ويدعم هذا البحث من خلال تمويل من البرنامج ضمن الجدران من المعاهد الوطنية للصحة.

أولا خلية التحضير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتزرع الخلايا لالتقاء في DMEM مع FBS 10٪ حوالي 80٪ متكدسة 225 قارورة 3 سم في كل الفئران من 5 إلى أن مزروع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح وسائل الاعلام الخروج من الخلايا؛ غسل مع 10 مل من برنامج تلفزيوني بدون الكالسيوم أو المغنيسيوم. نضح PBS الخلايا قبالة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعرض للتريبسين الخلايا مع 3 مل من التربسين، انتظر 10-15 دقيقة، وتحييد التربسين مع 15 مل من وسائل الإعلام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماصة جميع الخلايا وسائل الاعلام الى مخروطي 50 مل. اثنين من قوارير كبيرة تنسجم مع واحدة مخروطية 50 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تدور الخلايا في 1600 دورة في الدقيقة لمدة 7 دقائق في 4 درجات مئوية. نضح تماما طاف. Resuspend الخلايا في 10 مل من برنامج تلفزيوني الباردة، وشطف الخلايا pipetting بلطف صعودا ونزولا. تأكد من أن الخلية يتم خلط بيليه بشكل موحد مع برنامج تلفزيوني. يجب أن يكون التعليق غائم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في هذا الوقت ويتم تعداد الخلايا باستخدام عداد كولتر. وطرد الخلايا مرة أخرى في 1600 دورة في الدقيقة لمدة 7 دقائق في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الطرد المركزي الثانية 2 من الخلايا، كماقرصان كل برنامج تلفزيوني وresuspend في 1 مل من برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ونسج الخلايا في 1ml من برنامج تلفزيوني في 3000 دورة في الدقيقة لمدة 10 دقيقة في 4 درجة مئوية. ويستنشق في برنامج تلفزيوني، ويضاف برنامج تلفزيوني لضبط تركيز النهائي ل1x10 6 في 5 ميكرولتر لU87 الخلايا، قد خطوط الخلايا الأخرى تتطلب عددا المختلفة، وتركيز الخلايا السرطانية للنمو الأمثل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الحصول على الحجم النهائي والتركيز وتحفظ الخلايا على الجليد في أنبوب إيبندورف. </li></ol> II. طعم أجنبي <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الماوس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفئران هي تخدير باستخدام مزيج من الحقن الكيتامين / زيلازين / المؤسسة العامة لتحلية. هذا الخليط هو 120 ملغم / كغم من الكيتامين، و 16 ملغم / كغم من Rompun والمالحة. يتم وزن الفئران بشكل فردي وإعطاء 0.1 مل لكل 10 جرام بناء على وزنهم. يعطى مخدر مع إبرة 26G المرفقة 1 مل حقنة IP. سوف يستغرق حوالي 15 دقيقة للفئران من أجل التوصل إلى مرحلة النوم لأية استجابة الألم. يمكنك التحقق من استجابة الألم للالفئران عن طريق معسر قاطع الطريق الخاصة بهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الفأر هو تخدير كامل، ويدير مرهم العين لعيونهم لمنعهم من الجفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم وضع الماوس على السرير من التجسيمي مع الأسنان العلوية الأمامية في الدرجة الأولى على شريط الفم. ثم يتم وضع السرير في التجسيمي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم وضع حارس أنف فوق الأنف الماوس، لمنع الحركة من الرأس، وأشرطة الأذن يتم وضع برفق في قنوات الأذن لدى الفئران. يجب الحرص على عدم القيام بأي وضع شريط الأنف أو الأذن أشرطة ضيقة جدا، كما قد كسر في الجمجمة و / أو منع الفأر من التنفس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن رأس الفأر هو مستوى استخدام علامات التجزئة على التجسيمي مفيد خلال هذه العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إلى الإعدادية يتم تطبيق اليود الماوس والكحول وprovidine بتحرر على رأس الماوس بالتناوب على ما مجموعه 3 تطبيق من التطبيقات الكحول و 3 من اليود. يتم تطبيق طلب واحد نهائي لوحة الكحول بنسبة 70٪ لتصل إلىالرأس. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء العمليات الجراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويجب تعقيم جميع الأدوات في الإجراء إما عن طريق جهاز الأوتوكليف أو تمرغ الصكوك في الايثانول 70٪ قبل البدء في هذا الإجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم إجراء شق على الجزء العلوي من الجمجمة وراء العين حق العودة بشكل مائل إلى اليسار الخلفي من الجمجمة. يجب أن يكون شق حوالي 10 ملم الى 15 ملم طويلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام Q-طرف، فصل ببطء شق لفضح الجمجمة ويمحو الغشاء الذي هو بين الجمجمة والجلد. استخدام Q-تلميح لطخة دم أي ومشاهدة لنزيف حاد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كشف الجزء العلوي من الجمجمة لتصور bregma. باستخدام محقنة نقطة هاملتون، وضعه على مدى bregma. الموضع الصحيح من الحفرة التي حفرها في الجمجمة هو 2 ملم وحق 1 ملم الأمامي من bregma (الشكل 2). ويستخدم الجراح شعر ذات الرؤوس علامة، التي يتم شراؤها عقيمة، للاحتفال موقع الحفرة التي حفرها. يرجى ملاحظة أن يقع حفرة على مقربة من 1terior خياطة خط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المقبل، حفر ثقب صغير في الجمجمة في موقف واضح باستخدام نقطة من إبرة 22G في إناء دبوس أو بنك الاحتياطي الفيدرالي من خلال إبرة 18G. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل 10 ميكرولتر زجاج هاميلتون المحاقن مع 5 ميكرولتر من الخلايا. الحقنة هاملتون هو 10 ميكرولتر مع 30G حادة إلى إبرة ثابت 33G المرتبطة به. تأكد من خلط الخلايا قبل تحميلها، إما عن طريق pipetting لهم أو باستخدام محقنة 1ml بإبرة 25G المرفقة. بعد تحميل حقنة هاملتون، وضعه مرة أخرى في الذراع على خط هذا الامر مع ثقب في الجمجمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض نهاية نطحة من الإبرة على سطح الجمجمة، مرة واحدة في الإبرة مستوى مع الجمجمة والوجه والإبر فيه حتى على عمق 3 مم تحت سطح الجمجمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد أن يتم خفض إبرة ويظل هناك لمدة 2 دقيقة لتجنب أي صدمة كبرى من الإبرة التي تؤثر على الدماغ. زرع الخلايا بمعدل من 1 ميكروليتر في الدقيقة الواحدة أي ما مجموعه 6-8 دقائق، وتوخي الحذر من أي backfloدبليو. بعد أن تم زرعها وكان آخر من الخلايا، وترك الإبرة في مكانها لمدة 2 دقيقة، للسماح لجميع الخلايا ليستقر فيها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الإبرة من الدماغ، وتنظيف حفرة مع Q-تلميح. والمضي قدما لتنظيف الإبر والمحاقن مع Actone 50٪، EtOH 100٪، وبرنامج تلفزيوني، 3X في كل حل وفقا لهذا الترتيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجلد على جمجمة جاهزة للخياطة في هذه المرحلة. استخدام 5-0 PBS إغلاق شق مع غرز حوالي 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح الماوس لتستيقظ على وسادة الحرارة، وتطبيق مرهم العين إذا لزم الأمر. يمكن إرجاع الماوس إلى القفص بعد أن تبين الحركة من تلقاء نفسها (أي يرفع الرأس أو تحريك الكتفين). </li></ol></li></ol> ثالثا. علاج للزرع IC عن الإشعاع والدواء <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الإشعاع علاج <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اعتمادا على خط الخليوي، ويمكن علاج من الفئران تجرى 5 إلى 7 أيام بعد عملية الزرع. لدينا قسم وحدة العلاج الإشعاعي يستخدم لعلاج الإشعاع orthovoltageمنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويمكن استخدام التصوير مثل BLI (التصوير ضوء بارد)، التصوير بالرنين المغناطيسي أو التصوير المقطعي لتصور الورم قبل التوزيع العشوائي (الشكل 3A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفئران هي تخدير مع كوكتيل الكيتامين / زيلازين / المالحة كما كانت من قبل، ويطبق مرهم العين لعيونهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم وضع الفئران في رقصة مخصص الإشعاع التي تم تكوينه مثل عجلة فطيرة، والتي رؤساء الفئران تشير نحو الوسط. محمية الهيئات من الفئران من الإشعاع مع الرصاص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يمكن إعطاء العلاج من تعاطي المخدرات سواء قبل أو إشعاع من خلال طرق مختلفة للإنجاز، أي SQ، والملكية الفكرية والرابع. </li></ol></li></ol> رابعا. النتائج وينبغي أن الماوس استيقظ من هذا الإجراء في غضون 45-60 دقيقة بعد حقن التخدير. إذا الماوس والاستيقاظ صعوبة حتى بعد إجراء العملية والوقت قد تجاوز 1 ونصف ساعة بعد العملية، قد لا يتعافى الماوس والقتل الرحيم قد يكون بديلا فعالا. إذا اليحرث هو النزيف أو ينصح الجمجمة يصبح تصدع في أي لحظة خلال القتل الرحيم الداخلي. إذا سارت الامور بشكل جيد، واعتمادا على خط الخليوي، وينبغي أن يبدأ تشكيل ورم في غضون 2-4 أسابيع بعد إجراء العملية لها أن تحدث. عند استخدام النماذج طعم أجنبي داخل الجمجمة، وعادة ما تقاس الكفاءة العلاجية والبقاء على قيد الحياة بعد زرع 5. ومع ذلك، وهذا هو و1 علامات نموذج IC والأعراض تحدث قبل وفاته. بعض من علامات جسدية الماوس قد يحمل هي التقوس في الجلوس، وفقدان وزن الجسم، وقلة النشاط. قد يكون بعض من علامات العصبية تكون المضبوطات، وإمالة الرأس، وفقدان التوازن. الشكل 3B يظهر معالي وصمة من وجود ورم في معدل الوفيات. ويتم استخدام مؤامرة كابلان ماير لتقييم البيانات (الشكل 4). يتم حساب عدد الأيام اللازمة للبقاء على قيد الحياة بنسبة 50٪ ومقارنة بالكنترول. إذا كان الجمع بين مجموعة عاش أطول من إضافة للإشعاع الفردية والأسلحة والمخدرات كانت مجموعة ناجحة. <img alT = &quot;الشكل 1&quot; SRC = &quot;/ files/ftp_upload/3397/3397fig1.jpg&quot; /&gt; الشكل 1. ومعدات Stoelting التجسيمي. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig2.jpg" /> الشكل 2. رسم تخطيطي للموقع من حفر حفرة في جمجمة الفأر. <img alt="الرقم 3A" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig3A.jpg" /> الرقم 3A. BLI التصوير بعد غرس الخليج للحاسبات الآلية. <img alt="الشكل 3B" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig3B.jpg" /> 3B شخصية. H و E من ورم الخليج للحاسبات الآلية في معدل الوفيات. <img alt="الشكل 4" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig4.jpg" /> الشكل 4. النتائج من يزرع IC U87 حقنوا المانع PARP 7 أيام بعد الجراحة.

<ol>
	<li>Bleau, A. M., Holland, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trapping+the+mouse+genome+to+hunt+human+alternations.">Trapping the mouse genome to hunt human alternations.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 104, 7737-7738 (2007).</li><li>McGrady, B. J., McCormick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+model+of+intracranial+invasion:+morphological+observations+on+central+nervous+system+invasion+by+melanoma+cells.">A murine model of intracranial invasion: morphological observations on central nervous system invasion by melanoma cells.</a> Clin. Exp. Metastasis. 10, 387-393 (1992).</li><li>Fei, X., Zhang, Q., Dong, J., Diao, y., Wang, Z., Li, R., Wu, Z., Wang, A., Lan, Q., Zhang, S., Huang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+clinically+relevant+orthotopic+xenograft+mouse+model+of+metastatic+lung+cancer+and+glioblastoma+through+surgical+tumor+tissues+injection+with+trocar.">Development of clinically relevant orthotopic xenograft mouse model of metastatic lung cancer and glioblastoma through surgical tumor tissues injection with trocar.</a> Journal of Experimental &#38; Clinical Cancer Research. 29, 84-84 (2010).</li><li>Fujita, M., Zhu, X., Sasaki, K., Ueda, R., Low, K., Pollack, I., Okada, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+STAT3+Promotes+the+Efficacy+of+Adoptive+Transfer+Therapy+Using+Type-1+CTLs+by+Modulation+of+the+Immunological+Microenvironment+in+a+Murine+Intracranial+Glioma.">Inhibition of STAT3 Promotes the Efficacy of Adoptive Transfer Therapy Using Type-1 CTLs by Modulation of the Immunological Microenvironment in a Murine Intracranial Glioma.</a> J. Immunol. 180, 2089-2098 (2008).</li><li>Candolfi, M., Curtin, J. F., Nichols, W. S., Muhammad, A. K. M. .. . G., King, G., Pluhar, G. D., McNiel, G. E., Ohlfest, E. A., Freese, J. R., Moore, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracranial+glioblastoma+models+in+preclinical+neuro-oncology:+neuropathlogical+characterization+and+tumor+progression.">Intracranial glioblastoma models in preclinical neuro-oncology: neuropathlogical characterization and tumor progression.</a> J. Neurooncol. 85, 133-148 (2007).</li><li>Kaye, A., Morstyn, G., Gardner, I., Pyke, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+xenograft+glioma+model+in+mouse+brain.">Development of a xenograft glioma model in mouse brain.</a> Cancer Research. 46, 1367-1373 (1986).</li><li>Zhao, Y., Xiao, A., diPierro, C., Carpenter, J., Abdel-Fattah, R., Redpath, G., Lopez, M., Hussaini, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Extensive+Invasive+Intracranial+Human+Glioblastoma+Xenograft+Model.">An Extensive Invasive Intracranial Human Glioblastoma Xenograft Model.</a> American Journal of Pathology. 176, 3032-3049 (2010).</li><li>Learn, C., Grossi, P., Schmittling, R., Xie, W., Mitchell, D., Karikari, I., Wei, Z., Dressman, H., Sampson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+Analysis+of+Intracranial+Tumors+in+a+Murine+Model+of+Glioma+Demonstrate+a+Shift+in+Gene+Expression+in+Response+to+Host+Immunity.">Genetic Analysis of Intracranial Tumors in a Murine Model of Glioma Demonstrate a Shift in Gene Expression in Response to Host Immunity.</a> J. Neuroimmunol. 182, 63-72 (2007).</li><li>Martens, T., Laabs, Y., Günther, H., Kemming, D., Zhu, Z., Witte, L., Hagel, C., Westphal, M., Lamszus, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+Glioblastoma+Growth+in+a+Highly+Invasive+Nude+Mouse+Model+Can+Be+Achieved+by+Targeting+Epidermal+Growth+Factor+Receptor+but+not+Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Receptor-2.">Inhibition of Glioblastoma Growth in a Highly Invasive Nude Mouse Model Can Be Achieved by Targeting Epidermal Growth Factor Receptor but not Vascular Endothelial Growth Factor Receptor-2.</a> Clin. Cancer Res. 14, 5447-5458 (2008).</li><li>Purow, B., Schiff, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+genetics+of+glioblastoma:+are+we+reaching+critical+mass.">Advances in the genetics of glioblastoma: are we reaching critical mass.</a> Nat. Rev. Neurol. 5, 419-426 (2009).</li></ol>

ليس لدينا ما يكشف.

الاورام الدبقية الخبيثة، مثل ورم أرومي دبقي الأشكال، تمثل الأكثر شيوعا أورام الدماغ الأولية والحصول على التشخيص الكئيب 4. وقد ظل بقاء المرضى المتضررين من الخليج للحاسبات الآلية دون تغيير تقريبا خلال العقد الماضي (أي 9-12 شهرا في مرحلة ما بعد التشخيص) على الرغم من التقدم في مجال جراحة، والاشعاع، والعلاج الكيميائي 5. وينبغي أن ملامح نموذج مناسب لدراسة علاج دبقي تشمل موقع الورم استنساخه ونمو الخلايا السرطانية باعتبارها منفصلة نسبيا، ويجب أن يشبه خلايا بأكبر قدر ممكن من ملامح النسيجي للالاورام الدبقية الإنسان؛ يجب أن يكون هناك نمو قابل للتنبؤ معدل من الورم، وينبغي أن القدرة على النمو للورم في زراعة الأنسجة والنموذج يكون في الحيوانات الصغيرة للحد من النفقات 6. علاجات فعالة تعتمد على النماذج التجريبية التي تشبه صفات الإنسان الخليج للحاسبات الآلية لاختبار العلاج الجديد، وتوفير فهم دقيق من الأساس الجزيئي للwidesprEAD دبقي غزو 7. تحقيقات في علم الاحياء من أورام الدماغ كما تستخدم بشكل روتيني خطوط الخلايا نمت أو الاحتفاظ بها في المختبر للحصول على المعلومات 8. تثبيط غزو الورم والأوعية الدموية هو هدف رئيسي في وضع استراتيجيات علاجية جديدة لمكافحة الاورام الدبقية الخبيثة 9. تسببت في محدودية الخيارات المتاحة لعلاج ورم أرومي دبقي عملية بحث مكثفة في الآفات الوراثية الكامنة وراء هذا السرطان القاتل، وذلك بهدف تطوير علاجات أكثر عقلانية وأكثر فعالية 10.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> مختبر قياسي التجسيمي Instrutment </td><td> Stoelting الفأر والجرذ محول </td></tr><tr><td> Betadine </td><td> 100٪ EtOH </td></tr><tr><td> 70٪ EtOH </td><td> 50٪ الأسيتون </td></tr><tr><td> 6 &quot;Q-نصائح </td><td> مسحات الكحول </td></tr><tr><td> هاميلتون حقنة 80008 </td><td> Ethicon 5-0 PD </td></tr><tr><td> 1701 SN 31-33G / 1 &quot;/ إبرة PT3 </td><td> 1 مل الحقن </td></tr><tr><td> 25G الإبر </td><td> التدفئة وسادة </td></tr><tr><td> دموع اصطناعية مرهم </td><td> ناعم جدا علامة دائمة الرؤوس </td></tr></tbody></table>

combination radiotherapy in an orthotopic mouse brain tumor model

ورم أرومي دبقي الأشكال (GBM) هي الأكثر شيوعا وعدوانية الكبار أورام الدماغ الأولية 1. في السنوات الأخيرة قد شهدت تقدما كبيرا في فهم آليات غزو الورم، والتلقيح داخل المخ مباشرة من ورم يتيح الفرصة لمراقبة عملية الغازية في بيئة ملائمة من الناحية الفسيولوجية 2. بقدر ما نشعر بالقلق أورام الدماغ البشري، وضعت نماذج orthotopic المتاحة حاليا إما عن طريق الحقن التجسيمي من الايقاف الخلية أو زرع قطعة صلبة من الورم من خلال إجراء حج القحف معقدة 3. في تقنية حصاد الخلايا لدينا نحن من زراعة الأنسجة لإنشاء تعليق خلية تستخدم لزرع مباشرة في الدماغ. مدة الجراحة ما يقرب من 30 دقيقة، وكذلك فأرة يجب أن يكون في الطائرة جراحية ثابت، يتم استخدام مخدر عن طريق الحقن. يتم وضع الماوس في رقصة التجسيمي الذي أدلى به Stoetling (الشكل 1). الخلفإيه يتم تنظيف منطقة الجراحية وأعدت، يتم إجراء شق، ويقع bregma لتحديد موقع حج القحف. مكان حج القحف هو 2 ملم إلى اليمين و1 ملم منقاري إلى bregma. وعمق 3 مم من سطح الجمجمة، ويتم حقن الخلايا بمعدل 2 ميكرولتر كل دقيقة 2. يتم خياطة الجلد مع PDS 5-0، ويسمح الماوس لتستيقظ على وسادة التدفئة. من تجربتنا، اعتمادا على خط الخليوي، ويمكن علاج في الفترة من 7-10 أيام بعد الجراحة. تسليم المخدرات يعتمد على تركيبة الدواء. لتلقي العلاج الإشعاعي للفئران هي تخدير، ووضع في العرف تهزهز. الرصاص يغطي الجسم الماوس، ويعرض فقط في الدماغ من الفأرة. دراسة تكون الأورام وتقييم علاجات جديدة للالخليج للحاسبات الآلية تتطلب دقة وقابلة للتكرار النماذج الحيوانية ورم دماغي. وبالتالي نحن نستخدم هذا النموذج الدماغ orthotopic لدراسة التفاعل بين المكروية في الدماغ وورم في، لاختبار effectivenوفاق سطيف من العوامل العلاجية مختلفة مع وبدون إشعاع.

Watch this Scientific Journal Video about Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model at JoVE.com

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

والغرض من هذه المقالة لوصف استخدام نموذج ورم أرومي دبقي orthotopic للدراسات chemoradiation. هذه المادة سوف تذهب على الرغم من تجهيز الخلية، وزرع، والعلاج الإشعاعي من الفأرة باستخدام نموذج داخل الجمجمة.

العلاج الإشعاعي مجموعة في نموذج الفأر Orthotopic استئصال ورم من الدماغ

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the ...

combination-radiotherapy-in-an-orthotopic-mouse-brain-tumor-model

Google

Research

JoVE Journal

Medicine

16.2K Views.  National Cancer Institute. والغرض من هذه المقالة لوصف استخدام نموذج ورم أرومي دبقي orthotopic للدراسات chemoradiation. هذه المادة سوف تذهب على الرغم من تجهيز الخلية، وزرع، والعلاج الإشعاعي من الفأرة باستخدام نموذج داخل الجمجمة.

Video: Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

نموذج مثلي من سرطان المثانة الفئران

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

متعدد الفوتون التصوير من غزو خلايا الورم في الفأر نموذج مثلي الفم سرطان الخلايا الحرشفية

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

In vivo Bioluminescence Imaging of Tumor Hypoxia Dynamics of Breast Cancer Brain Metastasis in a Mouse Model

It is well recognized that tumor hypoxia plays an important role in promoting malignant progression and affecting therapeutic response negatively. There is little knowledge about in situ, in vivo, tumor hypoxia during intracranial development of malignant brain tumors because of lack of efficient means to monitor it in these deep-seated orthotopic tumors. Bioluminescence imaging (BLI), based on the detection of light emitted by living cells expressing a luciferase gene, has been rapidly adopted for cancer research, in particular, to evaluate tumor growth or tumor size changes in response to treatment in preclinical animal studies. Moreover, by expressing a reporter gene under the control of a promoter sequence, the specific gene expression can be monitored non-invasively by BLI. Under hypoxic stress, signaling responses are mediated mainly via the hypoxia inducible factor-1&alpha; (HIF-1&alpha;) to drive transcription of various genes. Therefore, we have used a HIF-1&alpha; reporter construct, 5HRE-ODD-luc, stably transfected into human breast cancer MDA-MB231 cells (MDA-MB231/5HRE-ODD-luc). In vitro HIF-1&alpha; bioluminescence assay is performed by incubating the transfected cells in a hypoxic chamber (0.1% O2) for 24 hr before BLI, while the cells in normoxia (21% O2) serve as a control. Significantly higher photon flux observed for the cells under hypoxia suggests an increased HIF-1&alpha; binding to its promoter (HRE elements), as compared to those in normoxia. Cells are injected directly into the mouse brain to establish a breast cancer brain metastasis model. In vivo bioluminescence imaging of tumor hypoxia dynamics is initiated 2 wks after implantation and repeated once a week. BLI reveals increasing light signals from the brain as the tumor progresses, indicating increased intracranial tumor hypoxia. Histological and immunohistochemical studies are used to confirm the in vivo imaging results. Here, we will introduce approaches of in vitro HIF-1&alpha; bioluminescence assay, surgical establishment of a breast cancer brain metastasis in a nude mouse and application of in vivo bioluminescence imaging to monitor intracranial tumor hypoxia.

In vivo Bioluminescence Imaging of Tumor Hypoxia Dynamics of Breast Cancer Brain Metastasis in a Mouse Model

Bioluminescence imaging of hypoxia inducible factor-1&alpha; activity is applied to monitor intracranial tumor hypoxia development in a breast cancer brain metastasis mouse model.

في ضوء بارد التصوير حيوية الجسم الحي من نقص الأكسجة ورم من الدماغ الانبثاث سرطان الثدي في نموذج الفأر

It is well recognized that tumor hypoxia plays an important role in promoting malignant progression and affecting therapeutic response negatively. There ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

ورم في المثانة Orthotopic النموذجي وتقييم المعالجة سارنا داخل المثانة

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Mouse Model of Anaplastic Thyroid Carcinoma

Several types of animal models of human thyroid carcinomas have been established, including subcutaneous xenograft and orthotopic implantation of cancer cells into immunodeficient mice. Subcutaneous xenograft models have been valuable for preclinical screening and evaluation of new therapeutic treatments. There are a number of advantages to using a subcutaneous model; 1) rapid, 2) reproducible, and 3) tumor establishment, growth, and response to therapeutic agents may be monitored by visual inspection. However, substantial evidence has shed light on the short-comings of subcutaneous xenograft models1-3. For instance, medicinal treatments demonstrating curative properties in subcutaneous xenograft models often have no notable impact on the human disease. The microenvironment of the site of xenographic transplantation or injection lies at the heart of this dissimilarity.
Orthotopic tumor xenograft models provide a more biologically relevant context in which to study the disease. The advantages of implanting diseased cells or tissue into their anatomical origin equivalent within a host animal includes a suitable site for tumor-host interactions, development of disease-related metastases and the ability to examine site-specific influence on investigational therapeutic remedies. Therefore, orthotopic xenograft models harbor far more clinical value because they closely reproduce human disease. For these reasons, a number of groups have taken advantage of an orthotopic thyroid cancer model as a research tool4-7.
Here, we describe an approach that establishes an orthotopic model for the study of anaplastic thyroid carcinoma (ATC), which is highly invasive, resists treatment, and is virtually fatal in all diagnosed patients. Cultured ATC cells are prepared as a dissociated cellular suspension in a solution containing a basement membrane matrix. A small volume is slowly injected into the right thyroid gland. Overall appearance and health of the mice are monitored to ensure minimal post-operative complications and to gauge pathological penetrance of the cancer. Mice are sacrificed at 4 weeks, and tissue is collected for histological analysis. Animals may be taken at later time-points to examine more advance progression of the disease. Production of this orthotopic mouse model establishes a platform that accomplishes two objectives: 1) further our understanding of ATC pathology, and 2) screen current and future therapeutic agents for efficacy in combating ATC.

Generation of an orthotopic mouse model of anaplastic thyroid carcinoma is described here. This technique employs surgical placement of human anaplastic thyroid cancer cells into the thyroid of immunodeficient mice, thus creating a more clinically relevant setting to study disease progression as well as screen innovative therapeutic interventions.

ماوس نموذج مثلي من سرطان الغدة الدرقية كشمي

Several types of animal models of human thyroid carcinomas have been established, including subcutaneous xenograft and orthotopic implantation of cancer ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

وسرطان المثانة نموذج مثلي للدراسات توصيل الجينات

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

An Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer Metastasis

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but rather the formation of distinct metastasis, the ability to effectively model this progression pre-clinically is of high value. In this model, cells are directly implanted into the ventral lobe of the prostate in Balb/c athymic mice, and allowed to progress for 4-6 weeks. At experiment termination, several distinct endpoints can be measured, such as size and molecular characterization of the primary tumor, the presence and quantification of circulating tumor cells in the blood and bone marrow, and formation of metastasis to the lung. In addition to a variety of endpoints, this model provides a picture of a cells ability to invade and escape the primary organ, enter and survive in the circulatory system, and implant and grow in a secondary site. This model has been used effectively to measure metastatic response to both changes in protein expression as well as to response to small molecule therapeutics, in a short turnaround time.

This orthotopic model of human prostate cancer allows for quantification of tumor size, circulating tumor cells, and formation of distinct metastasis to the lung. As cells must escape the primary organ, enter the blood stream, and implant into a secondary site, this model effectively recapitulates the scenario in humans.

على الفئران نموذج مثلي من سرطان البروستاتا البشرية الانبثاث

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of  human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but  ...

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

ومثلي الأشكال ورم أرومي نموذج الفأر القيود الحفاظ على الدماغ متني البدنية ومناسبة لحيوي داخلي ثنائي الفوتون المجهري

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Tumor Treating Field Therapy in Combination with Bevacizumab for the Treatment of Recurrent Glioblastoma

A novel device that employs TTF therapy has recently been developed and is currently in use for the treatment of recurrent glioblastoma (rGBM). It was FDA approved in April 2011 for the treatment of patients 22 years or older with rGBM. The device delivers alternating electric fields and is programmed to ensure maximal tumor cell kill1.
Glioblastoma is the most common type of glioma and has an estimated incidence of approximately 10,000 new cases per year in the United States alone2. This tumor is particularly resistant to treatment and is uniformly fatal especially in the recurrent setting3-5. Prior to the approval of the TTF System, the only FDA approved treatment for rGBM was bevacizumab6. Bevacizumab is a humanized monoclonal antibody targeted against the vascular endothelial growth factor (VEGF) protein that drives tumor angiogenesis7. By blocking the VEGF pathway, bevacizumab can result in a significant radiographic response (pseudoresponse), improve progression free survival and reduce corticosteroid requirements in rGBM patients8,9. Bevacizumab however failed to prolong overall survival in a recent phase III trial26. A pivotal phase III trial (EF-11) demonstrated comparable overall survival between physicians&#8217; choice chemotherapy and TTF Therapy but better quality of life were observed in the TTF arm10.
There is currently an unmet need to develop novel approaches designed to prolong overall survival and/or improve quality of life in this unfortunate patient population. One appealing approach would be to combine the two currently approved treatment modalities namely bevacizumab and TTF Therapy. These two treatments are currently approved as monotherapy11,12, but their combination has never been evaluated in a clinical trial. We have developed an approach for combining those two treatment modalities and treated 2 rGBM patients. Here we describe a detailed methodology outlining this novel treatment protocol and present representative data from one of the treated patients.

A novel methodology that is employed for the treatment of recurrent glioblastomas is described. This treatment approach employs the application of alternating electric tumor treating fields (TTFields), known as TTF Therapy in combination with bevacizumab, a targeted agent that is currently FDA approved as monotherapy.

علاج الورم العلاج الميداني بالاشتراك مع بيفاسيزوماب لعلاج ورم أرومي دبقي المتكررة

A novel device that employs TTF therapy has recently been developed and is currently in use for the treatment of recurrent glioblastoma (rGBM). It was FDA ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.