בהכרת תודה אנו מודים תמיכה מ-NIH (NS047073 אל בג&quot;ץ). כמו כן, אנו מודים קתרין Kehl לניסויים המוקדמות שלה עם Kwik-סיל, אשר עודדו אותנו להשתמש בו עבור היישום שלנו.

1. אלקטרודה ייצור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי ליצור את האלקטרודה, להשתמש במספריים לחתוך חתיכת אמייל מצופים 0.001 אינץ חוט נירוסטה בקוטר של כ - 2 מטרים. צרף כדור קטן של מרק לכל קצה החוט, מקפלים את החוט לשניים, לסובב את הקצוות כדי ליצור זוג שזור, המכונה אלקטרודה ההפרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סרט בשני קצותיו של חוט כדי למנוע נפרמים. הפוך את ההפרש ארבע אלקטרודות, באמצעות צבע שונה של קלטת של כל אלקטרודה ההפרש למטרות זיהוי (איור 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טוויסט שני אלקטרודות ההפרש יחד, ומשאיר סנטימטרים untwisted בצד אחד 1 ס&quot;מ בצד השני. חזור עם זוג הנותר של אלקטרודות ההפרש (איור 1B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טוויסט שני סטים של שתי אלקטרודות ההפרש יחד, מוודא כי המטרה להישאר untwisted. החזק את הרכבה אלקטרודה וליישם סיליקון דבק משק בצומת של ארבע אלקטרודות ההפרש, והשאיר מסתיים החופשי. חכה ולאפשר הדבק להתייבש במשך 4 שעות לפחות (תרשים 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבודד את הענפים, להניח את הרכבה האלקטרודה על משטח שטוח, מטלטלין כגון חתיכת עץ. מניפה את הקצוות ולהבטיח להם את הקלטת. השתמש חתיכה קטנה של פלסטיק להעלות את הרכבה אלקטרודה ממש לפני סניפים, ובטוחה כי עם הקלטת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב מיקרוסקופ לנתח, להשתמש במלקחיים כדי מעיל הענפים עם דבק סיליקון. 1 אינץ&#39; מסתיים ארוך יהיה בתוך החיה, ולכן הם צריכים מעיל דק מאוד של דבק. אפשר הדבק להתייבש לפחות 3 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קצר את סוף 1 אינץ&#39; ארוכה של האלקטרודה אחד ההפרש לשני סנטימטרים. על כל חוט, הסר 1cm של סיליקון אמייל. קורל חוט אחד חשוף לתוך וו הקלטה. לכופף את חוט השני מעלה הרחק הוו, זה יהווה חוט הקרקע. חזור במשך שלוש אלקטרודות הנותרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר אחת מארבע אלקטרודות על קצה 2 אינץ. שימוש במלקחיים כדי לגרד את אמייל סיליקון, חשיפת 1cm של חוט חשוף נירוסטה על כל אחד 2 חוטים. הלחמה זהב מחבר אחד משני חוטים. השתמש חתיכת סרט במעבדה כדי להבטיח את הסוף ולשמור על הפרדה בין הקרקע סיכות ההקלטה. חזור במשך שלוש אלקטרודות הנותרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף כדור 1-2cm של דבק סיליקון כבל, כ -1.5 ס&quot;מ מהקצה וו לעגן את האלקטרודות בתוך החיה. לייבוש למשך שעה אחת לפחות (1D איור). <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. האסיפה ייצור אלקטרודה. (א) אלקטרודה בודדת ההפרש הכולל חוט מקופל ומפותל עם הקצוות שלו מאובטח עם הקלטת. (ב) שתי אלקטרודות ההפרש מעוות יחד, והשאיר חלל untwisted בקצוות. סרט בצבעים שונים או אחרת סימון צריך לשמש כדי לזהות את הקצוות. (ג) כל אלקטרודות ההפרש four לשלב ההרכבה אלקטרודה בודדת להרכיב כבל יחיד עם סניפים נפרדים של אלקטרודות בודדים בכל קצה, המסומנים בצבעים שונים של הקלטת. (ד) טופס הרכבה הסופי של האלקטרודה. מצד שמאל, יש מכורבלת ווים הקלטות וחוטי הקרקע של כל אלקטרודה ההפרש. מימין, הפינים זהב כבר מולחמים החוטים לחיבור המגבר. כדור עיגון של סיליקון דבק גם הונחה כלפי הצד השמאלי של הרכבה. </li></ol> 2. הכנת בעלי חיים להשתלה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בעל חיים בריא שוקל כ 350-450. בתגובה חתיכות קטנות של אצות, החיה צריך ליצור עקיצות במרווחים של בין 3 עד 5 שניות. ניתוח להשלים עם השתלת אלקטרודה צריך לקחת כשעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להרדים את החיה, להזריק את זה עם 30% w / v איזוטוני MgCl 2. כדי למנוע אובדן של hemolymph ו MgCl 2, הזריקה יכולה להיות מצופים בדבק לפני הסרת המחט. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2. תרשים סכמטי המציג את האופן שבו היא חיה ניצח עבור השתלת אלקטרודה, ואת המיקום של החתך (מסומן על ידי בר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את החיה הרדים את במגש דיסקציה עם הרגל שלה למטה. מול ראש החיה על, משמרת את אזור הזימים עד כה שמאל שהחיה היא חלקית על צידו, נשען לאחור. להצמיד את זרועות קדמית (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המגש על הבמה של מיקרוסקופ לנתח. הנכס את המגש בזווית של כ 20 מעלות להעלות את הראש לאסוף את hemolymph בזנב, הרחק מן החתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים לנתיחה, להתחיל חתך מעט ימינה שלך eyespot ולהרחיב אותו 1 עד 1.5cm anteriorly. השתמש retractors המצורפת את הקצוות של המגש כדי להחזיק את החתך פתוח (איור 2: חתך ליד בר לב eyespot המצביעים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לחשוף את מסת buccal, להשתמש במלקחיים כדי להרים את הקרום מתחת ברוראת העור מספריים להשתמש כדי לחתוך פתח תואמים את החתך המרכזי. טאק את הקצוות של הממברנה לתוך retractors. </li></ol> 3. אלקטרודה השרשה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את האלקטרודה על הרכבה micromanipulator והעבר אותו על החתך של החיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העצב radular הוא הקשה ביותר לגישה, ויש ניגש הראשון. ישנן שתי אפשרויות לגישה העצב radular. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האפשרות הראשונה, שהיא עדיפה, היא להסתכל תחת הגנגליון buccal בין BN1 ו BN2. אם ענף של העצב radular גלוי, להשתמש קנס שקצהו מלקחיים כפופות לתוך וו להרים את ענף (איור 3, לולאה של RN תחת הגנגליון שכותרתו 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם ענף של העצב radular אינו נגיש מעל השריר, האפשרות השנייה היא לגשת אליו דרך חתך קטן I2 ליד רקמת החיבור בבסיס הגנגליון buccal (איור 3, RN מתחת לשריר שכותרתו 2). החתך I2 חייב לעבור שתי שכבות של שריר I2. תחזיק את הקצה של חתך השריר עם מלקחיים ישר להשתמש במלקחיים מכור לשלוף ענף RN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד מחזיק את העצב עם מלקחיים מכור, השתמש קבוצה שונה של מלקחיים כדי לתפעל את הקרס על אלקטרודה לעצב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש micromanipulator להעלות את הקרס כך העצב הוא הרים מן המסה buccal וברור של כל עצבים או רקמות אחרות. לא להתמתח יתר על המידה את העצב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את האלקטרודה באמצעות קים, נגבו או יניקה את עודף הנוזלים בעזרת מזרק. מתח מים יכול לגרום להתמוטטות עצבים על עצמה, או חותמת מים כדי ליצור תחת העצב. בכל מקרה, האזור צריך להיות יבש לחלוטין לפני דבק מוחל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלת טיפה קטנה של דבק מגע היכן הבסיס של הקרס נמצא במגע עם החלק התחתון של עצב. החל ירידה של Aplysia מלוחים או hemolymph להגדיר בדבק. כאשר הדבק אינו רטוב יש להעביר כפי מקבל דבק בין חוט עצבים יחסום את החיבור החשמלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את הקרס שוב. מערבבים Kwik-סיל דבק על חבילת קרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש קצה סיכה להחיל כמות קטנה של דבק Kwik-סיל, המכסים לחלוטין כל חוט חשוף של הקרס, אך לא את החוט הקרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר להדביק את להגדיר כ -5 דקות, מתקנים את הדבק אם זה מתרחקת ממקטעים של הקרס. דבק מוגדר כאשר מקלות כבר לא כאשר נגע עם הסיכה (איור 4 מראה את התצורה הסופית). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר אלקטרודה עצב radular מוגדר, השריר I2 ניתן לגשת. באזור בין BN1 ו BN2, להשתמש במלקחיים מכור להתחבר כדי להפריד 2 להקות של שריר I2 משאר חלקי בשריר על ידי משיכתו בעדינות הלהקות כלפי מעלה. צרף את האלקטרודה באמצעות ההליך אותו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצבים buccal 2 ו -3 ניתן לגשת בקלות אלקטרודות מחוברות עם הליך זהה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שכל האלקטרודות מחוברות, להחליק את הרכבה אלקטרודה לתוך החיה עד עוגן הסיליקון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר החתך נסגר סביב הכבל אלקטרודה בולטות, שמירה על עוגן בתוך החיה. הפלא את התפרים, כדי להבטיח אטימה טובה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את עצות מחבר זהב בקצה השני של האלקטרודה לתוך בלוק קטן של קלקר. מחזירים את החיה למיכל הראשי במיכל בידוד סודה עבור לילה התאוששות. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3. דיאגרמה של המנגנון האכלה Aplysia המכונה מסת buccal. המוצגים הם עצבים buccal (BN1, BN2, BN3), העצב radular (RN) כי היציאות בתחתית הגנגליון buccal, ולאחר מכן צולל מתחת לשריר, ואת המיקום על השריר I2 שבו אלקטרודה מחוברת. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="איור 4" /> איור 4. תרשים סכמטי של אלקטרודה אחת מחוברת עצב (או שריר) ו דבוק במקום. שים לב לאזור מבודד של דה וו מכורבלת נמצא בקשר ישיר עם העצב (או שריר), המעוגן במקום עם דבק מגע, ומבודד חשמלית ממדיום את הנוזל באמצעות Kwik-סיל. שים לב גם כי קצה deinsulated של האלקטרודה הקרקע חשופה מדיום הנוזלים. 4. הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאקלם את החיה במיכל סודה בעוד מחובר ציוד ההקלטה לפחות 1.5 שעות. צג את האות בעוד החיה הסתגלות כדי לוודא כי כל אלקטרודות עובדים וכי רמות רעש נמוכות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במצלמת וידאו כדי לתעד התנהגות האכלה תוך כדי שימוש במחשב כדי להקליט אותות עצביים האלקטרודות ושרירי. סנכרן את הקלטות וידאו באמצעות אלקטרודה אות גל מרובע השולט מונה דיגיטלי בתצוגה את המצלמה בזמן שהוא נרשם בו זמנית כערוץ נוסף במחשב ב Axoscope. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האכלה התנהגויות שהושרו על ידי טכניקות דהscribed ב מורטון Chiel 1993. </li></ol> אמנם בעלי חיים חסרי חוליות שאינם דורשים אישור רשמי על ידי שימוש בבעלי חיים מוסדיים ועדה לטיפול, עלינו להבטיח כי כל הטיפולים של Aplysia למזער את הפגיעה והסבל לחיה, וכי כל טכניקות ניתוחיות מתבצעות בעוד החיה בהרדמה מלאה. נציג תוצאות <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="איור 5" /> איור 5.) A (סימולטני הקלטות ערוץ לארבעה שריר (השריר מד I2), וכן משלושה עצבים buccal (העצב radular, RN, עצב buccal 2, BN2, ואת העצב buccal 3, BN3) במהלך בתגובה בליעה. (ב) מסגרת עדיין הקלטת וידאו סימולטני של החיה בחופשיות מתנהג כפי שהוא בולע אצות שנחתך מראש פוזרו רצועה (0.5 ס&quot;מ רוחב), אשר סומן על 0.5 ס&quot;מ במרווחים עם להקות לבן כך תנועותיו ניתן דמיינו בקלות כמו החיה הזנות.

<ol>
	<li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia.">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li><li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia.">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li><li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes.">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li><li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nbsp;Neuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica.">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li></ol>

חדשנות מפתח שהפכה הקלטות הללו מוצלח הוא שילוב של אלקטרודות לתוך כבל אחד. שתי הקלטות אלקטרודה שימשו בעבר, אך מתרחבת עד ארבע אלקטרודות הפרט הביאה להיווצרות הידבקויות כירורגית שלעתים קרובות מנעו מן החי עושה תנועות האכלה רגילה. השילוב בין האלקטרודות לתוך כבל אחד מקטין א...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Enamel coated stainless steel wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>0.001D, coating h</td>
</tr>
<tr>
<td>Household Silicone II Glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kwik-Sil Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duro Qwik-Gel superglue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Henkel corp.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A-M Systems model 1700 amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Filter settings:100-1000Hz nerves,10-1000Hz I2 muscle</td>
</tr>
<tr>
<td>Axoscope 10.1</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Pins</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3148/1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Sockets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3149/1</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrode fabrication and implantation in aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals

הקלטה של ​​העצבים והשרירים העיקריים של<em&gt; Aplysia</em&gt; במהלך התנהגות האכלה מאפשרת לנו ללמוד את דפוסי השליטה העצבית חיים שלמים. במקביל להקלטה מתוך העצבים והשרירים מרובים נותן לנו מידע מדויק על העיתוי של פעילות עצבית. שיטות הקלטה קודמים עבד עבור שתי אלקטרודות, אבל את המחקר של עצבים או שרירים נוסף נדרש שילוב ממוצעים של ההקלטות של בעלי חיים רבים, אשר הקשו על מנת לקבוע הפרטים הקטנים של עיתוי בהדרגה, בגלל השתנות מן כתגובה, ומתוך חיה לחיה. השתלת ארבע אלקטרודות אדם בעל שיעור הצלחה נמוך מאוד עקב היווצרות של הידבקויות המונעות חיות מלבצע תנועות האכלה רגילה. פיתחנו שיטה חדשה של ייצור אלקטרודה המפחיתה את חלק הארי של האלקטרודות בתוך החיה ומאפשר תנועות האכלה רגילה. באמצעות שילוב של דבקים לצרף את התוצאות אלקטרודות בידוד אמין יותר של האלקטרודה אשר נמשך זמן רב יותר, כך שניתן להקליט לתקופות עוד שבוע. טכניקת ייצור שאנו מתארים ניתן יהיה להרחיב לשלב אלקטרודות נוספות אחדות, תהיה ישימה בעלי חיים בעלי חוליות.

Watch this Scientific Journal Video about Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals at JoVE.com

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

הטכניקה מתוארת עבור השתלה four<em&gt; In vivo</em&gt; אלקטרודות לפקח על השליטה neuromuscular התנהגות האכלה<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

אלקטרודה ייצור השרשה ב Aplysia californica עבור הקלטות רב ערוצי עצבית ושרירי ב, חיים שלמים חופשי מתנהג

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

electrode-fabrication-implantation-aplysia-californica-for-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

13.0K Views.  Case Western Reserve University. הטכניקה מתוארת עבור השתלה four In vivo אלקטרודות לפקח על השליטה neuromuscular התנהגות האכלה Aplysia californica.

Video: Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

בצפיפות גבוהה הקלטות EEG של העכברים לנוע בחופשיות באמצעות polyimide מבוססי microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

תכנון והרכבה של Microdrive קל במיוחד ממונע להקלטות עצביות כרוניות בבעלי חיים קטנים

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

<em&gt; במבחנה</em&gt; הכנה להפקה והקלטה של ​​תוכניות רכב האכלה עם תנועות פיסיולוגיות<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Extracellularly זיהוי תאי עצב מוטורי לשריר בברכת מוטור<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

בידוד של נוירונים חושיים של<em&gt; Aplysia californica</em&gt; להקלטות מהדק תיקון של זרמי glutamatergic

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

הליך השתלת מערכים מאורגנים של Microwires להקלטות יחידה אחת בAwake, מתנהגת בעלי חיים

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

עיצוב וייצור של Ultralight משקל, בדיקות Multi-אלקטרודה מתכוונן לקלטות אלקטרו בעכברים

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

חזותי הקלטות פוטנציאליים עורר בעכברים באמצעות ערוץ מרובה לא פולשנית יבש בקרקפת EEG חיישן

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

הקלטות סימולטני של פוטנציאל קורטיקלית שדה מקומי, רל, Electromyogram נושם קצב מעכברוש נעה בחופשיות

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

הקונפליקט חושי לטווח ארוך באופן חופשי להתנהג עכברים

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...