتأقلم هذا الحيوان في وعاء الهوائية بينما تعلق على معدات لتسجيل ما لا يقل عن 1.5 ساعة. رصد إشارة بينما الحيوان هو التأقلم للتحقق من أن جميع أقطاب يعملون وأن مستويات الضوضاء المنخفضة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام كاميرا فيديو لتسجيل سلوك التغذية أثناء استخدام جهاز الكمبيوتر لتسجيل الاشارات العصبية من الأقطاب والعضلات. مزامنة الفيديو والتسجيلات الكهربائي باستخدام إشارة الموجة التي تسيطر على الساحة الرقمية في عداد عرض الكاميرا في حين سجلت في نفس الوقت على أنها قناة إضافية على الكمبيوتر في Axoscope. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التغذية والسلوكيات التي تسببها التقنيات ديscribed في مورتون وChiel 1993. </li></ol> على الرغم من الحيوانات اللافقارية لا تتطلب موافقة رسمية من قبل المؤسسات واستخدام الحيوانات لجنة الرعاية ، ولقد تأكدنا من أن كل العلاجات من Aplysia تقليل الضرر والمعاناة على الحيوان ، والتي تتم كل التقنيات الجراحية في حين أن الحيوان هو تخدير كامل. ممثل النتائج <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="الشكل 5" /> الشكل 5 : (أ) في وقت واحد وأربعة من تسجيلات قناة العضلات (العضلات منقلة I2) ، وأعصاب من ثلاثة الشدق (العصب radular ، RN ، الشدق العصب 2 ، BN2 ، والعصبية الشدق 3 ، BN3) خلال استجابة البلع. (ب) الإطار لا يزال من تسجيل فيديو في وقت واحد من الحيوانات تتصرف بحرية كما يبتلع الشريط قبل القطع الأعشاب البحرية (0.5 سم في العرض) ، والتي تميزت في فترات 0.5 سم مع شرائط بيضاء بحيث تحركاتها يمكن تصور بسهولة كما والأعلاف الحيوانية.

<ol>
	<li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia.">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li><li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia.">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li><li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes.">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li><li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nbsp;Neuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica.">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li></ol>

ومن المبتكرات الرئيسية التي جعلت من هذه التسجيلات الناجحة هي التي تجمع بين الأقطاب في كابل واحد. وقد استخدمت تسجيلات القطب اثنين من قبل ، ولكن التوسع إلى أربعة أقطاب الفردية أسفرت عن تشكيل الالتصاقات الجراحية التي كثيرا ما تمنع الحيوان من صنع الحركات التغذية الطبيع?...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Enamel coated stainless steel wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>0.001D, coating h</td>
</tr>
<tr>
<td>Household Silicone II Glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kwik-Sil Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duro Qwik-Gel superglue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Henkel corp.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A-M Systems model 1700 amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Filter settings:100-1000Hz nerves,10-1000Hz I2 muscle</td>
</tr>
<tr>
<td>Axoscope 10.1</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Pins</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3148/1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Sockets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3149/1</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrode fabrication and implantation in aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals

التسجيل من الأعصاب والعضلات الرئيسية لل<em&gt; Aplysia</em&gt; التغذية خلال السلوك يسمح لنا لدراسة أنماط السيطرة العصبية في حيوان سليم. في الوقت نفسه من تسجيل العديد من الأعصاب والعضلات يعطينا معلومات دقيقة حول توقيت النشاط العصبي. وقد عملت وسائل تسجيل سابقة للقطبين ، ولكن دراسة الأعصاب أو العضلات الإضافية المطلوبة ، والجمع بين المتوسط ​​تسجيلات متعددة من الحيوانات ، الأمر الذي جعل من الصعب تحديد التفاصيل الدقيقة للتوقيت والإلغاء ، وذلك بسبب التباين من الاستجابة إلى الاستجابة ، ومن حيوان إلى حيوان. زرع أقطاب كهربائية four فرد لديه نسبة النجاح منخفضة للغاية نظرا لتشكيل الالتصاقات التي تمنع الحيوانات من أداء الحركات التغذية الطبيعية. طورنا طريقة جديدة لتصنيع الكهربائي الذي يقلل من الجزء الأكبر من أقطاب داخل الحيوان السماح للحركات التغذية الطبيعية. باستخدام مزيج من المواد اللاصقة لتوصيل الأقطاب الكهربائية النتائج في العزل أكثر موثوقية من القطب الذي يستمر لفترة أطول ، مما يجعل من الممكن أن يسجل لفترات ما دام اسبوع. ويمكن توسيع نطاق تقنية التصنيع التي وصفنا لدمج عدة أقطاب كهربائية إضافية ، ويمكن أن يطبق على الحيوانات الفقارية.

Watch this Scientific Journal Video about Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals at JoVE.com

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

يوصف تقنية لزرع four<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; كهربائية لرصد مراقبة السلوك العصبي العضلي في التغذية<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

تصنيع وزرع قطب كهربائي في Aplysia californica لتسجيلات متعدد القنوات العصبية والعضلات في الحيوانات ، ويتصرف بحرية سليمة

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

electrode-fabrication-implantation-aplysia-californica-for-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

13.0K Views.  Case Western Reserve University. يوصف تقنية لزرع four في الجسم الحي كهربائية لرصد مراقبة السلوك العصبي العضلي في التغذية Aplysia californica.

Video: Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

عالية الكثافة تسجيلات EEG من الفئران تتحرك بحرية باستخدام بوليميد المستندة Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

تصميم و تركيب وميكرودريفي الترا ضوء الميكانيكية للتسجيلات العصبية المزمنة في الحيوانات الصغيرة

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

على<em&gt; في المختبر</em&gt; إعداد والحث على تسجيل البرامج موتور تغذية مع الحركات الفسيولوجية في<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

تحديد الخلايا العصبية الحركية خارج الخلية لعضلة حمام سباحة للسيارات في<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

عزل الخلايا العصبية الحسية من<em&gt; Aplysia californica</em&gt; للحصول على التسجيلات المشبك التصحيح من التيارات الجلوتاميرجي

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

إجراء لغرس صالحة المنظمة من Microwires للتسجيلات واحدة وحدة في استيقظ، تتصرف الحيوانات

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

تصميم وتصنيع وخفيفة الوزن، قابل للتعديل تحقيقات متعددة القطب للتسجيلات الكهربية في الفئران

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

تسجيلات المحتملة مقولة البصرية في الفئران باستخدام الجاف غير الغازية متعدد القنوات فروة الرأس الاستشعار EEG

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

التسجيلات المتزامنة الإمكانات الميدانية المحلية القشرية، ورسم القلب، اليكتروميوجرام وإيقاع من الفئران تتحرك بحرية في التنفس

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

الصراع الحسي طويلة الأجل في التصرف بحرية الفئران

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...