우리는 기꺼이 NIH (NS047073에 HJC)의 지원을 인정합니다. 우리는 또한 우리의 어플 리케이션을 위해 사용하는 것이 좋습니다 퀵 - 실상과 그녀의 초기 실험 캐서린 캘에 감사하고 있습니다.

1. 전극 제작 <ol><li> 전극을 만들려면, 약 2 미터 정도의 에나멜 코팅 0.001 인치 직경 스테인레스 스틸 와이어의 한 조각을 잘라 가위를 사용합니다. , 와이어의 각 끝에 퍼티의 작은 공을 첨부 절반 와이어를 접어, 그리고 트위스트 페어를 만들 끝을 스핀, 차등 전극했다. </li><li> 테이프는 별을 이루는 물질을 방지하기 위해 전선의 끝을 모두. 식별을 위해 각 차동 전극 (그림 1A)에 대한 테이프의 다른 색상을 사용하여 네 미분 전극을 확인하십시오. </li><li> 이인치를 떠나 함께 미분 전극의 트위스트 두 상대방에 한쪽 끝을 1 인치에 untwisted. 차동 전극의 나머지 쌍 (그림 1B)와 반복합니다. </li><li> 엔드 untwisted 남아 있는지 확인하고, 두 차동 전극의 두 세트를 트위스트. 전극 어셈블리를 잡고 끝까지 무료로 떠나, 네 개의 차동 전극의 교차점에서 가정용 실리콘 접착제를 적용합니다. 잠깐 만요 및 접착제는 최소한 4 시간 (그림 1C)에 대한 건조하실 수 있습니다. </li><li> 가지를 보온하려면, 나무 같은 조각은 평평, 이동, 표면에있는 전극 어셈블리를 내려 놓 아라. 끝을 밖으로 팬 테이프를 확보. 그냥 가지 전에 전극 어셈블리를 강화하고, 그 테이프 확보 플라스틱의 작은 조각을 사용합니다. </li><li> 해부 현미경에서 실리콘 접착제로 코팅 나뭇가지를 집게를 사용합니다. 1 인치 길이 끝이 동물 내부 것입니다, 그래서 그들은 접착제의 매우 얇은 코팅이 있어야합니다. 접착제 적어도 3 시간 동안 건조하실 수 있습니다. </li><li> 이cm 하나의 차동 전극의 1 인치 길이 끝이 짧게. 각각의 와이어에 실리콘과 에나멜의 1cm를 제거합니다. 레코딩을위한 후크 하나의 나선 컬. 후크의 다른 전선을 구부 멀리, 이것은 접지 와이어 역할을합니다. 나머지 세 전극에 대해 반복합니다. </li><li> 2 인치 엔드에 네 개의 전극 중 하나를 선택합니다. 실리콘을 다쳤고, 그리고 2 개의 와이어의 각 베어 스테인레스 스틸 와이어의 1cm를 노출에서 에나멜을 집게를 사용하십시오. 두 와이어 각 솔더 골드 커넥터. 끝부분을 확보하고 지상과 녹음 핀 사이의 분리를 유지하기 위해 실험실 테이프의 조각을 사용합니다. 나머지 세 전극에 대해 반복합니다. </li><li> 훅 엔드에서 약 1.5 인치 동물 이내에 전극을 고정하는 케이블에 실리콘 접착제의 1~2cm 볼을 연결합니다. 적어도 한 시간 (그림 1D)에 대한 건조하실 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 전극 어셈블리 제조. (A) 단일 차동 전극은 테이프와 함께 보안의 끝을 함께 접힌과 뒤틀린 와이어로 구성된. (B) 두 개의 차동 전극 끝에 untwisted 공간을 떠나 함께 트위스트. 다른 색깔의 테이프 또는 다른 표시는 끝을 식별하는 데 사용해야합니다. (C) 네개의 차동 전극 테이프가 독특한 색깔로 표시된 각 끝에있는 각각의 전극 별도의 지점과 함께 하나의 케이블을 형성 단일 전극 어셈블리로 결합. (D) 최종 전극 어셈블리의 형식입니다. 왼쪽에서, 각 차동 전극을위한 녹음 및 접지 와이어에 대한 갈고리를이 모습을 드러냅니다 있습니다. 오른쪽, 골드 커넥터 핀은 앰프에 연결하기위한 전선에 납땜했습니다. 실리콘 접착제의 고정 공은 또한 어셈블리의 왼쪽으로 배치되었습니다. </li></ol> 2. 이식을 위해 동물의 준비 <ol><li> 350~450그램에 대한 무게 건강한 동물을 선택합니다. 다시마 작은 조각에 대응, 동물은 5 ~ 3시 사이에 초 간격으로 물기를 생성해야합니다. 전극 이식과 전체 수술은 한 시간 정도 소요됩니다. </li><li> 동물을 마취시키기 위해서, 30 % W / V isotonic MgCl 2를 주사. hemolymph 및 MgCl 2의 손실을 방지하기 위해 사출 사이트는 바늘을 제거하기 전에 superglue에 코팅하실 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 도식 동물 전극 이식에 대한 고정된 방법을 보여주는 다이어그램과 절개의 위치 (막대로 표시). </li><li> 아래의 발에 절개 트레이에 anesthetized 동물을 배치. 동물 머리에 직면, 동물이 거리에 기대고, 그 측면에 부분입니다 왼쪽 등에 길 영역을 이동. 앞쪽에 촉수 (그림 2) 아래 핀. </li><li> 해부 현미경의 무대에 트레이를 놓습니다. 머리를 제고하고 멀리 절개에서 꼬리에 hemolymph를 수집하기 위해 약 20도 각도에서 트레이를 프로프. </li><li> 해부 가위를 사용하면, eyespot의 오른쪽에 약간의 절개를 시작하고 anteriorly 1.5cm로 1 확장. 절개 오픈을 보유하기 위해 트레이의 가장자리에 부착된 견인기 (; eyespot 나타내는 절개 근처에 참고 막대 그림 2)를 사용합니다. </li><li> 구강 미사를 노출하려면 아래 맑은 멤브레인 올려 포셉를 사용하여피부 및 사용 가위는 기본 절개와 일치하는 열기를 잘라합니다. 견인기에 막의 가장자리를 넣어. </li></ol> 3. 전극 이식 <ol><li> micromanipulator에 전극 어셈블리를 배치하고 동물의 절개를 통해 그것을 이동합니다. </li><li> radular 신경에 액세스하는 가장 어려운이며, 첫번째 접근해야합니다. radular 신경에 액세스하기위한 두 가지 옵션이 있습니다. </li><li> 바람직합니다 첫 번째 옵션은, BN1과 BN2 사이의 구강 신경절에 따라 볼 수 있습니다. radular 신경의 지점이 표시되면 (그림 3, 1 라벨 신경절 이하 RN의 루프) 지점을 리프트에 갈고리로 구부러진 미세 밀고 집게를 사용합니다. </li><li> radular 신경의 지점이 근육 이상 액세스할 수없는 경우 두 번째 옵션은 구강 신경절의 기초 (2 분류 근육 아래에 그림 3, RN)에있는 결합 조직 옆에 I2의 작은 절개를 통해 액세스할 수 있습니다. I2의 절개는 I2 근육의 두 레이어를 통과해야합니다. 스트레이트 집게와 근육 절개의 가장자리에 잡고 RN 지점을 잡아 줬습니다 집게를 사용합니다. </li><li> 갈고리 포셉로 신경을 잡고 있지만, 신경에 전극 후크를 조작하는 포셉의 다른 세트를 사용합니다. </li><li> 신경이 떨어져 구강 대량부터 해제되도록 후크를 마련하기 위해 micromanipulator를 사용하여 다른 신경이나 조직의 취소합니다. 신경을 overstretch하지 마십시오. </li><li> 주사기로 초과 유체에서 김 - 닦고 또는 흡입을 사용하여 전극을 건조. 워터 긴장 자체에 붕괴하는 신경, 또는 신경 아래의 양식에 물이 인감 발생할 수 있습니다. 접착제가 적용되기 전에 각각의 경우에,이 지역이 완전히 건조되어야합니다. </li><li> 후크의 기본은 신경의 바닥과 접촉에 superglue의 작은 소량을 적용합니다. superglue을 설정 Aplysia 호수 또는 hemolymph의 드롭을 적용합니다. 접착제이 젖었 아무것도로 이동해서는 안됩니다 때 와이어와 용기 사이에 접착제를 받고하면 전기 연결을 차단합니다. </li><li> 다시 미끼를 건조시킵니다. 얼음 팩 믹스 퀵 - 실 접착제. </li><li> 완전히 후크의 노출된 전선을 덮고있는 퀵 - 실 접착제의 작은 금액을 적용 핀의 팁,하지만 접지 와이어를 사용하십시오. </li><li> 접착제가이 미끼의 섹션에서 멀리 끌어 경우 접착제를 readjusting 5 분 정도로 설정되어 수 있습니다. 그것 더 이상 스틱은 (그림 4 최종 구성을 보여줍니다) 핀 만졌을 때 때 접착제가 설정됩니다. </li><li> radular 신경 전극이 설정되면, I2 근육에 액세스할 수 있습니다. BN1과 BN2 사이의 영역에서 후크에 푹 집게를 사용하여 부드럽게 위쪽으로 밴드를 당겨 근육의 나머지 부분에서 I2 근육의 2 밴드를 분리합니다. 동일한 절차를 사용하여 전극을 부착합니다. </li><li> 구강 신경 2와 3은 쉽게 액세스할 수 있으며, 전극은 같은 절차에 첨부됩니다. </li><li> 일단 모든 전극은 실리콘 앵커까지 동물에 전극 어셈블리를 슬라이드, 첨부합니다. </li><li> 절개는 동물 내부의 앵커를 유지, 튀어나온 전극 케이블 주위에 폐쇄 봉합해. 좋은 도장을 보장하기 위해 바늘을 Superglue. </li><li> 스티로폼의 작은 블록으로 전극의 다른 끝에있는 금색 커넥터 조언을 넣습니다. 복구 하룻밤에 대한 aerated 격리 컨테이너의 주요 탱크에 동물을 반환합니다. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. 구강 덩어리로 알려진 Aplysia 먹이 장치의 도표. 구강 신경 (BN1, BN2, BN3), 종료 구강 신경절의 하단은 다음 근육 아래 틈을되는 radular 신경 (RN)와 전​​극이 연결된 I2 근육의 위치를​​ 표시합니다. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="그림 4" /> 그림 4. 신경에 연결된 (또는 근육)과 장소에서 접착 단일 전극의 도식 다이어그램. 모습을 드러냅니다 후크의 드 절연 지역 superglue과 장소에 고정 신경 (혹은 근육)과 직접 접촉하고, 전기 퀵 - 실상을 사용하여 액체 매체에서 절연합니다. 접지 전극의 deinsulated 끝에이 유체 매체 노출되는도 있습니다. 4. 녹음 <ol><li> 최소 1.5 시간 동안 녹음 장비에 연결된 동안 aerated 컨테이너에있는 동물을 순응. 동물이 모든 전극 작동 및 소음 것을 적은 있는지 확인합니다 acclimating하는 동안 신호를 모니터링합니다. </li><li> 신경 및 근육 전극의 신호를 기록하기 위해 컴퓨터를 사용하는 동안 먹이 동작을 기록하기 위해 비디오 카메라를 사용합니다. 가 동시에 Axoscope에서 컴퓨터에 추가 채널로 기록되는 동안 카메라보기 디지털 카운터를 제어 평방 웨이브 신호를 사용하여 비디오 및 전극 기록을 동기화합니다. </li><li> 비헤이 비어를 수유하는 데 기술에 의해 elicited 아르모턴 앤드 Chiel 1993 년 scribed. </li></ol> 무척추 동물은 기관 동물 사용 및 관리위원회의 공식 승인을 필요로하지 않지만, 우리는 Aplysia의 모든 트리 트먼트가 손상을 최소화하고 동물에 고통, 그리고 동물이 완전히 anesthetized하는 동안 모든 수술 기법이 완료되는 것을 보장합니다. 대표 결과 <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="그림 5" /> 그림 5. (A) 근육 (분도기 근육 I2)의 동시 4 채널 레코딩, 그리고 삼키는 응답 중 세 구강 신경 (radular 신경, RN, 구강 신경 2 BN2 및 구강 신경이 3 BN3)에서. 자유롭게 행동 동물의 동시 비디오 녹화에서 (B) 여전히 프레임이 제비의 움직임과 같이 쉽게 시각 수 있도록 흰색 밴드 0.5 cm 간격으로 표시되었습니다 precut의 해초 스트립 (가로 0.5 ㎝)로 동물 피드.

<ol>
	<li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia.">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li><li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia.">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li><li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes.">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li><li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nbsp;Neuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica.">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li></ol>

이 음반이 성공적으로 만들었 주요 혁신 하나의 케이블로 전극을 결합합니다. 두 전극 기록은 이전에 사용 아니고 넷 개인 전극을 확대하는 것은 종종 정상적인 먹이의 움직임을 만들기에서 동물을 방해 수술 adhesions의 형성 결과되었습니다. 한 케이블에 전극을 결합하면 차례로 면역 반응을 감소 동물, 내부 전극의 대량 감소하고 동물보다 자유롭게 이동할 수 있습니다. 이 ...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Enamel coated stainless steel wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>0.001D, coating h</td>
</tr>
<tr>
<td>Household Silicone II Glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kwik-Sil Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duro Qwik-Gel superglue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Henkel corp.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A-M Systems model 1700 amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Filter settings:100-1000Hz nerves,10-1000Hz I2 muscle</td>
</tr>
<tr>
<td>Axoscope 10.1</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Pins</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3148/1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Sockets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3149/1</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrode fabrication and implantation in aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals

의 주요 신경 및 근육에서 녹음<em&gt; Aplysia</em&gt; 수유 동작하는 동안 우리는 손상 동물에서 신경 컨트롤의 패턴을 공부하실 수 있습니다. 동시에 여러 신경 및 근육에서 기록하는 것은 우리에게 신경 활동의 타이밍에 대한 정확한 정보를 제공합니다. 이전 녹음 방법은 두 전극 위해 일한 있지만, 추가적인 신경이나 근육의 연구는 응답에서 응답에 결합하고 있기 때문에 다양성의 어려운 타이밍 및 중단할의 훌륭한 세부 사항을 결정하기 위해 만들어진 여러 동물의 기록을, 평균 필요하고,의 동물을 동물. 네 개인 전극을 이온 주입하면 정상적인 먹이의 움직임을 수행로부터 동물을 방지 adhesions의 형성으로 인해 매우 낮은 성공률이 있습니다. 우리는 정상적인 먹이의 움직임에 대한 허용 동물 내부 전극의 대량 감소 전극 제조의 새로운 방법을 개발했습니다. 그것이 가능한 주일만큼 기간 동안 기록하고, 더 오래 지속 전극의보다 안정적인 절연의 전극 결과를 첨부 glues의 조합을 사용합니다. 우리가 설명하는 제조 기술은 몇 가지 추가적인 전극을 포함하도록 확장할 수있는, 그리고 동물을 척추에 적용할 것입니다.

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Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

기술은 넷 이온 주입에 대한 설명<em&gt; 생체내에</em&gt; 전극의 먹이 행동의 신경근육학 제어를 모니터링하는<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

의 전극 제작 및 주입 Aplysia californica 손상, 자유롭게 행동 동물의 다중 채널 및 신경 근육질 레코딩을위한

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

electrode-fabrication-implantation-aplysia-californica-for-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

13.0K 조회수.  Case Western Reserve University. 기술은 넷 이온 주입에 대한 설명 생체내에 전극의 먹이 행동의 신경근육학 제어를 모니터링하는 Aplysia californica.

비디오: Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Polyimide 기반 Microelectrode를 사용하여 자유롭게 이동 마우스의 고밀도 뇌파 레코딩

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

연구

신경과학

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

작은 동물의 만성 신경 레코딩을위한 초경량 동력 Microdrive의 설계 및 조립

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

<em&gt; 체외에서</em의 생리적 운동과 수유 모터 프로그램을 도출하도록 의도하고 녹음&gt; 준비<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Extracellularly의 근육 모터 풀에 모터 뉴런을 확인<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

의 감각 뉴런의 분리<em&gt; 군소 californica</em&gt; 글루타메이트 전류의 패치 클램프 녹음을위한

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

동물 행동하자, 깨어있는 단일 단위 레코딩을위한 Microwires의 조직 된 배열을 주입하기위한 절차

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

마우스의 전기 생리 녹음을위한 설계 및 초경량 무게의 제작, 조정 가능한 다중 전극 프로브

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

드라이 비-침략 적 멀티 채널을 사용 하 여 마우스에 비주얼 갖는 잠재적인 녹음 두 피 뇌 파 센서

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

대뇌 피 질의 로컬 필드 전위, 심전도, 치십시오, 그리고 자유롭게 움직이는 쥐에서 리듬 호흡의 동시 녹음

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

자유롭게 행동 하는 쥐에 장기 감각 충돌

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...