הכנת התקנים microfluidic עבור התרבות התא Neuron 1) ניקוי קורנינג מס &#39;1 24 מ&quot;מ X 40 מ&quot;מ זכוכית שקופיות <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Sonicate שקופיות הזכוכית sonicator אמבט מים במשך 30 דקות </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטפו את השקופיות זכוכית עם EtOH 70% </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים עם DH 2 O </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מגלשות יבש במנדף רקמה תרבות במשך כמה שעות, רצוי לילה </li></ul> הערה: יש לנו מגשי מתכת מיוחד שאנחנו עומס עם השקופיות. השקופיות מופרדות בנפרד להציב חריצי במעמד זה מתכת. אז אנו יכולים למקם את טעינת מגשי מתכת בכלי זכוכית כי אנחנו ממלאים את המקום במים, sonicator האמבטיה במים, sonicate במשך 30 דקות. שוטף לאחר מתבצעות המנה הזו. 2) הכנת התקנים PDMS <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגזור את התבנית PDMS מן פרוסות סיליקון סיליקון, חורים אגרוף השחקנים PDSM ורבע זה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את מכשירי PDMS ידי הראשון פיצוץ גז אינרטי (ארגון או חנקן) על פני אותם. ואז להשתמש 3M סקוטש 471 קלטת מותג להרים את כל הפסולת הנותרת </li></ul> הערה: חשוב לשמור על המכשירים עם הפנים כלפי מעלה. בתחילה, כאשר אנו לגזור את PDMS ממנו פרוסות סיליקון, הצד במגע עם פרוסות סיליקון הוא הצד נקי: הוא מכיל את ערוצי microfluidic. אנחנו מנסים להיות זהירים ככל שאנחנו יכולים שלא לגרום נזק להתקן, ולשמור על פני הצד לנקות עד שאנחנו מוכנים מליטה פלזמה. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכשירי החיטוי במכלי פלסטיק </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר, מעוקר נקי מס &#39;1 שקופיות הזכוכית קורנינג פלזמה לטפל באמצעות מכשירים פלזמה המותג Harrick נקי, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום המכשירים נקי בצד למטה בשקופית זכוכית. </li></ul> המכשיר הוא עכשיו פלזמה מלוכדות לשקופית זכוכית. 3) לציפוי מכשירים עם פולי-L-ליזין (PLL) <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PLL מתווסף גם בכל צד של המכשיר מותר לזרום לתוך הבאר הבא </li></ul> =&gt; 150 μl של PLL של בארות גדול 30 μ l PLL עבור בארות קטנות יותר. זה לא חייב להיות מדויק כל עוד בארות מלאים. הערה: אם אתה מסתכל על המכשיר תוכלו לראות 4 בארות: כל שני מחוברים. אתה רוצה לשים את PLL באחד היטב כך שהוא יזרום דרך המכשיר לתוך הבאר הבא. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר PLL לזרום דרך המכשיר למשך כ -10 דקות ולאחר מכן להוסיף PLL יותר את הבארות כדי למלא אותם </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המכשירים המכיל PLL באינקובטור ב 37 מעלות צלזיוס למשך תקופה מינימלית של 4 שעות (עדיף לילה) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבק את PLL עודף לאחר הטיפול, אבל להיזהר לא לשאוב את כל הנוזל מתוך המכשיר </li></ul> הערה: אתה לא רוצה להציג את בועות האוויר לערוצי או קאמרית. רק ואקום את PLL עודף בארות. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף autoclaved DH 2 O היטב בכל צד של המכשיר, ואפשר לזרום גם אחר על ידי פעולה נימי </li></ul> איור 1 הוא דיאגרמה של מכשיר microfluidic. שימו לב איך הכחול (סומה בצד) מחובר האדום (צד axonal) מחוברים. כאשר אנו אומרים את PLL, או מים או התקשורת, על אחד טוב בכל צד של המכשיר, למה אנחנו מתכוונים, למשל, היא: מקום 150 ul של autoclaved DH 2 O באחד μl כחול 150 טוב, אז במקום autoclaved DH 2 0 האדום לתוך באר אחת. המים (או PLL, או מדיה, או תאים) יזרמו דרך המכשיר היטב המקביל אחרים. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="איור 1" width="362" height="216" /> איור 1 הערה: שים לב, מעתה ואילך, כאשר אני אומר &quot;כלי התקשורת במקום, תאים, מים או PLL בבארות TOP&quot;, אני מתכוון בתרשים לעיל שם סומה יהיה בצד שמאל ואת האקסונים יגדל זכות. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את המים (שוב נזהרים שלא להסיר לחלוטין את כל הנוזלים מהמכשיר), ואז להוסיף עוד 150 μl של autoclaved DH 2 O אחד בכל מקושר היטב ולאפשר לו לזרום אל המקביל היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את מכשיר המכיל DH 2 O באינקובטור ב 37 מעלות צלזיוס במשך שעה 1, ולאחר מכן לחזור על השלב לשטוף שוב. שטפו את התקנים שלוש פעמים עם DH 2 O למשך שעה אחת, שהיא בסך הכל. </li></ul> הערה: בשל האפשרות כי borate מן PLL יכול לספוג לתוך PDMS, חלק ב מעבדת Jeon ממליצים דוגרים המכשירים לילה עם autoclaved DH 2 O אחרי כמה אנישטיפות מהיר nitial. זה יבטיח כי כל borate חינם יסתננו החוצה של PDMS לפני הטעינה של התאים. אם זה לא נעשה, ייתכן שיש לשחרר borate לתוך התקשורת לאורך זמן, מה שעלול להוביל cytotoxicity. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף מדיה בסל עצבית (NBM) עם הגורמים הנדרשים (glutamax, B27, PenStrep) אל בארות העליון </li></ul> הערה: התקנים ניתן מודגרות לילה ו מצופה עם תאים למחרת, או מודגרות מינימום של 3 שעות עם גורמים NMB + לפני ציפוי התאים. הכנת הנוירונים לטעינה לתוך התקני אנו משתמשים היום בן 18 בקליפת עוברי העכברים שאנחנו גם לקנות מחברה בשם Bits המוח או כי הוא מוכן כאן בשבילנו בקמפוס. אנו מעדיפים לקבל את הרקמה טריים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השג 1 קליפת המוח של העובר (2 פיסות הרקמה) המאוחסן שינה E </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח 3 pipettes זכוכית ארוך אש לכל אחד מהם לתוך בגדלים קטנים יותר ברציפות באמצעות מנורת אלכוהול </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר את הרקמות של שינה E עם טפטפת זכוכית מקום 2 מ&quot;ל של גורמים NMB + בצינור 15 מ&quot;ל סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טחינה דקה: בעזרת פיפטה הנורה וזכוכית קליפת המוח היא עברה למעלה ולמטה על 5 עד 10 פעמים. ואז, פיפטה קטן הבא משמש פיפטה במעלה ובמורד רקמות. לבסוף, פיפטה הקטן משמש פיפטה במעלה ובמורד רקמות. אנחנו רוצים לוודא שאין גושים נראים לעין. הערה: לאחרונה, החלה המעבדה Jeon השוואת תאים מרקמות מאוחסנים שינה E תאים שהוכנו מרקמות שטופלו תחילה 50% עם טריפסין 0.125% Ca + + בחינם Mg + + חוצץ לנתיחה חינם. הקונצנזוס הוא כי רקמת מוכן באמצעות טריפסין תשואה תאים קיימא יותר מאשר רקמת להציב תחילה שינה E. אם אתה לא הולך להשתמש ברקמות מיד, אז אתה צריך לאחסן את הרקמה שינה E. אם אתה הולך להשתמש ברקמות מיד רוצה כדאיות מוגברת, ואז לטפל הרקמה עם טריפסין לפני טחינה דקה מכני כדלקמן: 1) לדלל 1 מ&quot;ל טריפסין 0.25% (Gibco, Invitrogen) עם 1 מ&quot;ל של Ca + + חינם Mg + + חינם חיץ דיסקציה (טריפסין הסופי = 0.125%) לתוך צינור 15 מ&quot;ל (לשמור קר קרח) 2) רקמת מקום חיץ לדגור מיד 37 מעלות צלזיוס למשך 8 דקות, 3) להוסיף 10 מ&quot;ל DMEM/10% FBS לעצור את טריפסין התגובה ולהמשיך פרוטוקול להלן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה תאים בסל&quot;ד 1100 למשך דקה 1 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקשורת aspirated בזהירות את התא גלולה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מ&quot;ל של גורמים NMB + על גלולה מחדש על תנאי זה על ידי pipetting למעלה ולמטה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Pass מחדש תאים מושעה על ידי זרימת הכבידה דרך מסנן להסיר גושים (BD פלקון תא מסננת 40 ניילון אממ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת תאים בצלחת: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתוך צינור microfuge, להוסיף 60 + NMB μl גורמים, 20 μl של השעיה תא, 20 μl של trypan כחול ואז לערבב </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף על μl 10 של פתרון זה hemocytometer ולספור את תאים חיים (לא כחול) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את הריכוז 2.5-4.5 x10 6 תאים / מ&quot;ל הערה: אנו בדרך כלל לקבל ריכוז של כ 2.5-4.5 x 106 תאים / מ&quot;ל. בהתאם לכמות התאים resuspended ב (בדרך כלל 1 מ&quot;ל NBM + B27/Glutamax/PenStrep percortex). אם הרקמה הוכנה עם טריפסין, התשואה צפויה להיות מוגברת. </li></ul></li></ol> ציפוי התקנים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען תאים (נוירונים העיקרי) לתוך אחד טוב של המכשיר </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 5 פלייט μl לכל מכשיר קטן ו 20 μl לכל מכשיר גדול הערה: ניתן לטעון 10 μl של תאים בחלק העליון של המכשיר 10 μl על החלק התחתון של המכשיר (הנפח הכולל וחצי), או ישירות את כל 20 μl של תאים בבאר somal העליון (5 μl ב somal בראש טוב עבור מכשירים קטנים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה במשך 10 דקות ב 37 מעלות צלזיוס חממה כל כך התאים יכולים להתחיל לצרף </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף μl 150/30 כ גורמים NMB + זה גם תלוי בגודל המכשיר הערה: כרכים עשוי להשתנות בהתאם לעובי של PDMS. כל מה שחשוב הוא כי בארות מלאים. </li></ol> משלימה על שימוש בהתקני ללא פלזמה Bonding ללא טיפול פלזמה, כריסטינה ט&quot;ו, טכנאי, אשר עושה זאת בהצלחה כל שבוע ללא פלזמה, אומר רק לטעון את התאים מיד. זכור להסיר את התקשורת משני בארות בצד סומה (צד האקסון לא משנה אם אתה משאיר את התקשורת). זה זרימת נוזל המאפשר לתאים להיכנס לערוץ הראשי. אם יש לך מדיה הבארות, לא תקבל זרימת הנוזל.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הנה הראינו כיצד להשתמש במכשיר ללא צורך נוירון microfluidic שואב פלזמה. אנו מתייחסים מליטה זה כלא פלזמה.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

בסרטון זה אנו מדגימים כיצד להשתמש במכשיר נוירון microfluidic בלי מליטה פלזמה. במקרים מסוימים זה עשוי להיות רצוי מכשירי הקשר הפיך על כוס מס &#39;1 כיסוי קורנינג. זה יכול להיות בגלל, אולי, שואב פלזמה לא להיות זמין. במקרים אחרים, זה יכול להיות רצוי להסיר את ההתקן מן הכוס לאחר culturing של נוירונים עבור סוגים מסוימים של מיקרוסקופ או immunostaining, אם כי זה לא הכרחי כדי להסיר את ההתקן עבור immunostaining מאז הנוירונים יכול להיות מוכתם במכשיר. כמה חוקרים, עם זאת, עדיין מעדיפים להסיר את ההתקן. במקרה זה, מליטה הפיך של המכשיר כדי לכסות את הכוס עושה את זה אפשרי. יש כמה חסרונות מליטה לא פלזמה של התקנים שאינם צמודים כמו חותם נוצר. במקרים מסוימים אקסונים עשוי לגדול תחת חריצים ולא דרכם. כמו כן, בגלל הזכוכית PDMS הם הידרופובי, נוזלים לא להיכנס בקלות את המכשיר ומכריח לעתים לאלץ את התקשורת ריאגנטים אחרים לתוך המכשיר. נוזלים יכנסו למכשיר דרך פעולה נימי, אבל זה לוקח זמן רב יותר באופן משמעותי בהשוואה למכשירים שכבר פלזמה ערובה. שואב פלזמה יוצר חיובים הידרופילי זמני על הזכוכית מכשיר להקל על זרימת נוזלים דרך המכשיר לאחר מליטה בתוך שניות. עבור הלא פלזמה התקנים מחויב, זרימת הנוזל דרך המכשירים לוקח כמה דקות. כמו כן, חשוב לציין כי התקנים לשימוש עם אי - פלזמה מליטה צריכים להיות מעוקרים הראשון, בעוד מכשירים פלזמה טיפול לא צריך לעבור עיקור לפני השימוש, כי יהיה נקי פלזמה לעקר אותם.

Watch this Scientific Journal Video about Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices at JoVE.com

Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

בסרטון הזה אנחנו מדגימים איך להשתמש במכשיר נוירון microfluidic בלי מליטה פלזמה.

Non-Bonding פלזמה של PDMS עבור ייצור זולה של מכשירים microfluidic

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Microsoft Bing

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K Views.  University of California, Irvine (UCI). בסרטון הזה אנחנו מדגימים איך להשתמש במכשיר נוירון microfluidic בלי מליטה פלזמה.

Video: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

המצאה של המכשיר microfluidic עבור מידור של Neuron סומה האקסונים

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMS ייצור המכשיר ושינוי פני השטח

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

ייצור של ערוצים Microfluidic תרמופלסטיים

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

יישומים Microfluidic עבור אבחון פנויה

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Fabrication of Amperometric Electrodes

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we describe the techniques needed to generate low noise (&lt;0.5 pA) electrodes.  The techniques have been modified from published descriptions by previous researchers (1,2).  Electrodes are made by preparing carbon fibers and threading them individually into each capillary tube by using a vacuum with a filter to aspirate the fiber.  Next, the capillary tube with fiber is pulled by an electrode puller, creating two halves, each with a fine-pointed tip.  The electrodes are dipped in hot, liquid epoxy mixed with hardener to create an epoxy-glass seal.  Lastly, the electrodes are placed in an oven to cure the epoxy.  Careful handling of the electrodes is critical to ensure that they are made consistently and without damage.  This protocol shows how to fabricate and cut amperometric electrodes for recording from single cells.

This protocol describes how to generate carbon fiber electrodes. The electrodes are subsequently used to detect catecholamine release from vesicles with carbon fiber amperometry.

המצאה של אלקטרודות Amperometric

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

המצאה של Myogenic בונה רקמות מהונדסות

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

מהירות גבוהה Droplet מבוססי משלוח מערכת פסיבי שאיבה מכשירים microfluidic

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

Imaging In-Stent Restenosis: An Inexpensive, Reliable, and Rapid Preclinical Model

Preclinical models of restenosis are essential to unravel the pathophysiological processes that lead to in-stent restenosis and to optimize existing and future drug-eluting stents.
A variety of antibodies and transgenic and knockout strains are available in rats. Consequently, a model for in-stent restenosis in the rat would be convenient for pathobiological and pathophysiological studies. 
In this video, we present the full procedure and pit-falls of a rat stent model suitable for high throughput stent research. We will show the surgical procedure of stent deployment, and the assessment of in-stent restenosis using the most elegant technique of OCT (Optical Coherence Tomography). This technique provides high accuracy in assessing plaque CSAs (cross section areas) and correlates well with histological sections, which require special and time consuming embedding and sectioning techniques. OCT imaging further allows longitudinal monitoring of the development of in-stent restenosis within the same animal compared to one-time snapshots using histology.

This video demonstrates how to use a preclinical inexpensive and reliable model to study pathobiological and pathophysiological processes of in-stent restenosis development. Longitudinal in vivo monitoring using OCT (Optical Coherence Tomography) and analysis of OCT images are also demonstrated.

In-סטנט restenosis הדמיה: דגם זולה, Preclinical אמין, מהיר

Preclinical models of restenosis are essential to unravel the pathophysiological processes that lead to in-stent restenosis and to optimize existing and ...

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

תמוגה אוטומטי Microfluidic דם פרוטוקול העשרה של מחזורי תאים גרעיני

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

ייצור והפעלת הוספת חמצן עבור תרבויות נייד חסיד

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...