إعداد أجهزة ميكروفلويديك للثقافة الخلية العصبية 1) النظافة كورنينج NO.1 24 مم X 40 مم الشرائح الزجاجية <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يصوتن الشرائح الزجاجية في المياه sonicator حمام لمدة 30 دقيقة </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف شرائح الزجاج مع EtOH 70 ٪ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغسل ثلاث مرات مع الشرائح درهم 2 O </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجافة الشرائح في نسيج الثقافة غطاء لعدة ساعات ، ويفضل بين عشية وضحاها </li></ul> ملاحظة : لقد صواني معدنية خاصة أننا مع تحميل الشرائح. يتم فصل على حدة وتوضع الشرائح في فتحات في هذا رف معدني. يمكن أن نضع هذه الصواني ثم تحميل المعدنية في طبق زجاج أننا مع ملء مكان ، والماء في الماء sonicator الحمام ، ويصوتن لمدة 30 دقيقة. وتنفذ يغسل اللاحقة في هذا الطبق. 2) إعداد الأجهزة PDMS <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع القالب PDMS من رقاقة السيليكون ، والثقوب لكمة في المدلى بها والربع PDSM أنها </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف الأجهزة التي تهب PDMS أول شحنة من الغاز الخامل (الأرجون أو النيتروجين) عبرها. ثم استخدام العلامة التجارية 3M سكوتش 471 الشريط لرفع الحطام قبالة أي المتبقية </li></ul> ملاحظة : من المهم للحفاظ على مواجهة الأجهزة. في البداية ، ونحن عندما قطع PDMS بعيدا عن رقاقة السيليكون ، وجنبا إلى جنب في اتصال مع رقاقة هو الجانب نظيف : أنه يحتوي على قنوات ميكروفلويديك. ونحن نحاول أن نكون حذرين ما في وسعنا حتى لا يسبب ضررا للجهاز ، والحفاظ على وجهه الجانب نظيفة حتى أننا مستعدون للارتباط البلازما. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأوتوكلاف الأجهزة في حاويات من البلاستيك </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التعقيم ونظيفة رقم (1) والشرائح الزجاجية كورنينج البلازما أجهزة علاج باستخدام العلامة التجارية Harrick البلازما الأنظف ، <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أجهزة تنظيف الجانب السلبي على شريحة زجاجية. </li></ul> الجهاز الآن البلازما المستعبدين إلى الشريحة الزجاجية. 3) الأجهزة مع طلاء بولي L - يسين (PLL) <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يضاف إلى PLL جيدا على كل جانب من الجهاز ، ويسمح لتدفق في البئر خلال المقبل </li></ul> =&gt; 150 ميكرولتر من PLL لآبار كبيرة و 30 μ ل PLL لأصغر الآبار. فإنه ليس من الضروري أن يكون بالضبط ما دامت هي آبار كاملة. ملاحظة : اذا نظرتم الى جهاز سترى 4 آبار : يتم توصيل كل اثنين. تريد وضع PLL في واحدة حتى جيدا أنه سوف تتدفق من خلال الجهاز في البئر المقبل. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح لتدفق PLL من خلال الجهاز لمدة 10 دقائق ثم إضافة المزيد من PLL إلى الآبار لملء لهم حتى </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الأجهزة التي تحتوي على PLL في حاضنة على 37 درجة مئوية لمدة لا تقل عن 4 ساعات (يتم بين عشية وضحاها من الأفضل) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فراغ خارج PLL الزائدة بعد العلاج ، ولكن يجب الحرص على عدم تمتص جميع السائل خارج الجهاز </li></ul> ملاحظة : لا أريد أن أعرض فقاعات الهواء إلى قنوات أو الغرفة. مجرد فراغ خارج PLL الزائدة في الآبار. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة تعقيمها درهم 2 O إلى كل بئر على جانبي الجهاز ، والسماح لتدفق البئر غيرها من عمل شعري </li></ul> الرقم 1 هو رسم تخطيطي لجهاز ميكروفلويديك. لاحظ كيف يتم توصيل الأزرق (سوما الجانب) ، وترتبط الأحمر (الجانب محواري). عندما نقول وضع PLL ، أو المياه أو وسائل الإعلام ، على بئر واحدة على كل جانب من الجهاز ، ما نقصده ، على سبيل المثال ، هو : 150 مكان المجاهدين من 2 تعقيمها O درهم في أحد الأزرق ميكرولتر حسنا 150 درهم من المكان ثم تعقيمها 2 0 في واحدة الأحمر حسنا. فإن الماء (أو PLL ، أو وسائل الإعلام ، أو خلايا) تتدفق من خلال الجهاز إلى جانب المقابلة الأخرى. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="الشكل 1" width="362" height="216" /> الشكل 1 ملاحظة : يرجى ملاحظة أنه سيتم من الآن فصاعدا ، عندما أقول &quot;وسائل الاعلام مكان ، والخلايا ، والمياه أو الآبار PLL في القمة&quot; ، وأنا أشير إلى الرسم البياني أعلاه حيث سوما سيكون على اليسار وعلى محاور عصبية تنمو إلى الحق. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح المياه قبالة (مرة أخرى والحرص على عدم إزالة الكامل لجميع السائل من الجهاز) ، ثم إضافة أخرى ميكرولتر 150 من تعقيمها O 2 درهم واحد لكل اتصال جيد والسماح لها بالتدفق من خلال المقابلة الى جيدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الجهاز يحتوي درهم 2 O في حاضنة عند 37 درجة مئوية لمدة 1 ساعة ، ثم كرر الخطوة يغسل مرة أخرى. يغسل ثلاث مرات مع الأجهزة درهم 2 O لمدة ساعة واحدة لكل منهما ، والذي هو مجموع. </li></ul> ملاحظة : نظرا لاحتمال أن بورات من PLL يمكن أن تمتص في PDMS ، وبعض في مختبر جون يوصي تفرخ بين عشية وضحاها مع الأجهزة تعقيمها O 2 درهم بعد بضع طيشطف nitial سريعة. وهذا التأكد من أن جميع بورات الإرادة الحرة ليتش من PDMS قبل التحميل من الخلايا. إذا لم يتم ذلك ، قد يكون هناك اطلاق سراح بورات في وسائل الإعلام على مر الزمن ، والتي يمكن أن تؤدي إلى السمسة. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة الوسائط العصبية القاعدية (NBM) مع العوامل الضرورية (glutamax ، B27 ، PenStrep) إلى أعلى الآبار </li></ul> ملاحظة : يمكن المحتضنة الأجهزة بين عشية وضحاها ، ومطلي مع الخلايا في اليوم التالي ، أو المحتضنة لا تقل عن 3 ساعات مع عوامل + NMB الطلاء قبل الخلايا. إعداد الخلايا العصبية للتحميل في أجهزة نحن نستخدم 18 يوما القديمة القشرة الفئران الجنينية التي نشتريها إما من شركة تدعى بت الدماغ أو مستعدة ذلك هنا في الحرم الجامعي بالنسبة لنا. نحن نفضل الحصول على أنسجة جديدة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1 الحصول على الجنين قشرة الدماغ (2 قطعة من النسيج) المخزنة في البريد إسبات </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يستغرق 3 ماصات زجاجية طويلة واطلاق النار عليهم في كل الأحجام الصغيرة تباعا باستخدام مصباح الكحول </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الأنسجة من E إسبات مع ماصة الزجاج ومكان في 2 مل من العوامل + NMB في أنبوب 15 مل العقيمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحن : استخدام ماصة لمبة زجاجية ويتم تمرير القشرة صعودا ونزولا حوالي 5 إلى 10 مرات. ثم ، يتم استخدام ماصة صغيرة بجوار ماصة صعودا وهبوطا في الأنسجة. أخيرا ، يتم استخدام أصغر ماصة للماصة صعودا وهبوطا في الأنسجة. نود أن نتأكد من عدم وجود قطع مرئية. ملاحظة : في الآونة الأخيرة ، وبدأت المقارنة بين جيون مختبر الخلايا من الأنسجة المخزنة في البريد إسبات إلى الخلايا التي تم إعدادها من الأنسجة في البداية تعامل مع التربسين 0.125 ٪ في 50 ٪ كا + + مجانا + + والمغنيسيوم العازلة تشريح الحرة. تجمع الآراء على أن نسيج المعدة باستخدام الخلايا التربسين الغلة أكثر قدرة على البقاء من الأنسجة وضعت في البداية E. إسبات إذا كنت لا تنوي استخدام الأنسجة على الفور ، ثم أنت بحاجة لتخزين الأنسجة في إسبات E. إذا كنت تنوي استخدام الأنسجة على الفور ، وأود البقاء زيادة ، ثم التعامل النسيج مع التربسين قبل سحن الميكانيكية على النحو التالي : 1) تمييع 1 مل التربسين 0.25 ٪ (Gibco ، Invitrogen) مع 1 مل من + كا + مجانا ميغاغرام مجانا + + تشريح العازلة (التربسين النهائي = 0.125 ٪) في أنبوب 15 مل (حفاظ على برودة الثلج) ، 2) مكان في الأنسجة العازلة واحتضان فورا عند 37 درجة مئوية لمدة 8 دقائق ، 3) إضافة 10 مل DMEM/10 ٪ لوقف FBS التربسين تفاعل وتواصل بروتوكول أدناه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخلايا في جهاز الطرد المركزي 1100 دورة في الدقيقة لمدة 1 دقيقة </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يستنشق وسائل الإعلام بعناية قبالة الخلية بيليه </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1 مل من العوامل + NMB لبيليه وإعادة علقت عليه ، pipetting صعودا وهبوطا </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمر الخلايا إعادة علقتها تدفق الجاذبية من خلال مرشح لإزالة أي تكتلات دينار بحريني (فالكون 40 مصفاة الخلية النايلون أم) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> والخلايا لوحة العد : <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في أنبوب microfuge ، إضافة NMB 60 ميكرولتر + العوامل ، 20 ميكرولتر من التعليق الخلية ، و 20 ميكرو لتر من اللون الأزرق ثم مزيج التريبان </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة حوالي 10 ميكرولتر من هذا الحل لعدادة الكريات وعد الخلايا الحية (وليس الأزرق) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط تركيز على 2،5-4،5 X10 6 خلية / مل ملاحظة : نحن عموما الحصول على تركيز من حوالي 2،5-4،5 X 106 خلية / مل. اعتمادا على حجم ومعلق الخلايا في (عادة 1 مل + NBM B27/Glutamax/PenStrep percortex). إذا كان على استعداد للنسيج التربسين مع ذلك ، من المحتمل أن تكون زيادة الغلة. </li></ul></li></ol> الطلاء وأجهزة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل الخلايا (الخلايا العصبية الأولية) في واحدة من جانب الجهاز </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوحة 5 ميكرولتر في جهاز صغير و 20 ميكرولتر لكل جهاز كبير ملاحظة : يمكنك تحميل 10 ميكرولتر من الخلايا في الجزء العلوي من الجهاز و 10 ميكرولتر على الجزء السفلي من الجهاز (إجمالي حجم نصف) ، أو مباشرة عن 20 ميكرولتر من الخلايا في أعلى جسدي جيدا (5 ميكرولتر في جسدي جيدا الأعلى للأجهزة الصغيرة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان لمدة 10 دقيقة في الحاضنة 37 درجة مئوية بحيث تبدأ الخلايا لإرفاق </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة ميكرولتر 150/30 تقريبا من العوامل + NMB لكل اعتمادا على حجم الجهاز جيدا ملاحظة : وحدات التخزين قد تختلف تبعا لسمك PDMS. كل ما يهم هو أن تمتلئ الآبار. </li></ol> تكميلية على استخدام الأجهزة وبدون الربط البلازما من دون علاج البلازما ، وكريستينا تو ، فني ، الذي لا بنجاح كل أسبوع دون البلازما ، ويقول لتحميل فقط على الخلايا على الفور. تذكر لإزالة وسائل الإعلام من كل من الآبار على الجانب سوما (محوار الجانب لن يهم إذا تركت وسائل الإعلام في). انها تدفق السائل الذي يسمح للخلايا لدخول القناة الرئيسية. إذا كان لديك وسائل الاعلام في الآبار ، وأنك لن تحصل على تدفق السوائل.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

تظاهر نحن هنا كيفية استخدام الجهاز عصبون ميكروفلويديك دون الحاجة إلى نظافة البلازما. نشير إلى هذه الرابطة وغير البلازما.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

في هذا الفيديو ، ونحن لشرح كيفية استخدام الجهاز بدون ارتباط الخلايا العصبية ميكروفلويديك البلازما. في بعض الحالات قد يكون من المرغوب فيه الأجهزة السندات عكسية على الزجاج رقم كورنينج تغطية 1. قد يكون هذا الواجب ، ربما ، إلى نظافة البلازما والتي لا تتوفر. في حالات أخرى ، قد يكون من المستحسن إزالة الجهاز من الزجاج بعد زراعة الخلايا العصبية لأنواع معينة من المجهري أو immunostaining ، على الرغم من أنه ليس من الضروري إزالة الجهاز لimmunostaining حيث يمكن ملطخة الخلايا العصبية في الجهاز. بعض الباحثين ، ومع ذلك ، لا تزال تفضل لإزالة الجهاز. في هذه الحالة ، والترابط عكسها الجهاز على الزجاج غطاء يجعل ذلك ممكنا. هناك بعض العيوب لغير البلازما الرابطة من الأجهزة التي يتم تشكيلها ليس ضيقا كما من الختم. في بعض الحالات قد المحاور تنمو تحت الأخاديد بدلا من خلالهم. أيضا ، لأن الزجاج وPDMS هي مسعور ، والسوائل لا تدخل بسهولة في الجهاز مما يجعل من الضروري في بعض الأحيان لقوة وسائل الإعلام والكواشف الأخرى في الجهاز. وسوف تدخل سوائل الجهاز عبر عمل شعري ، لكنه يأخذ فترة أطول كثيرا بالمقارنة مع الأجهزة التي تم البلازما المستعبدين. نظافة البلازما المائية يخلق رسوم مؤقتة على الزجاج والأجهزة التي تسهل تدفق السوائل عن طريق الجهاز بعد الربط في غضون ثوان. لغير ملزمة أجهزة البلازما ، وتدفق السائل من خلال أجهزة تستغرق عدة دقائق. من المهم أيضا أن نلاحظ أن ليتم استخدامها مع أجهزة البلازما عدم الربط يجب أن يتم تعقيمها الأولى ، في حين أن أجهزة البلازما المعالجة لا بد من تعقيمها قبل استخدامها لأن نظافة البلازما وتعقيم لهم.

Watch this Scientific Journal Video about Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices at JoVE.com

Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

نحن في هذا الفيديو لشرح كيفية استخدام الجهاز بدون ارتباط الخلايا العصبية ميكروفلويديك البلازما.

غير البلازما من الربط PDMS للصناعات رخيصة من أجهزة ميكروفلويديك

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K Views.  University of California, Irvine (UCI). نحن في هذا الفيديو لشرح كيفية استخدام الجهاز بدون ارتباط الخلايا العصبية ميكروفلويديك البلازما.

Video: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

تصنيع جهاز ميكروفلويديك للتجزئة سوما الخلية العصبية والمحاوير

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

جهاز لتوليد التدرج ميكروفلويديك لبيولوجيا الخلية

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMS تصنيع الأجهزة وتعديل السطح

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

تلفيق القنوات ميكروفلويديك الحراري

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

ميكروفلويديك طلبات للحصول على تشخيص احدة

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Fabrication of Amperometric Electrodes

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we describe the techniques needed to generate low noise (&lt;0.5 pA) electrodes.  The techniques have been modified from published descriptions by previous researchers (1,2).  Electrodes are made by preparing carbon fibers and threading them individually into each capillary tube by using a vacuum with a filter to aspirate the fiber.  Next, the capillary tube with fiber is pulled by an electrode puller, creating two halves, each with a fine-pointed tip.  The electrodes are dipped in hot, liquid epoxy mixed with hardener to create an epoxy-glass seal.  Lastly, the electrodes are placed in an oven to cure the epoxy.  Careful handling of the electrodes is critical to ensure that they are made consistently and without damage.  This protocol shows how to fabricate and cut amperometric electrodes for recording from single cells.

This protocol describes how to generate carbon fiber electrodes. The electrodes are subsequently used to detect catecholamine release from vesicles with carbon fiber amperometry.

تصنيع أقطاب Amperometric

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

تلفيق عضلي يبني الأنسجة المهندسة

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

عالية السرعة نظام تسليم القطرة ومقرها سلبية الضخ في أجهزة ميكروفلويديك

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

تحلل الدم ميكروفلويديك الآلي بروتوكول لتخصيب اعارة خلايا الأنوية

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

تصنيع وتشغيل إدخال الأوكسجين للثقافات الخلوية منتسب

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...