بتمويل سكيدمور كلية المنح الإنمائية في إعداد ونشر هذه المخطوطة.

1. تصاعد الأجنة (عند الانتهاء من اختيار تقنيات التصور، مثل كيمياء سيتولوجية مناعية، التهجين في الموقع، الخ) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الأجنة في طبق بيتري 35 ملم مليئة العازلة في الاختيار (الشكل 1A). ويستند اختيار عازلة على الإجراء وضع العلامات. عادة مخازن تستند PBS-مناسبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر تشريح، واستخدام ملقط، وتأمين الرأس مع زوج واحد من ملقط حين سحب صفار البيض بعيدا مع الزوج الآخر (الشكل 1B). بدلا من ذلك، استخدم دبوس الحشرات في حامل دبوس الحشرات لسحب بلطف بعيدا صفار البيض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الجنين لعبة البوكر (صيد الانترنت (0.41 مم) لصقها على أي أنبوب شعري أو ماصة باستور) نقل الأجنة إلى جزء من طبق بيتري الذي ليس لديه الكثير من الحطام صفار (أرقام 1C-D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ماصة باستير الزجاج، ونضح الأجنة في السائل أقل قدر ممكن، وزماصة مستديم لهم على شريحة (الشكل 1E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفتيل بلطف بعيدا السائل الزائد باستخدام مختبر مسح. تجنب الاتصال مع الأجنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة قطرة واحدة من تصاعد المتوسطة إلى الأجنة. للتسميات الفلورسنت، واستخدام كاشف antifade الاختيار. للإشارات اللونية، 70٪ الجلسرين يمكن استخدامها كوسيلة في تصاعد مستمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام لعبة البوكر الجنين، توجيه الأجنة على الجانبين في الصفوف (الشكل 1F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة &quot;الداب&quot; واحدة من الفازلين أو الشحوم عالية فراغ إلى كل ركن من أركان ساترة (الشكل 1G). هذا يمنع الضرر من الجنين من الضغط المفرط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع ساترة (الجانب الفازلين لأسفل) على رأس الأجنة (الشكل 1H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف اضغط على ساترة في كل زاوية حتى وسائل الإعلام تركيب (70٪ الجلسرين أو مكافحة تتلاشى كاشف التركيب) لمس ساترة (الشكل 1H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لزم الأمر، إضافة المزيد من وسائل الإعلام المتصاعدة من قبل pipetting بجوار COVerslip، باستخدام pipettor في نطاق 20-200 مل. سيكون الفتيل تحت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مختبر مسح ونظيفة تماما حول ساترة. تكون على يقين من أن يتم تطبيق الضغط على ساترة، حيث سيؤدي ذلك إلى تلف الأجنة. يجب أن تكون هذه المنطقة جافة وليس لها أي الفازلين أو وسائل الإعلام تصاعد على ذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام طلاء الأظافر لختم حول حافة ساترة (الشكل 1I). </li></ol>

<ol>
	<li>Gribble, S. L., Nikolaus, O. B., Dorsky, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+and+function+of+Dbx+genes+in+the+zebrafish+spinal.">Regulation and function of Dbx genes in the zebrafish spinal.</a> Dev. Dyn. 236 (12), 3472-3483 (2007).</li><li>Bonner, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Midline+crossing+is+not+required+for+subsequent+pathfinding+decisions+in+commissural+neurons.">Midline crossing is not required for subsequent pathfinding decisions in commissural neurons.</a> Neural Dev. 7 (1), 18 (2012).</li><li>Ross, A. B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Wnt+signaling+using+Lithium+Chloride:+Inquiry-Based+Undergraduate+Laboratory+Exercises.">Activation of Wnt signaling using Lithium Chloride: Inquiry-Based Undergraduate Laboratory Exercises.</a> Zebrafish. , (2012).</li><li>Bonner, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proliferation+and+patterning+are+mediated+independently+in+the+dorsal+spinal+cord+downstream+of+canonical+Wnt+signaling.">Proliferation and patterning are mediated independently in the dorsal spinal cord downstream of canonical Wnt signaling.</a> Dev. Biol. 313 (1), 398-407 (2008).</li><li>Gribble, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tcf3+inhibits+spinal+cord+neurogenesis+by+regulating+sox4a+expression.">Tcf3 inhibits spinal cord neurogenesis by regulating sox4a expression.</a> Development. 136 (5), 781-789 (2009).</li><li>England, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+Hedgehog+pathway+components+and+retinoic+acid+signalling+in+specifying+zebrafish+ventral+spinal+cord+neurons.">Roles of Hedgehog pathway components and retinoic acid signalling in specifying zebrafish ventral spinal cord neurons.</a> Development. 138 (23), 5121-5134 (2011).</li><li>Challa, A. K., Beattie, C. E., Seeger, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+and+characterization+of+roundabout+orthologs+in+zebrafish.">Identification and characterization of roundabout orthologs in zebrafish.</a> Mech Dev. (1-2), 101-101 (2001).</li><li>Lee, J. S., Ray, R., Chien, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cloning+and+expression+of+three+zebrafish+roundabout+homologs+suggest+roles+in+axon+guidance+and+cell.">Cloning and expression of three zebrafish roundabout homologs suggest roles in axon guidance and cell.</a> 221 (2), 216-230 (2001).</li><li>Downes, G. B., Waterbury, J. A., Granato, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+in+vivo+labeling+of+identified+zebrafish+neurons.">Rapid in vivo labeling of identified zebrafish neurons.</a> Genesis. 34 (3), 196-202 (2002).</li><li>Kim, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch-regulated+oligodendrocyte+specification+from+radial+glia+in+the+spinal+cord+of+zebrafish+embryos.">Notch-regulated oligodendrocyte specification from radial glia in the spinal cord of zebrafish embryos.</a> Dev. Dyn. 237 (8), 2081-2089 (2008).</li><li>Sylvain, N. J., Brewster, D. L., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+embryos+exposed+to+alcohol+undergo+abnormal+development+of+motor+neurons+and+muscle+fibers.">Zebrafish embryos exposed to alcohol undergo abnormal development of motor neurons and muscle fibers.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32 (4), 472-480 (2010).</li><li>de Soysa, T. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macondo+crude+oil+from+the+Deepwater+Horizon+oil+spill+disrupts+specific+developmental+processes+during+zebrafish+embryogenesis.">Macondo crude oil from the Deepwater Horizon oil spill disrupts specific developmental processes during zebrafish embryogenesis.</a> BMC Biol. 10 (40), (2012).</li><li>Langenberg, T., Brand, M., Cooper, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+brain+development+and+organogenesis+in+zebrafish+using+immobilized+embryonic+explants.">Imaging brain development and organogenesis in zebrafish using immobilized embryonic explants.</a> Dev Dyn. 228 (3), 464-474 (2003).</li><li>Deschene, E. R., Barresi, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+Targeted+Embryonic+Chimeras:+Zebrafish+Gastrula+Cell+Transplantation.">Tissue Targeted Embryonic Chimeras: Zebrafish Gastrula Cell Transplantation.</a> J. Vis. Exp. (31), (2009).</li></ol>

لا توجد المصالح المالية المتنافسة لأي كاتب.

تصاعد الأجنة الزرد الوحشي للمساعدات التصور ثابتة للتنمية الحبل الشوكي. من خلال إزالة الكرة صفار، يتم تقليل مسافة العمل المطلوبة للتصوير مجهرية استثنائية. تم نتائجنا ممثل تقتصر على المرحلة 24 HPF، ومع ذلك، هذه التقنية يمكن استخدامها في وقت مبكر من 18 HPF، على الرغم من الأجنة في وقت سابق أكثر صعوبة لتشريح بسبب حجم الجنين وهشاشة النسيج. هذا الأسلوب ينطبق على الأجنة أقدم من 24 HPF أيضا. وبمساعدة من وضوح بصري من الزرد الجنينية، والقدرة على أداء شاشات الوراثية إلى الأمام، وعلم الوراثة العكسية، والنهج المعدلة وراثيا، قد يتم التحقيق العديد من العمليات التنموية. وهذا يشمل مؤشرات الإنقسامية من الأسلاف العصبية مع علامات مثل BrdU ومكافحة الفوسفات-هيستون 4-6 مارس والزخرفة من خلال التعبير عن علامات العصبية والدبقية السلف في باكس، nkx، DBX، وolig familieو 1،4-6. الكواشف أن تقرير تقرير الدبقية والخلايا العصبية (مثل الدبقية البروتين حمض ييفي (GFAP) وHUC / D) 1،4،5،10 يمكن استخدامها. ويمكن تحليل الخلايا العصبية سلالة التمايز من خلال التعبير عن جزيرة، VSX، معكوسة، والجينات غاتا 1،4-6. وأخيرا، وتحليل توجيهات محوار هو ممكن من خلال الأجسام المضادة مثل تويولين مكافحة الأسيتيل، 3A10، وznp-1 2،11،12. على الرغم تستخدم أنظمة نموذج الفقاريات الأخرى (الماوس وفرخ) لدراسة تطور الحبل الشوكي، إلا أن تصاريح الزرد عرض في وقت واحد من جميع المحاور التنموية في الجنين سليمة. القيد واضحة لهذا النهج هو أن الأجنة يتم إصلاحها، والذي يحول دون التصوير الحي. في الواقع، وإزالة (أو تلف) نتائج صفار في الموت السريع الجنينية، وبالتالي فإنه ليس من الممكن للحد من مسافة العمل في الأجنة الحية باستخدام هذه التقنية. ومع ذلك، تضخم عالية شارك في العمود الفقريالتصوير الثالثة في الأجنة الحية هو ممكن. من أجل الحفاظ على صفار خلال التصوير الحي والأجنة يمكن وضعها في الشرائح الاكتئاب، والتي توفر مساحة أكبر بين العينة وساترة. بدلا من ذلك، العديد من 22 ملم × 22 ملم coverslips ويمكن لصقها على أي شريحة من 3 × 1 في في الشريحة المجهرية. لل coverslips بمثابة &quot;جسر&quot; لساترة الفوقية. إذا الأجنة تكون أقدم من 18 HPF، ويستخدم لتخدير تريكين الأجنة لمنع الحركة. في حين أن المسافة عمل 0.288 مم مطلوب للأجنة deyolked في 24 HPF، عند العمل مع الأجنة الحية جزءا لا يتجزأ من الاغاروز، مع صفار سليمة، عدسة مجهرية مع مسافة العمل 3.3 مم كافية. بدلا من ذلك، الثقافات ازدراع المستمدة من الأجنة deyolked يمكن تصور باستخدام البلازما جلطة الشلل تقنية 13. ويمكن ملاحظة السكان مختلفة من الخلايا من خلال استخدام البروتينات الفلورية المرمزة وراثيا مثل GFP، mCherry، أو photoconصبغ vertible Kaede الذي (على سبيل المثال لا الحصر). علاوة على ذلك، الخلايا fluorescently المسمى داخل أجنة خيالية ويمكن أيضا أن ينظر إليها مع هذا النهج 14. وهناك تقنية تصاعد متسقة ومستقرة لعدة أشهر هو أداة حاسمة لعلماء البيولوجيا التطورية والخلية. هذه التقنية هي واضحة قابلة للتكرار، مما يتيح المقارنة سهلة بين التجارب التجريبية المختلفة. علاوة على ذلك، محاذاة الأجنة في الصفوف يسمح بسهولة تحديد الأجنة محددة لتحليلها لاحقا.

هو تحول دون تصور من الحبل الشوكي في الزرد من قبل عدد من العوامل. نظرا لسمك و somites المغطي وموقع الداخلية من الحبل الشوكي، مطلوب مسافة طويلة في العمل إلى حد كبير لقرار الخلوية عالية. الكرة صفار (الذي لا يزال حاضرا خلال المراحل الأولى من تكوين الخلايا العصبية) يزيد من مسافة العمل المطلوبة، وتلف بسهولة عن طريق الضغط من ساترة. بالإضافة إلى ذلك، الحطام من صفار التالفة يحظر التصور واضحة من الأنسجة. على الرغم من المقاطع العرضية في (DV) محور ظهراني بطني ممكنة، فإنها لا تسمح بسهولة تصور في وقت واحد في الأمامي الخلفي (ا ف ب) المحور 1. للتغلب على هذه العقبات، يتم تشريح الأجنة والتي شنت على الشرائح. يوفر هذا الإجراء العديد من الفوائد. الأولى، تكمن بسهولة الأجنة الزرد مع الجانب الوحشي متجهة لأعلى، مما يسهل AP محور التصور. ثانيا، إزالة بال صفارل يقلل من مسافة العمل المطلوبة، ويحد من الحطام. الثالثة، هذا الإجراء تصاعد يسمح لكلا الفلورسنت وbrightfield المجهري. الرابع والأجنة التي شنت في حالة مستقرة لعدة أشهر عند 4 درجة مئوية، مما يسمح العينة لفترة طويلة التصور. أخيرا، تقدم التنمية يحدث في تلك القطاعات الأمامية هي أكثر نضجا من شرائح الخلفي. من أجل ضمان أن تتم مقارنة نظموا hemisegments الشوكي المتطابقة بين الأجنة، يتم استخدام المغطي الأنسجة الجسيدة كدليل. على سبيل المثال، في العاشر الجسيدة معظم الخلفي يعتلي hemisegment الشوكي العاشرة، وهو ما يعادل تنمويا في الأجنة المتطابقة المرحلة. هذا الإجراء المتصاعدة للأجنة سليمة تتيح سهولة تحديد somites. نستخدم علم الوراثة والجينات تقنيات تدق إلى أسفل لدراسة آليات التوجيه محوار في الحبل الشوكي النامي. على وجه الخصوص، فقد قررنا أن robo2، robo3، وDCC مطلوبة من أجل صواري ASCE الابتدائيةnding (كوبا) محوار الاستطلاعية. باستخدام الإجراء تصاعد وصفها هنا، كنا قادرين على دراسة النمو بطني، عبور خط الوسط، عرض الصوار، والظهرية 2،3 النمو الأمامي. ويمكن أيضا أن يطبق هذا الإجراء إلى تصاعد DV أو AP الزخرفة من الحبل الشوكي. وقد استخدمنا هذا الإجراء لتحديد الأدوار المتباينة من المستجيبات WNT المصب في DV الزخرفة من الحبل الشوكي. استخدام هذا التركيب، تمكنا من الحصول على قرار من علامات DV على مستوى خلية واحدة، وتحديد التحولات الزخرفة دقيقة نتيجة لتغير استقبال إشارة WNT 4،5. يسمح هذا الإجراء تصاعد أيضا لحساب مؤشر الإنقسامية من خلال مكافحة phosphohistone 3 أو وضع العلامات BrdU (انتشار السلف) التمايز 5.

<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Petri dishes 35mm X 10mm
			</td>
			<td style="width:115px;">
			VWR
			</td>
			<td style="width:116px;">
			25373-041
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Dumont Forceps #3
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:116px;">
			NC9839169
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Cover glass
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:116px;">
			12-541-B22X22-1.5
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Slides
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:116px;">
			12-550-343
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			SlowFade Gold
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:116px;">
			S36936
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			ProLong Gold
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:116px;">
			P36934
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Petroleum Jelly
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Any grocery store
			</td>
			<td style="width:116px;">
			 
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Loop Holders
			</td>
			<td style="width:115px;">
			VWR
			</td>
			<td style="width:116px;">
			80094-482
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Insect Pins
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:116px;">
			26002-10
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:132px;">
			Nickel Plated Pin Holders
			</td>
			<td style="width:115px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:116px;">
			26016-12
			 
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
 
 
 
 
 
 
<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:118px;">
			Name of Equipment
			</td>
			<td style="width:118px;">
			Company
			</td>
			<td style="width:118px;">
			Catalog number
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:118px;">
			Olympus Stereo microscope
			</td>
			<td style="width:118px;">
			Olympus
			</td>
			<td style="width:118px;">
			SZ61
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and lateral mounting of zebrafish embryos: analysis of spinal cord development

الحبل الشوكي الزرد هو نموذج التحقيق الفعال للأبحاث الجهاز العصبي لعدة أسباب. الأولى، الوراثية، والجينات المعدلة وراثيا النهج ضربة قاضية يمكن استخدامها لدراسة الآليات الجزيئية الكامنة وراء تطوير النظام العصبي. الثانية، براثن كبير من الأجنة متزامنة تنمويا توفير أحجام العينة التجريبية الكبيرة. الثالث، وضوح بصرية للجنين الزرد يسمح للباحثين لتصور السلف، الدبقية، والسكان العصبية. على الرغم من أن الأجنة الزرد شفافة، يمكن أن سماكة العينة تعيق التصور المجهرية فعالة. أحد الأسباب لذلك هو تطوير جنبا إلى جنب من الحبل الشوكي والأنسجة الجسيدة الفوقية. سبب آخر هو الكرة صفار الكبيرة، والتي لا تزال موجودة خلال فترات تكوين الخلايا العصبية في وقت مبكر. في هذه المقالة، ونحن لشرح تسليخ مجهري وإزالة صفار في الأجنة الثابتة، الذي يسمح التصور المجهري مع الحفاظ على الأنسجة المحيطة الجسيدة. نحن المرضس تثبت تصاعد شبه دائمة من الأجنة الزرد. هذا يسمح مراقبة النمو العصبي في المحاور ظهراني بطني والأمامي الخلفي، كما أنه يحافظ على أبعاد ثلاثة من الأنسجة.

عندما توضيح الآليات التي تكمن وراء الأحداث التنموية المختلفة مثل الزخرفة الخلوية، والتمايز، والتوجيه محور عصبي، فإنه من المهم أن تكون قادرا على تصور الخلايا في سياق أنسجتهم. العيوب الزخرفة ظهري بطني الحاضر وعادة ما تحول بطني أو ظهري في مجال التعبير عن عوامل النسخ في باكس، nkx، أو الأسر DBX 4. في بعض الأحيان، قد تكون التغييرات الطفيفة، التي تضم سوى عدد قليل من أقطار الخلية 4. تحليل مقطعية يسمح هذا النوع من التحليل. ومع ذلك، يمكن الكواشف مع إشارات أضعف، أو المقاطع العرضية التي ليست عمودي على محور AP لحد من التفسير. علاوة على ذلك، تحليل مقطعية لا يأخذ بعين الاعتبار بسهولة ما إذا كانت التغييرات لا تزال قائمة في محور AP، ويعتمد على توافر ناظم البرد. يتم التحايل على هذا التحديد من قبل وجهات النظر الجانبي للحبل الشوكي. كما رأينا في الشكل 2B، nkx6.1 مرنا هو دistributed في ما يقرب من النصف بطني من الحبل الشوكي في 24 ساعة بعد الإخصاب (HPF)، ضمن المجال السلف. الخلايا الاصلية يمكن تمييزها من الخلايا الإنقسامية آخر بسبب وجود لوحة الكلمة، التي وجدت في الجزء الأنسي من الحبل الشوكي. شوهدت مع عدسات مدينة دبي للإنترنت، والخلايا الفردية بشكل واضح للتمييز، وحدود المعرفة بين التعبير عن وnonexpressing الخلايا هو واضح. ويرافق دورة الخلية السلف الخروج عن التغيرات في التعبير الجيني. على سبيل المثال، كل الخلايا العصبية بعد الإنقسامية التعبير عن HUC / D الذي هو كشفها مع كيمياء سيتولوجية مناعية 1،5. تحقيقات مرنا للجزيرة، غاتا، والأسر VSX تسمية الخلايا العصبية بعد الإنقسامية محددة من الموقف الثابت وعدد داخل كل hemisegment الحبل الشوكي 6. بالإضافة إلى ذلك، يتم التعبير عن مستقبلات التوجيه محور عصبي مثل تلك التي في الأسرة روبو في السكان المقيد من الخلايا العصبية تالية للتفتل (الشكل 2C) <suع&gt; 2،7،8. تصاعد الوحشي للأجنة يسمح التهم دقيقة من الخلايا العصبية بعد الإنقسامية. وبالمثل، الأسلاف التي لا تزال تقسم يمكن قياسها كميا مع مكافحة الفوسفات هيستون-3 كيمياء سيتولوجية مناعية وكذلك وضع العلامات BrdU. علاوة على ذلك، يمكن تقييم موت الخلايا مع وضع العلامات النفق 4-6. في 24 HPF، محاور عصبية من الخلايا العصبية تالية للتفتل التالية يمكن تصور مع أساليب مختلفة، ويمكن تمييزها على مستوى خلية واحدة: الظهرية الجانبي تصاعدي (دولا)، صواري تصاعديا الابتدائية (كوبا)، صواري الثانوية تصاعدي (كوسا)، بطني الطولية تنازليا (واحة)، كولمر-Agdur (KA)، صواري Bifurcating / الطولية (الكوز / L)، محيطي تصاعدي (سي آي ايه)، محيطي تنازليا (CID)، وأحادي القطب صواري تنازليا (UCoD)، روهون حية (RB)، العصبونات الحركية ( M) 9. تمديد المحاور من هذه الخلايا العصبية في ظهري، بطني، الأمامي، والخلفي الاتجاهات. أنها فرع، عبور خط الوسط، والخروج على حد سواء ظهريوالحبل الشوكي بطني. عندما يقترن متحد البؤر المسح المجهري بالليزر، هذه السلوكيات الخلوية المتنوعة واضحة في الأجنة التي شنت أفقيا، وذلك باستخدام كيمياء سيتولوجية مناعية والبروتينات الفلورية المرمزة وراثيا مثل GFP 2. في الشكل 2D، تم استخدام znp-1 كيمياء سيتولوجية مناعية لتسمية العصبونات الحركية النامية. العصبونات الحركية الخروج من الحبل الشوكي البطني للعصب العضلات النامية المحيطة بها. <img alt="الشكل 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50703/50703fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50703/50703fig1.jpg" width="500px" /> الشكل 1. تشريح والجانبية جبل الأجنة الزرد. (A) وبعد تجهيز المناعي، الموقع التهجين الموجودين في، وتوضع الأجنة في طبق بيتري 35 ملم مليئة PBT (PBS مع 0.5٪ تريتون X-100) أو استخدام محطة (PBS مع 0.1٪ توين 20). صفارالكرة (YB) هو واضح. (ب) تتم إزالة صفار من خلال تأمين رأس الجنين تليها تشريح دقيق. (C) يتم استخدام لعبة البوكر الجنين (صيد الانترنت لصقها على ماصة باستور) لأجنة منفصلة والحطام صفار (D). و pipetted الأجنة تنظيفها على شريحة المجهر (E) والانحياز (F). يتم تطبيق هلام (G) للبترول لزوايا ساترة. (H) يتم وضع ساترة بلطف على أعلى من الأجنة في تصاعد المتوسط. يستخدم البولندية (I) الأظافر لختم حواف ساترة. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50703/50703fig1highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة بشكل اكبر</a> . <img alt="الرقم 2" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50703/50703fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50703/50703fig2.jpg" width="500px" /> &lt;<html> قوية الشكل 2&gt;. تحليل الجينات وأنماط التعبير محوار الاستطلاعية التي شنت أفقيا في الأجنة الزرد. (A) رسم لجنين الزرد في 24 HPF. في دينار بحريني، وتصور ما يقرب من أربعة hemisegments أعلاه تمديد الكيس المحي (منطقة محاصر). (ب) يتم التعبير عن nkx6.1 في الحبل الشوكي بطني، بما في ذلك الكلمة لوحة (FP). وأعرب عن (C) robo3 في الخلايا العصبية تالية للتفتل (السوداء). منطقة لوحة الكلمة والسلف ليس واضحا في هذا المستوى البؤري أكثر الجانبي. في B، C، يحدها الحبل الشوكي لفئة على الجانب الأيسر من الصورة. وقد استخدم (D) متحد البؤر المجهري لصورة znp-1 المناعي، التي تصف المحاور الحركية التي تخرج من النخاع الشوكي البطني. في جميع الصور، هو الأمامي إلى اليسار والظهرية متروك. A 40X مسافة العمل الطويلة، تم استخدام الغمر بالماء (NA 0.8) عدسة (3.3 ملم).oad/50703/50703fig2highres.jpg &quot;الهدف =&quot; _blank &quot;&gt; اضغط هنا لمشاهدة صورة أكبر.

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development at JoVE.com

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

العمليات التنموية مثل الانتشار، الزخرفة، والتمايز، والتوجيه محوار يمكن أن تكون على غرار بسهولة في الحبل الشوكي الزرد. في هذه المقالة، ونحن تصف الإجراء لتصاعد الأجنة الزرد، الذي يحسن التصور لهذه الأحداث.

تشريح والتركيب الجانبي من اسماك الزرد الأجنة: تحليل التنمية الحبل الشوكي

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

dissection-lateral-mounting-zebrafish-embryos-analysis-spinal-cord

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.7K Views.  Skidmore College.  العمليات التنموية مثل الانتشار، الزخرفة، والتمايز، والتوجيه محوار يمكن أن تكون على غرار بسهولة في الحبل الشوكي الزرد. في هذه المقالة، ونحن تصف الإجراء لتصاعد الأجنة الزرد، الذي يحسن التصور لهذه الأحداث. 

Video: Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

تشريح والثقافة من الخلايا العصبية من النخاع الشوكي صواري الجنينية

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

الوحشي قرع السائل : نموذج لإصابات في الدماغ لدى الفئران

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

Dissection and Culture of Chick Statoacoustic Ganglion and Spinal Cord Explants in Collagen Gels for Neurite Outgrowth Assays

The sensory organs of the chicken inner ear are innervated by the peripheral processes of statoacoustic ganglion (SAG) neurons. Sensory organ innervation depends on a combination of axon guidance cues1 and survival factors2 located along the trajectory of growing axons and/or within their sensory organ targets. For example, functional interference with a classic axon guidance signaling pathway, semaphorin-neuropilin, generated misrouting of otic axons3. Also, several growth factors expressed in the sensory targets of the inner ear, including Neurotrophin-3 (NT-3) and Brain Derived Neurotrophic Factor (BDNF), have been manipulated in transgenic animals, again leading to misrouting of SAG axons4. These same molecules promote both survival and neurite outgrowth of chick SAG neurons in vitro5,6.
Here, we describe and demonstrate the in vitro method we are currently using to test the responsiveness of chick SAG neurites to soluble proteins, including known morphogens such as the Wnts, as well as growth factors that are important for promoting SAG neurite outgrowth and neuron survival. Using this model system, we hope to draw conclusions about the effects that secreted ligands can exert on SAG neuron survival and neurite outgrowth. 
SAG explants are dissected on embryonic day 4 (E4) and cultured in three-dimensional collagen gels under serum-free conditions for 24 hours. First, neurite responsiveness is tested by culturing explants with protein-supplemented medium. Then, to ask whether point sources of secreted ligands can have directional effects on neurite outgrowth, explants are co-cultured with protein-coated beads and assayed for the ability of the bead to locally promote or inhibit outgrowth. We also include a demonstration of the dissection (modified protocol7) and culture of E6 spinal cord explants. We routinely use spinal cord explants to confirm bioactivity of the proteins and protein-soaked beads, and to verify species cross-reactivity with chick tissue, under the same culture conditions as SAG explants. These in vitro assays are convenient for quickly screening for molecules that exert trophic (survival) or tropic (directional) effects on SAG neurons, especially before performing studies in vivo. Moreover, this method permits the testing of individual molecules under serum-free conditions, with high neuron survival8.

We demonstrate how to dissect and culture chick E4 statoacoustic ganglion and E6 spinal cord explants. Explants are cultured under serum-free conditions in 3D collagen gels for 24 hours. Neurite responsiveness is tested with growth factor-supplemented medium and with protein-coated beads.

تشريح العقدة والثقافة والفرخ Statoacoustic Explants النخاع الشوكي في الهلام الكولاجين لفحوصات ثمرة Neurite

The sensory organs of the chicken inner ear are innervated by the peripheral processes of statoacoustic ganglion (SAG) neurons. Sensory organ innervation ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

Transection الحبل الشوكي في اليرقات الزرد

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Complete Spinal Cord Injury and Brain Dissection Protocol for Subsequent Wholemount In Situ Hybridization in Larval Sea Lamprey

After a complete spinal cord injury, sea lampreys at first are paralyzed below the level of transection. However, they recover locomotion after several weeks, and this is accompanied by short distance regeneration (a few mm) of propriospinal axons and spinal-projecting axons from the brainstem. Among the 36 large identifiable spinal-projecting neurons, some are good regenerators and others are bad regenerators. These neurons can most easily be identified in wholemount CNS preparations. In order to understand the neuron-intrinsic mechanisms that favor or inhibit axon regeneration after injury in the vertebrates CNS, we determine differences in gene expression between the good and bad regenerators, and how expression is influenced by spinal cord transection. This paper illustrates the techniques for housing larval and recently transformed adult sea lampreys in fresh water tanks, producing complete spinal cord transections under microscopic vision, and preparing brain and spinal cord wholemounts for in situ hybridization. Briefly, animals are kept at 16&#160;&#176;C and anesthetized in 1% Benzocaine in lamprey Ringer. The spinal cord is transected with iridectomy scissors via a dorsal approach and the animal is allowed to recover in fresh water tanks at 23 &#176;C. For in situ hybridization, animals are reanesthetized and the brain and cord removed via a dorsal approach.

Complete Spinal Cord Injury and Brain Dissection Protocol for Subsequent Wholemount In Situ Hybridization in Larval Sea Lamprey

Lampreys recover locomotion after a complete spinal cord injury. However, some spinal-projecting neurons are good regenerators and others are not. This paper illustrates the techniques for housing sea lamprey larvae (and recently transformed adults), producing complete spinal cord transections and preparing wholemount brains and spinal cords for in situ hybridization.

إصابة الحبل الشوكي الكامل وبروتوكول تشريح الدماغ لاحقا Wholemount<em&gt; في الموقع</em&gt; التهجين في اليرقات البحر الجلكى

After a complete spinal cord injury, sea lampreys at first are paralyzed below the level of transection. However, they recover locomotion after several ...

RNA-Seq Analysis of Differential Gene Expression in Electroporated Chick Embryonic Spinal Cord

In ovo electroporation of the chick neural tube is a fast and inexpensive method for identification of gene function during neural development. Genome wide analysis of differentially expressed transcripts after such an experimental manipulation has the potential to uncover an almost complete picture of the downstream effects caused by the transfected construct. This work describes a simple method for comparing transcriptomes from samples of transfected embryonic spinal cords comprising all steps between electroporation and identification of differentially expressed transcripts. The first stage consists of guidelines for electroporation and instructions for dissection of transfected spinal cord halves from HH23 embryos in ribonuclease-free environment and extraction of high-quality RNA samples suitable for transcriptome sequencing. The next stage is that of bioinformatic analysis with general guidelines for filtering and comparison of RNA-Seq datasets in the Galaxy public server, which eliminates the need of a local computational structure for small to medium scale experiments. The representative results show that the dissection methods generate high quality RNA samples and that the transcriptomes obtained from two control samples are essentially the same, an important requirement for detection of differential expression genes in experimental samples. Furthermore, one example is provided where experimental overexpression of a DNA construct can be visually verified after comparison with control samples. The application of this method may be a powerful tool to facilitate new discoveries on the function of neural factors involved in spinal cord early development.

This video shows the basic steps for performing whole transcriptome analysis on dissected chick embryonic spinal cord samples after transfection with in ovo electroporation.

RNA تسلسل تحليل التفاضلية التعبير الجيني في Electroporated الفرخ الجنينية الحبل الشوكي

In ovo electroporation of the chick neural tube is a fast and inexpensive method for identification of gene function during neural development. Genome ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

الزرد<em&gt; في الموقع</em&gt; الحبل الشوكي التحضير للتسجيلات الكهربية من العمود الفقري الحسية والحركية العصبية

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

التصوير النشاط العصبي في القشرة الأولية Somatosensory باستخدام Thy1-GCaMP6s الفئران المحورة وراثيا

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Isolation of Adult Spinal Cord Nuclei for Massively Parallel Single-nucleus RNA Sequencing

Probing an individual cell&#39;s gene expression enables the identification of cell type and cell state. Single-cell RNA sequencing has emerged as a powerful tool for studying transcriptional profiles of cells, particularly in heterogeneous tissues such as the central nervous system. However, dissociation methods required for single cell sequencing can lead to experimental changes in the gene expression and cell death. Furthermore, these methods are generally restricted to fresh tissue, thus limiting studies on archival and bio-bank material. Single nucleus RNA sequencing (snRNA-Seq) is an appealing alternative for transcriptional studies, given that it accurately identifies cell types, permits the study of tissue that is frozen or difficult to dissociate, and reduces dissociation-induced transcription. Here, we present a high-throughput protocol for rapid isolation of nuclei for downstream snRNA-Seq. This method enables isolation of nuclei from fresh or frozen spinal cord samples and can be combined with two massively parallel droplet encapsulation platforms.

Here, we present a protocol to rapidly isolate high-quality nuclei from the fresh or frozen tissue for downstream massively parallel RNA sequencing. We include detergent-mechanical and hypotonic-mechanical tissue disruption and cell lysis options, both of which can be used for isolation of nuclei.

عزل نويات الحبل الشوكي الكبار لتسلسل الحمض النووي الريبي المفرد-نواة موازية على نطاق واسع

Probing an individual cell&#39;s gene expression enables the identification of cell type and cell state. Single-cell RNA sequencing has emerged as a ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory stimuli that mechanically deflect apical protrusions called hair bundles. Deflection opens mechanotransduction (MET) channels in hair bundles, leading to an influx of cations, including calcium. This cation influx depolarizes the cell and opens voltage-gated calcium channels located basally at the hair-cell presynapse. In mammals, hair cells are encased in bone, and it is challenging to functionally assess these activities in vivo. In contrast, larval zebrafish are transparent and possess an externally located lateral-line organ that contains hair cells. These hair cells are functionally and structurally similar to mammalian hair cells and can be functionally assessed in vivo. This article outlines a technique that utilizes a genetically encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6s, to measure stimulus-evoked calcium signals in zebrafish lateral-line hair cells. GCaMP6s can be used, along with confocal imaging, to measure in vivo calcium signals at the apex and base of lateral-line hair cells. These signals provide a real-time, quantifiable readout of both mechanosensation- and presynapse-dependent calcium activities within these hair cells. These calcium signals also provide important functional information regarding how hair cells detect and transmit sensory stimuli. Overall, this technique generates useful data about relative changes in calcium activity in vivo. It is less well-suited for quantification of the absolute magnitude of calcium changes. This in vivo technique is sensitive to motion artifacts. A reasonable amount of practice and skill are required for proper positioning, immobilization, and stimulation of larvae. Ultimately, when properly executed, the protocol outlined in this article provides a powerful way to collect valuable information about the activity of hair-cells in their natural, fully integrated states within a live animal.

The zebrafish is a model system that has many valuable features including optical clarity, rapid external development, and, of particular importance to the field of hearing and balance, externally located sensory hair cells. This article outlines how transgenic zebrafish can be used to assay both hair-cell mechanosensation and presynaptic function in toto.

في تصوير الكالسيوم فيفو خلايا الشعر الخط الجانبي في الزرد اليرقات

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...