وقد تم تمويل هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة RO1DC002756 المنح ومؤسسة البحوث بوردو. نشكر دوريس وو وتشانغ فيسه للحصول على المشورة مع التجارب ورودني ماكفيل للمساعدة في الأرقام.

وصفات فرخ قارعو الأجراس <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> 7.2 ز </td><td> كلوريد الصوديوم </td></tr><tr><td> ز 0.23 </td><td> CaCl 2 + 2H 2 O </td></tr><tr><td> ز 0.37 </td><td> بوكل </td></tr><tr><td> 0،115 ز </td><td> غ هبو 2 4 </td></tr><tr><td> 900 مل </td><td> المياه (الصف الأنسجة الثقافة) </td></tr></tbody></table> ملاحظة : ضبط الرقم الهيدروجيني إلى 7.4. يصل حجم النهائي الى 1000 مل من الماء. 10X PBS <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> 40 ز </td><td> كلوريد الصوديوم </td></tr><tr><td> 1 غرام </td><td> بوكل </td></tr><tr><td> 7 ز </td><td> غ هبو 2 4 </td></tr><tr><td> 1.2 غرام </td><td> KH 2 PO 4 </td></tr><tr><td> 450 مل </td><td> DEPC المياه </td></tr></tbody></table> ملاحظة : ضبط الرقم الهيدروجيني إلى 7.4. جلب النهائي<html> إلى حجم 500 مل من الماء. يتم تركيز العمل (1X) عن طريق تمييع الأسهم جزء 1 10X مع 9 أجزاء من الماء الصف الأنسجة والثقافة ، مثل تلك التي حصلت مع نظام الأشعة فوق البنفسجية تشعيع ميليبور لتوليد المياه مع الموصلية MΩ 18 سم. SAG المتوسطة يزدرع عقد <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> DMEM/F12 مع L - الجلوتامين ، 10 ملي Hepes </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 10 ٪ الأنسولين ونقل والسلينيوم (+1 ITS) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1 ٪ القلم بكتيريا </li></ul> يزدرع مستنبت <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> SAG المتوسطة يزدرع عقد </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 10 نانوغرام / مل Neurotrophin - 3 (NT - 3) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 10 نانوغرام / مل عامل عصبية الهدبية (CNTF) </li></ul> الحبل الشوكي تشريح والمتوسطة عقد <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> L - 15 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 10 ٪ الجنين مصل العجل </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1 ٪ القلم بكتيريا </li></ul> يحضن البيض في 37-38 درجة مئوية. تشريح تعقيم الأدوات وطبق Sylgard تشريح في الايثانول 70 ٪. ويمكن تشريح الأطباق وأدوات تعقيم بالأشعة فوق البنفسجية أيضا أن تكون بين عشية وضحاها. &gt; 1. حبة إعداد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخرز مكان في microtube مع 1 مل العقيمة PBS ، مزيج ، وانتظر الخرز لتستقر في قاع الأنبوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغسل حبات عدة مرات عن طريق إزالة طاف بعد الخرز واستقروا resuspend في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان حبات في تنقية البروتين (المخفف في برنامج تلفزيوني) ، أو برنامج تلفزيوني وحده (التحكم) لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف حبات في برنامج تلفزيوني وتخزينها في لوحة 24 جيدا مع PBS 1ml حتى وضعت في الكولاجين. </li></ol> 2. Statoacoustic تشريح العقدة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على E4 إزالة الجنين من بويضة ووضعها في صحن الحمص مع الحل رينغر لإزالة الأغشية الجنينية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الجنين في طبق بتري Sylgard © مبطنة مليئة HBSS الباردة وموقف الجنين على جانبها مع الحويصلة الأذنية مواجهة. دبوس الجنين الى الطبق باستخدام دبابيس تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام اثنين من دبابيس تشريح ، وجعل قطع الأفقي من خلال الجلد البطني فورا للقناة الحقائب ، ما يقرب من حيث يقابل قناة القوقعية. اجراء خفض الرأسي الأمامي والخلفي لSAG. استخدام ملقط أو دبوس تشريح لرفع وإزالة رفرف من الجلد تحدها التخفيضات الثلاثة. ملاحظة : يقع على حافة SAG أمامي بطني من otocyst ، في حوالي منتصف المسافة بين الحقيبة الظهرية التي مرئيا بسهولة مع قاعدة brightfield الإضاءة ، والقناة البطنية قوقعة المشاريع التي ventromedially وتحجب الأقواس البلعومية. ويستطيل قناة القوقعية وذلك ببعدها ظهري بطني زيادة تدريجية على E4 بين هامبورغ هاملتون مراحل 23-25 ​​سبتمبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب otocyst في اتجاه الخلفي لفصلها من SAG. محل الأنسجة المحيطة SAG مع دبابيس التشريح وإزالة بعناية SAG من الجنين باستخدام ملقط # 55. إزالة أجزاء كبيرة من الأنسجة العصبية الوسيطة وحزم جاحظ من SAG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلميح باستخدام الماصة الفم واسعة ، ونقل إلى يزدرع24 لوحة جيدا مع 0.5 مل يزدرع SAG عقد المتوسط. إبقاء explants على الجليد أو في درجة حرارة الغرفة لمدة تصل إلى 4 ساعات. </li></ol> 3. الحبل الشوكي تشريح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الجنين E6 من البيضة ووضعها في طبق الحمص يحتوي على حل رينغر. إزالة الرأس والأغشية الجنينية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الجسم في Sylgard © طبق تشريح تشريح الباردة التي تحتوي على النخاع الشوكي المتوسط. وموقف دبوس الجنين &quot;أسفل بطني&quot; والذيلية التي تواجه المجرب. مكان المسامير من خلال تشريح كل الأطراف وحتى نهاية الأمامي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط و / أو تشريح الدبابيس ، وإزالة بعناية الجلد والأنسجة ، وتتحرك في اتجاه بطني ، حتى السطح الظهري في النخاع الشوكي مرئيا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع خط الوسط الظهري في النخاع الشوكي مع دبوس تشريح ، في الاتجاه الأمامي الخلفي ل، جنبا إلى جنب على طول الحبل الشوكي. هذا يخلق &quot;كتاب مفتوح&quot; مع الجانبين الأيسر والأيمن من النخاع الشوكي منفصلة. </li><li&gt; إزالة الأنسجة المحيطة بها ، وأفقيا ، لعزل النخاع الشوكي وفضح العقد الجذرية الظهرية (DRG). إزالة DRG والسحايا عن طريق فرك دبوس تشريح أو ملقط بين الحبل الشوكي وDRG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحبل الشوكي من الجسم عن طريق عقد نهاية الذيلية أقصى من الحبل الشوكي مع ملقط ورفعها إلى أعلى وبعيدا عن المجرب. إزالة DRG المتبقية والسحايا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد واحدة من نهاية الحبل الشوكي مع ملقط (أو دبوس على الطبق) واستخدام مقص لقطع Vannas على طول خط الوسط بطني ، لشطر النخاع الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد واحدة من نهاية يزدرع بالملقط لشل حركة الأنسجة واستخدام مقص لقطع Vannas explants الصغيرة (100-500 ميكرون في الطول) على طول الأنسجة. ويمكن التعرف على لوحة الكلمة بوصفها سماكة واضحة من الأنسجة على طول حافة يزدرع واحد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام طرف الماصة واسعة الفم لنقل لوحة explants البئر 24 مع 0.5 مل المتوسطة تشريح الباردة. إبقاء explants على الجليد للمحافظة على سلامة الأنسجة ، وأو ما يصل إلى 4 ساعات. </li></ol> 4. يزدرع الثقافة مع البروتينات المنقى لاختبار الاستجابة neurite <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعد 1،5 حل الكولاجين ملغ / مل في أنبوب 15 مل المخروطية ، على الجليد ، وفقا لتعليمات الشركة الصانعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحقق من حل الكولاجين لديه درجة الحموضة من 7-7،4 درجة الحموضة باستخدام ورقة المؤشر. ضبط درجة الحموضة بإضافة هيدروكسيد الصوديوم في 1 مجلدات ميكرولتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل إلى لوحة explants 24 جيدا باستخدام الماصة الفم واسعة طرف والسائلة الزائدة نضح. يمكن تربيتها explants متعددة في واحدة أيضا ، ولكن ينبغي أن توضع لا يقل عن 500 ميكرون وبصرف النظر عن بعضها البعض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 0.5 مل من الكولاجين إلى البئر تحتوي على يزدرع. موقف يزدرع على سطح قاع البئر. تأكد من تعيين كل ثقافة تماما قبل الشروع في البئر التالي لأن الكولاجين ستبدأ تتبلمر في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان لوحة الثقافة على 37 درجة مئوية الشريحة الأكثر دفئا عن 30-45 دقيقة إلى تتبلمر الكولاجين. عندما الكولاجين وpolymerized بين أنها سوف تشبه الهلام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 0.5 مل الثقافة يزدرع الدافئة المتوسطة تستكمل إما مع البروتينات المنقى (مخفف في برنامج تلفزيوني) ، أو برنامج تلفزيوني (التحكم) واحتضان عند 37 درجة مئوية ، وأول أكسيد الكربون بنسبة 5 ٪ 2. وينبغي على آثار ثمرة neurite تكون مرئية من قبل 24 ساعة. ملاحظة : لقد استخدمنا نفس البروتوكول لexplants SAG الثقافة تصل إلى 42 ساعة. </li></ol> 5. يزدرع المشترك مع ثقافة البروتين المغلفة الخرز لاختبار الاتجاه ثمرة neurite <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبدأ بخطوات الثقافة يزدرع 4،1-4،4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الماصة ، ونقل 1-5 حبات من برنامج تلفزيوني إلى جانب تحتوي على الكولاجين والحل يزدرع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط لوضع الخرز 50-500 ميكرون من حافة يزدرع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع لوحة على 37 درجة مئوية الشريحة الأكثر دفئا عن 30-45 دقيقة إلى تتبلمر الكولاجين. قد تصبح الأنسجة أو حبة النازحين كما polymerizes الكولاجين. التحقق من الثقافات وإعادة الموقف النسيج والخرز خلال 5 دقائق الاولى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 0.5 مل SAG سائل الاعلام الى كل جيدا ، واحتضان لمدة 24 ساعة. </li></ol> 6. تصور ثمرة neurite بواسطة المناعية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف الثقافات في برنامج تلفزيوني والإصلاح لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة في بارافورمالدهيد 4 ٪ في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الافراج عن المواد الهلامية من جدران الآبار عن طريق تتبع حول حافة المواد الهلامية مع نهاية مقربة من ملعقة صغيرة تفلون. نفذ immunostain مع المواد الهلامية في الآبار. شطف عدة مرات في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان في محلول 0.5 مل حجب (10 ٪ العجل المصل ، 0.1 ٪ تريتون X - 100 ، أزيد الصوديوم 0.1 ٪ في PBS) بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأضداد في احتضان 0.5 مل الابتدائية (المضادة للβ تويولين الضد المخفف 1:500 في عرقلة الحل) بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف عدة مرات في برنامج تلفزيوني. الأضداد في احتضان 0.5 مل الثانوية (اليكسا ثر 488 الماعز المضادة للجسم الفأر 2B مفتش المخفف 1:500) بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية. من هذه الخطوة إلى الأمام ، والحفاظ على لوحات في الظلام أو التفاف في احباط ، ونظرا لحساسية الضوءالثانوية الأضداد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف عدة مرات في برنامج تلفزيوني وتخزينها في 4 درجات مئوية في برنامج تلفزيوني لمدة تصل إلى أسبوع واحد. </li></ol> 7. ممثل النتائج <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/3600/3600fig1.jpg" /> الشكل 1. ممثل نتائج الآثار neurite المعززة لتنقية NT - 3 و NT - 3 - حبات مغلفة على explants E4 SAG الفرخ. أجسام الخلايا العصبية SAG وكانت neurites immunostained مع تويولين - β وتصويرها مع الهدف 10X على مبائر المجهر. بعد 24 ساعة في المختبر ، عرض explants SAG أكبر ثمرة neurite في حضور 100 نانوغرام / مل تنقية الإنسان NT - 3 تضاف إلى الخلية مستنبت (1B) ، مقارنة مع الضوابط (1A). وقد شارك في الخلايا العصبية SAG مثقف مع حبات غارقة in100 نانوغرام / مل NT - 3 لإثبات أن مصدر نقطة NT - 3 يمكن أن تعزز نمو neurite محليا. عرض Explants أطول وأكثر كثافة ثمرة neurite على جانبيزدرع التي تواجه حبة بالمقارنة مع الجانب الآخر (1D) ، ومقارنة للسيطرة على الثقافات مع حبات غارقة في برنامج تلفزيوني (1C). مقياس بار = 200 ميكرون. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/3600/3600fig2.jpg" /> الشكل 2. ممثل نتائج الآثار neurite المعززة للWnt5a المنقى والخرز Wnt5a المغلفة على الحبل الشوكي E6 الفرخ. وكانت immunostained explants النخاع الشوكي مع تويولين - β وتصوير تحت المجهر متحد البؤر. بعد 24 ساعة من النمو في وجود تنقية الماوس Wnt5a (400ng/ml) ، ثمرة من neurite explants فرخ زاد الحبل الشوكي (2B) بالمقارنة مع الضوابط مثقف دون Wnt5a (2A). وضعت حبات غارقة في 500 نانوغرام / مل Wnt5a ، 300-500 ميكرون من على حافة explants النخاع الشوكي ، كما روجت ثمرة neurite (2D) مقارنة للسيطرة على الثقافات (2C). ونشرت سابقا مماثلة شارك في النتائج مع الثقافة ، معربا عن الخلايا Wnt5a 8. مقياس بار = 200ميكرومتر.

<ol>
	<li>Fekete, D. M., Campero, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axon+guidance+in+the+inner+ear.">Axon guidance in the inner ear.</a> Int. J. Dev. Biol. 51 (6-7), 549-549 (2007).</li><li>Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+inner+ear+afferent+connections:+forming+primary+neurons+and+connecting+them+to+the+developing+sensory+epithelia.">Development of inner ear afferent connections: forming primary neurons and connecting them to the developing sensory epithelia.</a> Brain Res. Bull. 60 (5-6), 423-423 (2003).</li><li>Gu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropilin-1+conveys+semaphorin+and+VEGF+signaling+during+neural+and+cardiovascular+development.">Neuropilin-1 conveys semaphorin and VEGF signaling during neural and cardiovascular development.</a> Dev. Cell. 5 (1), 45-45 (2003).</li><li>Tessarollo, L., Coppola, V., Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NT-3+replacement+with+brain-derived+neurotrophic+factor+redirects+vestibular+nerve+fibers+to+the+cochlea.">NT-3 replacement with brain-derived neurotrophic factor redirects vestibular nerve fibers to the cochlea.</a> J. Neurosci. 24 (10), 2575-2575 (2004).</li><li>Avila, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain-derived+neurotrophic+factor+and+neurotrophin-3+support+the+survival+and+neuritogenesis+response+of+developing+cochleovestibular+ganglion+neurons.">Brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 support the survival and neuritogenesis response of developing cochleovestibular ganglion neurons.</a> Dev. Biol. 159 (1), 266-266 (1993).</li><li>Bianchi, L. M., Cohan, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+the+neurotrophins+and+CNTF+on+developing+statoacoustic+neurons:+comparison+with+an+otocyst-derived+factor.">Effects of the neurotrophins and CNTF on developing statoacoustic neurons: comparison with an otocyst-derived factor.</a> Dev. Biol. 159 (1), 353-353 (1993).</li><li>Juurlink, B. e. r. n. h. a. r. d. H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chick+Spinal+Somatic+Motoneurons+in+Culture.">Chick Spinal Somatic Motoneurons in Culture.</a> Protocols for Neural Cell Culture.. 59, (2001).</li><li>Fantetti, K. N., Zou, Y., Fekete, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wnts+and+Wnt+inhibitors+do+not+influence+axon+outgrowth+from+chicken+statoacoustic+ganglion+neurons.">Wnts and Wnt inhibitors do not influence axon outgrowth from chicken statoacoustic ganglion neurons.</a> Hear. Res. , (2011).</li><li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo.">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> Journal of Morphology. 88, 49-49 (1951).</li><li>Bourikas, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sonic+hedgehog+guides+commissural+axons+along+the+longitudinal+axis+of+the+spinal+cord.">Sonic hedgehog guides commissural axons along the longitudinal axis of the spinal cord.</a> Nat. Neurosci. 8 (3), 297-297 (2005).</li><li>Charron, F., Tessier-Lavigne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+brain+wiring+functions+for+classical+morphogens:+a+role+as+graded+positional+cues+in+axon+guidance.">Novel brain wiring functions for classical morphogens: a role as graded positional cues in axon guidance.</a> Development. 132 (10), 2251-2251 (2005).</li><li>Augsburger, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BMPs+as+mediators+of+roof+plate+repulsion+of+commissural+neurons.">BMPs as mediators of roof plate repulsion of commissural neurons.</a> Neuron. 24 (1), 127-127 (1999).</li><li>Lyuksyutova, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anterior-posterior+guidance+of+commissural+axons+by+Wnt-frizzled+signaling.">Anterior-posterior guidance of commissural axons by Wnt-frizzled signaling.</a> Science. 302 (5652), 1984-1984 (2003).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

نقدم طريقة لتشريح والثقافة وE4 SAG E6 explants الحبل الشوكي ، من الحمص ، في ظل ظروف الأجواء الخالية من المصل. ويجري حاليا استخدام هذا الإجراء في مختبرنا لدراسة الآثار المترتبة على مختلف يغاندس يفرز على بقاء الخلايا العصبية وثمرة neurite SAG. الرواية جوانب من هذا البروتوكول بما في...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> الكاشف </td><td> شركة </td><td> فهرس العدد </td><td> تعليق </td></tr><tr><td> معدات </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> تشريح المجهر </td><td></td><td></td><td> نستخدم M80 ايكا stereomicroscope مع brightfield قاعدة الإضاءة </td></tr><tr><td> الشريحة الأكثر دفئا </td><td> CS &amp; E. </td><td></td><td> الكولاجين البلمرة </td></tr><tr><td> بيضة دجاجة حاضنة </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 37 درجة مئوية / 5 ٪ CO 2 ثقافة الخلية الحاضنة ترطيب </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> تشريح مواد </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> وSylgardنسخة ؛ المغلفة طبق بتري </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 24 لوحة جيدا خلية ثقافة </td><td> كورنينج </td><td> 3526 </td><td></td></tr><tr><td> # 5 دومون ملقط </td><td> أدوات العلوم غرامة </td><td> 11252-30 </td><td></td></tr><tr><td> # 55 دومون ملقط </td><td> أدوات العلوم غرامة </td><td> 11295-51 </td><td></td></tr><tr><td> الفولاذ المقاوم للصدأ المسامير تشريح </td><td> أدوات العلوم غرامة </td><td> 26002-10 </td><td> يعلق الجنين ، تشريح غرامة </td></tr><tr><td> موريا ملعقة مثقوبة </td><td> أدوات العلوم غرامة </td><td> 10370-17 </td><td> حصاد جنين / نقل </td></tr><tr><td> 200 ميكروليتر الماصة الفم واسعة نصائح </td><td> المؤتمر الوطني العراقي نقطة العلمية </td><td> 118 96R </td><td> نقل يزدرع </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> E4 وبيض الدجاج E6 </td><td></td><td></td><td> &amp; ملاحظة :س ؛ </td></tr><tr><td> فرخ رينغر الحل </td><td></td><td></td><td> جنين الحصاد </td></tr><tr><td> HBSS </td><td> سيغما </td><td> H8264 </td><td> تشريح SAG </td></tr><tr><td> L15 المتوسطة </td><td> سيغما </td><td> L5520 </td><td> الحبل الشوكي المتوسطة تشريح </td></tr><tr><td> الجنين مصل العجل </td><td> اتلانتا البيولوجية </td><td> S11150 </td><td> الحبل الشوكي المتوسطة تشريح </td></tr><tr><td> Vannas مقص </td><td> العالم آلات دقيقة </td><td> 501778 </td><td> الحبل الشوكي تشريح </td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> إعداد الكولاجين </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> الفئران الذيل نوع الكولاجين أنا </td><td> العلوم البيولوجية دينار بحريني </td><td> 354249 </td><td> يزدرع الثقافة </td></tr><tr><td> 10X PBS (العقيمة) </td><td></td><td></td><td> لنويtralize الكولاجين </td></tr><tr><td> 1N هيدروكسيد الصوديوم (العقيمة) </td><td></td><td></td><td> لتحييد الكولاجين </td></tr><tr><td> الماء المقطر (العقيمة) </td><td></td><td></td><td> لتحييد الكولاجين </td></tr><tr><td> أوراق مؤشر الرقم الهيدروجيني (6،0-8،1) </td><td> Whatman </td><td> 2629-990 </td><td> لفحص درجة الحموضة الكولاجين </td></tr><tr><td> أنابيب مخروطية 15 مل </td><td> المؤتمر الوطني العراقي نقطة العلمية </td><td> 818 - PG </td><td></td></tr><tr><td> 500 ميكروليتر الماصة الفم واسعة نصائح </td><td> المؤتمر الوطني العراقي نقطة العلمية </td><td> 119 - R100 </td><td> لالكولاجين الماصة </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> يزدرع الثقافة </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> DMEM/F12 المتوسطة </td><td> سيغما </td><td> D8437 </td><td> يزدرع مستنبت </td></tr><tr><td> ITS +1 </td><td> سيغما </td><td> I2521 </td><td> تكملة المتوسطة </tد&gt; </tr><tr><td> البنسلين الستربتوميسين </td><td> Invitrogen </td><td> 15140-122 </td><td> تكملة المتوسطة </td></tr><tr><td> CNTF (الجرذان) </td><td> سيغما </td><td> C3835 </td><td> تكملة المتوسطة </td></tr><tr><td> NT - 3 (الإنسان) </td><td> سيغما </td><td> N1905 </td><td> تكملة المتوسطة </td></tr><tr><td> تنقية الماوس Wnt5a </td><td> R &amp; D أنظمة </td><td> 645 WN - 010 </td><td></td></tr><tr><td> افى جل الخرز الأزرق هلام </td><td> بيو راد </td><td> 153-7302 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> المناعية </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> بارافورمالدهيد </td><td> سيغما </td><td> P6148 </td><td> تثبيت </td></tr><tr><td> برنامج تلفزيوني </td><td></td><td></td><td> يشطف </td></tr><tr><td> تريتون X - 100 </td><td> سيغما </td><td> T9284 </td><td> حظر حل </td></tr><tr><td> صوديومآزيد </td><td> سيغما </td><td> S8032 </td><td> حظر حل </td></tr><tr><td> مصل العجل </td><td> Invitrogen </td><td> 16170-078 </td><td> حظر حل </td></tr><tr><td> الفأر وحيدة النسيلة المضادة للIgG2b β تويولين الضد الثاني 1 + </td><td> سيغما </td><td> T8535 </td><td> أجسام الخلايا التسميات وneurites </td></tr><tr><td> ثر اليكسا 488 الماعز المضادة للجسم الفأر ب IgG2 </td><td> Invitrogen </td><td> A21141 </td><td> بالكشف عن الأجسام المضادة β تويولين </td></tr><tr><td> ملعقة صغيرة تفلون </td><td> VWR </td><td> 57949-033 </td><td> الإفراج عن المواد الهلامية الكولاجين بشكل جيد </td></tr></tbody></table>

dissection and culture of chick statoacoustic ganglion and spinal cord explants in collagen gels for neurite outgrowth assays

ومعصب الأجهزة الحسية في الأذن الداخلية الدجاج من العمليات المحيطية من العقدة statoacoustic (SAG) الخلايا العصبية. تعصيب الجهاز الحسي يعتمد على مزيج من العظة التوجيه محوار 1 و 2 بقاء العوامل تقع على طول مسار المحاوير المتزايد و / أو ضمن أهدافها الجهاز الحسي. على سبيل المثال ، ولدت مع وظيفية تدخل طريقا محوار توجيه الإشارات الكلاسيكية ، semaphorin - neuropilin ، misrouting من المحاور أذني 3. أيضا ، أعرب العديد من عوامل النمو في الأهداف الحسية في الأذن الداخلية ، بما في ذلك Neurotrophin - 3 (NT - 3) وعامل التغذية العصبية الدماغي المشتقة (BDNF) ، وقد تم التلاعب في الحيوانات المعدلة وراثيا ، مما أدى مرة أخرى إلى misrouting من المحاور SAG 4. هذه الجزيئات نفسه يعزز بقاء ونمو الخلايا العصبية neurite SAG الفرخ 5،6 في المختبر. هنا ، نحن وصف وشرح الطريقة في المختبر ونحن حاليا شالغناء لاختبار مدى استجابة neurites SAG فرخ لبروتينات قابلة للذوبان ، بما في ذلك morphogens المعروفة مثل Wnts ، فضلا عن عوامل النمو التي تعتبر مهمة لتعزيز SAG ثمرة neurite وبقاء الخلايا العصبية. باستخدام هذا النظام النموذجي ، ونأمل في استخلاص استنتاجات بشأن الآثار التي يمكن أن يفرز يغاندس تمارس على بقاء الخلايا العصبية وثمرة neurite SAG. يتم تشريح explants SAG يوم الجنينية 4 (E4) والمثقف في المواد الهلامية الكولاجين ثلاثي الأبعاد تحت ظروف خالية من المصل لمدة 24 ساعة. أولا ، يتم اختبار الاستجابة من جانب neurite explants زراعة المتوسطة البروتين تستكمل. ثم لنتساءل عما إذا كانت مصادر نقطة يغاندس يمكن أن يفرز تأثيرات على الاتجاه ثمرة neurite ، وشارك في explants مثقف مع بروتين المغلفة الخرز ويعاير لقدرة حبة لتعزيز محليا أو تحول دون ثمرة. نحن تشمل أيضا مظاهرة للتشريح (تعديل بروتوكول 7) وثقافة E6 explants الحبل الشوكي. نحنتستخدم بشكل روتيني explants النخاع الشوكي للتأكد من النشاط الحيوي للبروتينات والخرز البروتين غارقة ، والتحقق من الأنواع عبر التفاعل مع أنسجة الفرخ ، في ظل الظروف نفس ثقافة explants SAG. هذه المقايسات في المختبر لفحص مريحة بسرعة عن الجزيئات التي تمارس التغذية (بقاء) أو مدار (الاتجاه) التأثيرات على الخلايا العصبية SAG ، وخصوصا قبل تنفيذ الدراسات في الجسم الحي. وعلاوة على ذلك ، وهذه الطريقة تسمح للاختبار الجزيئات الفردية بموجب المصل خالية من الشروط ، مع بقاء الخلايا العصبية ارتفاع 8.

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Culture of Chick Statoacoustic Ganglion and Spinal Cord Explants in Collagen Gels for Neurite Outgrowth Assays at JoVE.com

Dissection and Culture of Chick Statoacoustic Ganglion and Spinal Cord Explants in Collagen Gels for Neurite Outgrowth Assays

نحن لشرح كيفية تشريح والثقافة الفرخ E4 العقدة statoacoustic E6 explants والحبل الشوكي. تستزرع Explants المصل تحت ظروف الأجواء الخالية من المواد الهلامية في الكولاجين 3D لمدة 24 ساعة. يتم اختبار Neurite الاستجابة مع النمو المتوسط ​​عامل وتستكمل مع بروتين المغلفة الخرز.

تشريح العقدة والثقافة والفرخ Statoacoustic Explants النخاع الشوكي في الهلام الكولاجين لفحوصات ثمرة Neurite

The sensory organs of the chicken inner ear are innervated by the peripheral processes of statoacoustic ganglion (SAG) neurons. Sensory organ innervation ...

dissection-culture-chick-statoacoustic-ganglion-spinal-cord-explants

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.0K Views.  Purdue University. نحن لشرح كيفية تشريح والثقافة الفرخ E4 العقدة statoacoustic E6 explants والحبل الشوكي. تستزرع Explants المصل تحت ظروف الأجواء الخالية من المواد الهلامية في الكولاجين 3D لمدة 24 ساعة. يتم اختبار Neurite الاستجابة مع النمو المتوسط ​​عامل وتستكمل مع بروتين المغلفة الخرز.

Video: Dissection and Culture of Chick Statoacoustic Ganglion and Spinal Cord Explants in Collagen Gels for Neurite Outgrowth Assays

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

تشريح والثقافة من الخلايا العصبية من النخاع الشوكي صواري الجنينية

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

A Functional Motor Unit in the Culture Dish: Co-culture of Spinal Cord Explants and Muscle Cells

Human primary muscle cells cultured aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of a nerve component, cell differentiation is limited and motor neuron stimulation is missing1. These limitations hamper the in vitro study of many neuromuscular diseases in cultured muscle cells. Importantly, the experimental constraints of monolayered, cultured muscle cells can be overcome by functional innervation of myofibers with spinal cord explants in co-cultures.
Here, we show the different steps required to achieve an efficient, proper innervation of human primary muscle cells, leading to complete differentiation and fiber contraction according to the method developed by Askanas2. To do so, muscle cells are co-cultured with spinal cord explants of rat embryos at ED 13.5, with the dorsal root ganglia still attached to the spinal cord slices. After a few days, the muscle fibers start to contract and eventually become cross-striated through innervation by functional neurites projecting from the spinal cord explants that connecting to the muscle cells. This structure can be maintained for many months, simply by regular exchange of the culture medium.
The applications of this invaluable tool are numerous, as it represents a functional model for multidisciplinary analyses of human muscle development and innervation. In fact, a complete de novo neuromuscular junction installation occurs in a culture dish, allowing an easy measurement of many parameters at each step, in a fundamental and physiological context.
Just to cite a few examples, genomic and/or proteomic studies can be performed directly on the co-cultures. Furthermore, pre- and post-synaptic effects can be specifically and separately assessed at the neuromuscular junction, because both components come from different species, rat and human, respectively. The nerve-muscle co-culture can also be performed with human muscle cells isolated from patients suffering from muscle or neuromuscular diseases3, and thus can be used as a screening tool for candidate drugs. Finally, no special equipment but a regular BSL2 facility is needed to reproduce a functional motor unit in a culture dish. This method thus is valuable for both the muscle as well as the neuromuscular research communities for physiological and mechanistic studies of neuromuscular function, in a normal and disease context.

Cultured muscle cells are an inadequate model to recapitulate innervated muscle in vivo. A functional motor unit can be reproduced in vitro by innervation of differentiated human primary muscle cells using rat embryo spinal cord explants. This article describes how co-cultures of spinal cord explants and muscle cells are established.

وحدة للسيارات وظيفية في صحن الثقافة: شارك في ثقافة Explants النخاع الشوكي وخلايا العضلات

Human primary muscle cells cultured  aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of  a nerve component, cell ...

Dissection and Culture of Mouse Dopaminergic and Striatal Explants in Three-Dimensional Collagen Matrix Assays

Midbrain dopamine (mdDA) neurons project via the medial forebrain bundle towards several areas in the telencephalon, including the striatum1. Reciprocally, medium spiny neurons in the striatum that give rise to the striatonigral (direct) pathway innervate the substantia nigra2. The development of these axon tracts is dependent upon the combinatorial actions of a plethora of axon growth and guidance cues including molecules that are released by neurites or by (intermediate) target regions3,4. These soluble factors can be studied in vitro by culturing mdDA and/or striatal explants in a collagen matrix which provides a three-dimensional substrate for the axons mimicking the extracellular environment. In addition, the collagen matrix allows for the formation of relatively stable gradients of proteins released by other explants or cells placed in the vicinity (e.g. see references 5 and 6). Here we describe methods for the purification of rat tail collagen, microdissection of dopaminergic and striatal explants, their culture in collagen gels and subsequent immunohistochemical and quantitative analysis. First, the brains of E14.5 mouse embryos are isolated and dopaminergic and striatal explants are microdissected. These explants are then (co)cultured in collagen gels on coverslips for 48 to 72 hours in vitro. Subsequently, axonal projections are visualized using neuronal markers (e.g. tyrosine hydroxylase, DARPP32, or &beta;III tubulin) and axon growth and attractive or repulsive axon responses are quantified. This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of mesostriatal and striatonigral axon growth and guidance during development. Using this assay, it is also possible to assess other (intermediate) targets for dopaminergic and striatal axons or to test specific molecular cues.

Explants from the midbrain dopamine system and striatum are used in a collagen matrix assay for the in vitro analysis of mesostriatal and striatonigral pathway development. In this assay axonal outgrowth and guidance can be manipulated and quantified. It can also be modified for assessing other regions or molecular cues.

تشريح والثقافة من الدوبامين والفأر Explants العقدة المخططة في ثلاثي الأبعاد فحوصات مصفوفة الكولاجين

Midbrain dopamine (mdDA) neurons project via the medial forebrain bundle towards several areas in the telencephalon, including the striatum1. ...

Chicken Embryo Spinal Cord Slice Culture Protocol

Slice cultures can facilitate the manipulation of embryo development both pharmacologically and through gene manipulations. In this reduced system, potential lethal side effects due to systemic drug applications can be overcome. However, culture conditions must ensure that normal development proceeds within the reduced environment of the slice. We have focused on the development of the spinal cord, particularly that of spinal motor neurons. We systematically varied culture conditions of chicken embryo slices from the point at which most spinal motor neurons had been born. We assayed the number and type of motor neurons that survived during the culture period and the position of those motor neurons compared to that in vivo. We found that serum type and neurotrophic factors were required during the culture period and were able to keep motor neurons alive for at least 24 hr and allow those motor neurons to migrate to appropriate positions in the spinal cord. We present these culture conditions and the methodology of preparing the embryo slice cultures using eviscerated chicken embryos embedded in agarose and sliced using a vibratome.

Slice cultures facilitate the manipulation of embryo development by gene and pharmacological perturbations. However, culture conditions must ensure that normal development can proceed within the reduced environment of the slice. We illustrate a protocol that facilitates normal spinal cord development to proceed for at least 24 hr.

الدجاج الأجنة شريحة الحبل الشوكي الثقافة البروتوكول

Slice cultures can facilitate the manipulation of  embryo development both pharmacologically and through gene manipulations. In  this reduced system, ...

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene knockdown approaches can be utilized to examine the molecular mechanisms underlying nervous system development. Second, large clutches of developmentally synchronized embryos provide large experimental sample sizes. Third, the optical clarity of the zebrafish embryo permits researchers to visualize progenitor, glial, and neuronal populations. Although zebrafish embryos are transparent, specimen thickness can impede effective microscopic visualization. One reason for this is the tandem development of the spinal cord and overlying somite tissue. Another reason is the large yolk ball, which is still present during periods of early neurogenesis. In this article, we demonstrate microdissection and removal of the yolk in fixed embryos, which allows microscopic visualization while preserving surrounding somite tissue. We also demonstrate semipermanent mounting of zebrafish embryos. This permits observation of neurodevelopment in the dorso-ventral and anterior-posterior axes, as it preserves the three-dimensionality of the tissue.

Developmental processes such as proliferation, patterning, differentiation, and axon guidance can be readily modeled in the zebrafish spinal cord. In this article, we describe a mounting procedure for zebrafish embryos, which optimizes visualization of these events.

تشريح والتركيب الجانبي من اسماك الزرد الأجنة: تحليل التنمية الحبل الشوكي

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

Complete Spinal Cord Injury and Brain Dissection Protocol for Subsequent Wholemount In Situ Hybridization in Larval Sea Lamprey

After a complete spinal cord injury, sea lampreys at first are paralyzed below the level of transection. However, they recover locomotion after several weeks, and this is accompanied by short distance regeneration (a few mm) of propriospinal axons and spinal-projecting axons from the brainstem. Among the 36 large identifiable spinal-projecting neurons, some are good regenerators and others are bad regenerators. These neurons can most easily be identified in wholemount CNS preparations. In order to understand the neuron-intrinsic mechanisms that favor or inhibit axon regeneration after injury in the vertebrates CNS, we determine differences in gene expression between the good and bad regenerators, and how expression is influenced by spinal cord transection. This paper illustrates the techniques for housing larval and recently transformed adult sea lampreys in fresh water tanks, producing complete spinal cord transections under microscopic vision, and preparing brain and spinal cord wholemounts for in situ hybridization. Briefly, animals are kept at 16&#160;&#176;C and anesthetized in 1% Benzocaine in lamprey Ringer. The spinal cord is transected with iridectomy scissors via a dorsal approach and the animal is allowed to recover in fresh water tanks at 23 &#176;C. For in situ hybridization, animals are reanesthetized and the brain and cord removed via a dorsal approach.

Complete Spinal Cord Injury and Brain Dissection Protocol for Subsequent Wholemount In Situ Hybridization in Larval Sea Lamprey

Lampreys recover locomotion after a complete spinal cord injury. However, some spinal-projecting neurons are good regenerators and others are not. This paper illustrates the techniques for housing sea lamprey larvae (and recently transformed adults), producing complete spinal cord transections and preparing wholemount brains and spinal cords for in situ hybridization.

إصابة الحبل الشوكي الكامل وبروتوكول تشريح الدماغ لاحقا Wholemount<em&gt; في الموقع</em&gt; التهجين في اليرقات البحر الجلكى

After a complete spinal cord injury, sea lampreys at first are paralyzed below the level of transection. However, they recover locomotion after several ...

RNA-Seq Analysis of Differential Gene Expression in Electroporated Chick Embryonic Spinal Cord

In ovo electroporation of the chick neural tube is a fast and inexpensive method for identification of gene function during neural development. Genome wide analysis of differentially expressed transcripts after such an experimental manipulation has the potential to uncover an almost complete picture of the downstream effects caused by the transfected construct. This work describes a simple method for comparing transcriptomes from samples of transfected embryonic spinal cords comprising all steps between electroporation and identification of differentially expressed transcripts. The first stage consists of guidelines for electroporation and instructions for dissection of transfected spinal cord halves from HH23 embryos in ribonuclease-free environment and extraction of high-quality RNA samples suitable for transcriptome sequencing. The next stage is that of bioinformatic analysis with general guidelines for filtering and comparison of RNA-Seq datasets in the Galaxy public server, which eliminates the need of a local computational structure for small to medium scale experiments. The representative results show that the dissection methods generate high quality RNA samples and that the transcriptomes obtained from two control samples are essentially the same, an important requirement for detection of differential expression genes in experimental samples. Furthermore, one example is provided where experimental overexpression of a DNA construct can be visually verified after comparison with control samples. The application of this method may be a powerful tool to facilitate new discoveries on the function of neural factors involved in spinal cord early development.

This video shows the basic steps for performing whole transcriptome analysis on dissected chick embryonic spinal cord samples after transfection with in ovo electroporation.

RNA تسلسل تحليل التفاضلية التعبير الجيني في Electroporated الفرخ الجنينية الحبل الشوكي

In ovo electroporation of the chick neural tube is a fast and inexpensive method for identification of gene function during neural development. Genome ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

الحبل الشوكي العصبونات العزلة والثقافة من الفئران حديثي الولادة

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

التسليم داخل الشرايين للخلايا الجذعية العصبية إلى الدماغ الفئران والفأر: تطبيق على الإقفاري الدماغي

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

تحريض كامل من إصابة الحبل الشوكي من نوع الترانصيب في الفئران

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...