وأيد هذا العمل من قبل SFB 604، DFG MO 1421/2-1 وKrebshilfe 107089 (لجلالة). وكما هو حاصل على جائزة الباحث الصغير من ورم الأطفال مؤسسة (نيويورك، الولايات المتحدة الأمريكية).

وقد أجريت هذه الدراسة وفقا لقانون حماية الحيوانات من جمهورية ألمانيا الاتحادية (Tierschutzgesetz دير Bundesrepublik دويتشلاند) وتمت الموافقة من قبل مكتب الدولة تورينغن لسلامة الأغذية وحماية المستهلك (Thüringer Landesamt FÜR Lebensmittelsicherheit اوند Verbraucherschutz). 1. إعداد لأعلى المقاييس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفئران عن طريق isoflurane و/ O 2 استنشاق - لبدء التخدير 3٪، 2٪ للصيانة في isoflurane والأكسجين 100٪ (الشكل 1). تأكيد التخدير كافية عن طريق اختبار ردود الافعال بسيطة مثل ردود الافعال الحركة واختبار حساسية للألم بدرجة منخفضة. فمن المستحسن استخدام مرهم على العينين لمنع جفاف أثناء التخدير ولكن لا غنى عنه لأن الإجراء عادة ما يستغرق 30 دقيقة فقط / الحيوان في المجموع. في حالة البقاء على قيد الحياة تجارب وإدارة الوقت المناسب يعد المسكنات تعمل لإدارة الألم بعد العملية الجراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق الفراء تغطي أطرافه الخلفية مع الحلاقة الكهربائية وإجراء إزالة الشعر مع متاحة تجاريا الشعر كريم إزالة الحيوانات بينما هي بالفعل تحت التسكين. من أجل الحفاظ على الوضع خالية من مسببات الأمراض في جميع أنحاء الداخلي، وارتداء قفازات معقمة واستخدام أدوات دائما تنظيفها بعناية مع الايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجسم السيطرة على الاستقرار درجة الحرارة عن طريق ردود الفعل التي تسيطر عليها لوحة التدفئة والمستقيم التحقيق الحرارية (الشكل 2). إذا لزم الأمر، يرجى استخدام ثنى العقيمة لتغطية لوحة التدفئة بين الحيوانات من اجل الحفاظ على بيئة معقمة التجريبية. وعلاوة على ذلك، فمن المستحسن استخدام لوحة التدفئة، والتي يتم التحكم إلكترونيا عبر جهاز استشعار متكاملة للحد من درجة حرارة التدفئة ل≤ 40 درجة مئوية وذلك لتجنب تلف الأنسجة. <img alt="الشكل 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1.jpg" /> الشكل 1. إكسبالإعداد erimental مبديا الماوس تخدير مع أطرافه الخلفية حليق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتخاذ كهربية (ECG) تسجيلات لرصد معدل ضربات القلب كمعلمة حيوية. تثبيت ثلاثة أقطاب للتسجيلات ECG على النحو التالي: القطب واحد تحت الجلد كل forelimb والقطب واحد تحت الجلد في منطقة الرقبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أقطاب مكان حلقة باستخدام هلام الاتصال لالأمثل المقاومة الموصلية / نقل. يوضع القطب الاستشعار (المسمى في الأسود) في موقف حيث عضلة الساق لديه الحد الأقصى قطرها. يوضع القطب المرجعية (المشار إليها باللون الأحمر) فقط تحت القطب الاستشعار عن بعد. ملاحظة: يرجى الاطلاع على &quot;جدول المواد&quot; للحصول على تفاصيل المعدات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمناسبة المواضع الصحيحة القياس مع مسافات محددة سلفا ولكن متناسقة بين الداني والقاصي تحفيز العصب الوركي والقطب الرصاص. اقتراح التجريبية: على مسافة 4 ملم من القطب الاستشعار عن بعد، فإن التحفيز القاصي تأخذ مكان.في مسافة 16 ملم إلى القطب الاستشعار عن بعد، وسيتم تنفيذ التحفيز القريبة من (الشكل 2). </li></ol><img alt="الرقم 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2.jpg" /> الشكل 2. صورة الممثل تبين حالة تجريبية قبيل بداية القياسات. يشير السهم الأبيض موقف الاستشعار (أسود) والإشارة (الحمراء) الكهربائي في عضلة الساق من أطرافه الخلفية اليسرى. سيتم تنفيذ التحفيز بواسطة إبرة كهربائية في مواقف محددة فيما يتعلق القطب الاستشعار سوداء. نقطة من التحفيز البعيدة (علامة سوداء مع &quot;س&quot; في أطرافهم الخلفيتين اليسرى) لديها مسافة 4 ملم من القطب الاستشعار؛ مكان التحفيز الداني (علامة سوداء مع &quot;فرع فلسطين&quot;) هو 16 ملم بعيدا. خط أحمر على أطرافهم هند الحق يظهر تقريبا<html> آي ميت بالطبع التشريحية للعصب الوركي. علاوة على ذلك، يتم عرض مواقف الخام من العضلات الخلفية أطرافهم ذات الصلة والمعالم. العلامة النجمية يشير التحقيق الحرارية المستقيم. 2. القياس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المبدأ: تنفيذ سلسلة من التحفيز العصبية مع إنشاؤها بشكل متكرر واحد البقول مربع موجة من 0.1 ميللي ثانية مدتها عن طريق أقطاب المتاح إبرة 28 G أحادي القطب (معدل الرسوب 200 ميللي ثانية، وانظر الشكل 3A). لتحليل البيانات خارج الخط، فمن المستحسن للحصول على إشارات في وقت واحد جنبا إلى جنب مع تحفيز منحنى استجابة ظيفة العصبية والعضلية (الشكل 3B) وذلك بسبب تحفيز العصب. متوسط ​​سلسلة من ردود القصوى (&quot;ممثل العصبي العضلي استجابة ظيفة&quot;) لتحليل البيانات اللاحقة. من أجل إنتاج بيانات موثوق بها، وسجل متوسط ​​في وقت لاحق لا يقل عن 3 مستقلة، منحنيات الاستجابة المثلى لكل موقع التحفيز والحيوانية. p_upload/51181/51181fig3highres.jpg &quot;سرك =&quot; / files/ftp_upload/51181/51181fig3.jpg &quot;/&gt; الرقم 3. الإجراءات للحصول على البيانات وتحليلها (العرض التخطيطي). يتم تطبيق النبضات المتولدة بتكرار إلى العصب الوركي عبر أقطاب الإبرة (الصف العلوي في الشكل 3A). في وقت واحد، يتم تسجيل العديد من المنحنيات المقابلة استجابة العصبية والعضلية (الصف السفلي في الشكل 3A). عندما بلغ متوسط ​​وتضخيم، منحنيات الاستجابة العصبية والعضلية بسبب البقول التحفيز (الصف العلوي في الشكل 3B) تظهر الخصائص التالية مميزة (الصف السفلي في الشكل 3B): الكمون للاستجابة إشارة وكذلك تتم الإشارة إلى المدة والسعة للإشارة، ويمكن يمكن الحصول على حسابات وإحصاءات اللاحقة. التوصيل إشارة غير النظامية و / أو تسجيلات الأمثل يؤدي عادة في مختلف التشوهات إشارة مع أكثر من واحد فقط الإيجابية والسلبية انحراف واحد أو إشارة تشوه(شكل النسقين) مع انخفاض السعة (الشكل 3C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء التحفيز الداني مع القطب إبرة في موقف العزم (&quot;ملاحظة&quot; في الشكل 2). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من أجل تحقيق أفضل ظروف التسجيل مع أقصى سعة، تصور منحنيات الاستجابة الفعلية في وقت واحد في عملية التحفيز. من خلال القيام بذلك، المجرب يكون قادرا على تقييم شكل منحنيات الاستجابة فضلا عن حجم السعة على الفور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لزم الأمر، وقليلا بعناية التلاعب الموقف و / أو زاوية الإبرة التحفيز فيما يتعلق العصب الوركي. هذا التحسين لطيف من الظروف التحفيز يسمح الوصول إلى سعة مستمر مع أكبر قيمة ممكنة ومنحنى استجابة شكل ثنائي الطور نموذجي (الشكل 4). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء التحفيز القاصي مع القطب إبرة في موقف العزم (&quot;س&quot; في الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد completioن القياس، ونقل الماوس اختبارها لقفص منفصل حتى استعاد وعيه أنها كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية. لا تترك حيوان غير المراقب في الشركة والحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما من التخدير. إدارة الوقت المناسب يعد المسكنات تعمل لإدارة الألم بعد العملية الجراحية. ينصح الإدارة النظامية من العقاقير المضادة للالتهابات (المسكنات) والمواد الأفيونية لمدة 1-3 أيام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدلا من ذلك، تضحية الماوس لا يزال تخدير بطريقة سريعة وإنسانية دون أي ألم للحيوان مزيد، مثلا عن طريق خلع الرقبة. </li></ol><img alt="الرقم 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4.jpg" /> الشكل 4. توضيحات لتحديد تسجيلات CMAP مع أقصى سعة. يتم تقديم سلسلة كاملة تسجيل. (أ </stرونغ&gt;) نقطة الإدراج مع الحد الأدنى من الاستجابة CMAP. (ب) نتائج الحركة تحفيز طفيف إبرة في التسجيلات CMAP مع أقصى سعة. (ج) تغييرات إضافية في موضع إبرة إنتاج تسجيلات CMAP مع سعة مختلفة بما في ذلك شبه أقصى سعة. (د) تحفيز استبدال إبرة مع المسلسل التسجيلات CMAP القريبة من أقصى سعة. ملاحظة: يمكن أن يحدث إنقاص النموذجية في سعة CMAP خلال التحفيز المتكرر في موقع التحفيز الأمثل 12، 13. العلامات النجمية تشير التسجيلات CMAP مع أقصى سعة لليصور المتوسط. 3. تحليل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخراج المعلمات التوصيل العصبي يعتمد على ممثل العصبي العضلي مجموعة البيانات استجابة ظيفة باستخدام حزمة البرامج المناسبة (على سبيل المثال AtisaPro). ملاحظة: يرجى تحديد التعامل مع البيانات المتعلقة الوقت مع رعاية خاصة لتحديد نقطة انعطاف من مجمع عاء عمل المحركential (CMAP) بداية وإنهاء يمكن أن يكون صعبا. ويرد الإجراء مع استنساخ التحقق في الشكل 3B، حيث تستخدم الظلال على الانحرافات إشارة بعد بداية وقبل الإنهاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب &#39;الكمون إشارة &quot;والقيم&quot; CMAP&#39;. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الكمون &#39;يمثل التأخير الزمني بين التحفيز وCMAP بداية، في حين أن الفترة الزمنية بين ظهور CAMP من انحراف سلبي الأولي المبدئي العودة إلى ما يسمى خط الأساس&#39; مدة CMAP &#39;. استخدام الفرق بين الإختفاء القاصي والداني لحساب سرعة التوصيل مع المسافة بين المواقع التحفيز القاصي والداني. سرعة التوصيل = الكمون / المسافة بين المواقع التحفيز </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يمثل CMAP &#39;(مجمع إمكانات العمل الحركي) حجم السعة القصوى بين نقطة التحول الإيجابية والسلبية للإشارة CMAP (بالنظر في بالسيارات). &#39;نقطة تحول إيجابية&#39; CMAP = القيمة - قيمة &#39;سلبية تحول بوالباحث &#39; </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Kimura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3rd+ed.">3rd ed.</a> Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle. , (2001).</li><li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+temperature+on+neuromuscular+electrophysiology.">Effects of temperature on neuromuscular electrophysiology.</a> Muscle Nerve. 24, 867-882 (2001).</li><li>Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+caudal+tail+and+sciatic+motor+nerve+conduction+studies+in+adult+mice:+technical+aspects+and+normative+data.">Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data.</a> Muscle Nerve. 41, 850-856 (2010).</li><li>Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+abnormalities+in+P0-deficient+mice+resemble+human+hereditary+neuropathies+linked+to+P0+gene+mutations.">Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations.</a> Muscle Nerve. 19, 946-952 (1996).</li><li>Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+between+axonal+and+demyelinating+neuropathies:+identical+segments+recorded+from+proximal+and+distal+muscles.">Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles.</a> Muscle Nerve. 18, 402-408 (1995).</li><li>Pareyson, D., Scaioli, V., Laura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+and+electrophysiological+aspects+of+Charcot-Marie-Tooth+disease.">Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease.</a> Neuromol. Med. 8, 3-22 (2006).</li><li>Schulz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Merlin+isoform+2+in+neurofibromatosis+type+2-associated+polyneuropathy.">Merlin isoform 2 in neurofibromatosis type 2-associated polyneuropathy.</a> Nat. Neurosci. 16, 426-433 (2013).</li><li>Lamontagne, A., Buchthal, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+studies+in+diabetic+neuropathy.">Electrophysiological studies in diabetic neuropathy.</a> J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 33, 442-452 (1970).</li><li>Andersen, H., Nielsen, J. F., Nielsen, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inability+of+insulin+to+maintain+normal+nerve+function+during+high-frequency+stimulation+in+diabetic+rat+tail+nerves.">Inability of insulin to maintain normal nerve function during high-frequency stimulation in diabetic rat tail nerves.</a> Muscle Nerve. 17, 80-84 (1994).</li><li>Magda, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+electrodiagnostic+abnormalities+and+criteria+in+a+cohort+of+patients+with+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy.">Comparison of electrodiagnostic abnormalities and criteria in a cohort of patients with chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch. Neurol. 60, 1755-1759 (2003).</li><li>Lindberg, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+neuropathy+in+porphobilinogen+deaminase-deficient+mice+imitates+the+peripheral+neuropathy+of+human+acute+porphyria.">Motor neuropathy in porphobilinogen deaminase-deficient mice imitates the peripheral neuropathy of human acute porphyria.</a> J. Clin. Invest. 103, 1127-1134 (1999).</li><li>Massey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromyography+in+disorders+of+neuromuscular+transmission.">Electromyography in disorders of neuromuscular transmission.</a> Sem. Neurol. 10, 6-11 (1990).</li><li>Stalberg, E., Falck, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+electromyography+in+neurology.">The role of electromyography in neurology.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).</li><li>Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+model+of+sciatic+nerve+conduction+in+healthy+and+septic+mice:+reliability+and+normative+data.">Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data.</a> Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).</li><li>Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+anesthesia+on+measures+of+nerve+conduction+velocity+in+male+C57Bl6/J+mice.">The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice.</a> Neurosci. Lett. 483, 127-131 (2010).</li><li>Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pressure+and+stretch+mechanosensitivity+of+peripheral+nerve+fibres+following+local+inflammation+of+the+nerve+trunk.">Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk.</a> Pain. 117, 462-472 (2005).</li><li>Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiology+and+morphometry+of+the+alpha-+and+beta-fiber+populations+in+the+normal+and+regenerating+rat+sciatic+nerve.">Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve.</a> Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).</li></ol>

والكتاب ليس لديهم ما يكشف.

يوفر بروتوكول صفها وسيلة سهلة وموثوقة لتحديد العصب الوركي خصائص التوصيل على الفئران تخدير دون الحاجة لفضح العصب من الفائدة. ومع ذلك، فإن هذا الإجراء التجريبي يسبب إصابات الأنسجة عن طريق ثقب الإبرة. وبالتالي فإنه هو خيار معقول للتضحية الحيوانات بعد الانتهاء من التسج...

القياسات الكهربية هي أداة لا غنى عنها لسلامة التحقيق وظيفية من الأعصاب الطرفية في كل من بيئات السريرية والمخبرية. في البشر، وعدد كبير من الاضطرابات العصبية والعضلية والأعصاب تعتمد على القياسات الكهربية في التشخيص. من خلال قياس الخصائص العصبية كما سرعة التوصيل أو سعة المحتملة للإشارة، فمن الممكن أن تميز المنشأ الخام من أمراض الأعصاب الطرفية. في سرعة التوصيل العصبي تعتمد بشكل كبير على انتشار الإشارة السريعة مكن تكون الميالين. لذلك، تظهر عمليات المزيل عموما انخفضت سرعات التوصيل 4. إمكانية عمل المحرك المركب (CMAP) - ربط مع عدد من المحاور الفنية - هو مؤشر عن الأضرار محور عصبي عندما خفضت بشكل كبير 5. بالتالي، عن طريق أساليب الكهربية مسببات تلف الأعصاب الطرفيةيمكن أن يكون هناك تمييز، مثل لاعتلال الأعصاب وراثية 6،7، 8،9 الاعتلال العصبي السكري، التهابات مزمنة polyneuropathies المزيل (CIDP) 10، أو اعتلال الأعصاب الأيض 11. عادة، في تطبيق البشرية ويفضل التسجيلات موسع على العصب الزندي أو الربلي. في الفئران، فإنه واضح ومباشر لتحليل خصائص العصب الوركي الأعصاب، أكبر العصبية في الجهاز العصبي المحيطي (السندات الإذنية) تحتوي على كل كبيرة - والمحاور ذات العيار الصغير من نظام حركية وحسية. الإجراء كما هو موضح هنا هو طريقة سريعة وسهلة وموثوقة لقياس جميع القيم القياسية ذات الصلة للالكهربية على الأعصاب الطرفية في الماوس سليمة. من خلال اتخاذ التسجيلات من كائن الحفاظ عليها، ويضمن الظروف الفسيولوجية للبيئة العصبية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="917">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:321px;">Concentric Needle Electrodes (Stimulation)</td>
			<td style="width:311px;">Natus Medical Incorporated 
			San Carlos, CA 94070, USA</td>
			<td style="width:119px;">9013S0901</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Digital Ring Electrodes (Recording)</td>
			<td style="width:311px;">Natus Medical Incorporated 
			San Carlos, CA 94070, USA</td>
			<td>9013S0302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">ToM - Tower of Measurement (A/D converter)</td>
			<td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">AtisaPro, Data acquisition &#38; analysis software</td>
			<td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HSE-Stimulator T</td>
			<td colspan="2">Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Germany</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves

تسمح الدراسات الكهربية تصنيف عقلانية لمختلف الأمراض العصبية والعضلية وهي من مساعدة، جنبا إلى جنب مع تقنيات نيوروباثولوغيكال، في فهم الفيزيولوجيا المرضية الكامنة 1. نحن هنا تصف طريقة لإجراء دراسات الكهربية على الماوس الأعصاب الوركي في الجسم الحي. يتم تخدير الحيوانات مع isoflurane وبغية ضمان تسكين للفئران اختبار ودون عائق بيئة العمل خلال القياسات التي تأخذ حوالي 30 دقيقة / الحيوان. يتم الاحتفاظ درجة حرارة الجسم ثابتة من 37 درجة مئوية بواسطة لوحة التدفئة وقياسها باستمرار من قبل الحرارية التحقيق المستقيم 2. بالإضافة إلى ذلك، يتم تسجيل رسم القلب (ECG) بشكل روتيني خلال القياسات من أجل رصد باستمرار الحالة الفسيولوجية للحيوانات التحقيق. يتم إجراء التسجيلات الكهربية على العصب الوركي، أكبر العصب من اله الجهاز العصبي المحيطي (السندات الإذنية)، توريد الماوس هند أطرافهم مع مساحات الألياف على حد سواء حركية وحسية. في بروتوكول لدينا، تبقى الأعصاب الوركي في الموقع وبالتالي لا بد من استخراج أو المكشوفة، والسماح القياسات دون أي تهيج العصب السلبية جنبا إلى جنب مع التسجيلات الفعلية. باستخدام أقطاب الإبرة المناسبة 3 نقوم سواء القريبة والبعيدة التحفيز العصبية، التي تنتقل عن طريق تسجيل الامكانيات مع أقطاب في عضلات الساق الاستشعار. بعد معالجة البيانات وموثوقة ومتسقة للغاية القيم لسرعة التوصيل العصبي (NCV) ومجمع إمكانات العمل الحركي (CMAP)، يمكن تحقيق المعايير الأساسية لتقدير إجماليه عمل الأعصاب الطرفية.

<html> أجرينا سلسلة من القياسات الكهربية في الجسم الحي على الأعصاب الوركي من 12 الفئران في مجموع لهذه الدراسة: 6 الحيوانات من كل من الجنسين. أجريت القياسات مع بروتوكول المقدمة وتسليم النتائج التالية: عرض كل من الفئران الذكور والإ...

Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves at JoVE.com

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

قياسات خصائص التوصيل العصبية في الجسم الحي تجسد أداة قوية لتوصيف مختلف النماذج الحيوانية من الأمراض العصبية والعضلية. هنا، نقدم بروتوكول سهلة وموثوقة يمكن من خلالها إجراء تحليل الكهربية على الأعصاب الوركي من الفئران تخدير.

في القياسات الكهربية فيفو على الأعصاب ماوس الوركي

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

in-vivo-electrophysiological-measurements-on-mouse-sciatic-nerves

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

32.8K Views.  Fritz Lipmann Institute.  قياسات خصائص التوصيل العصبية في الجسم الحي تجسد أداة قوية لتوصيف مختلف النماذج الحيوانية من الأمراض العصبية والعضلية. هنا، نقدم بروتوكول سهلة وموثوقة يمكن من خلالها إجراء تحليل الكهربية على الأعصاب الوركي من الفئران تخدير. 

Video: In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

القياسات الكهربية من نظام العثة الشم

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

ترنسفكأيشن من خلايا الشبكية بواسطة الماوس العقدة في الجسم الحي Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Electrophysiological Measurements and Analysis of Nociception in Human Infants

Pain is an unpleasant sensory and emotional experience. Since infants cannot verbally report their experiences, current methods of pain assessment are based on behavioural and physiological body reactions, such as crying, body movements or changes in facial expression. While these measures demonstrate that infants mount a response following noxious stimulation, they are limited: they are based on activation of subcortical somatic and autonomic motor pathways that may not be reliably linked to central sensory processing in the brain. Knowledge of how the central nervous system responds to noxious events could provide an insight to how nociceptive information and pain is processed in newborns.
The heel lancing procedure used to extract blood from hospitalised infants offers a unique opportunity to study pain in infancy. In this video we describe how electroencephalography (EEG) and electromyography (EMG) time-locked to this procedure can be used to investigate nociceptive activity in the brain and spinal cord.
This integrative approach to the measurement of infant pain has the potential to pave the way for an effective and sensitive clinical measurement tool.

The assessment and treatment of pain in infants is difficult because infants cannot verbally report their experience. In this video we describe quantitative electrophysiological methods and analysis techniques that can be used to measure the response to noxious events from the infant nervous system.

القياسات الكهربية وتحليل Nociception الإنسان في الرضع

Pain is an unpleasant sensory and emotional experience. Since infants cannot verbally report their experiences, current methods of pain assessment are ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

في الجسم الحي ثنائي الفوتون التصوير من الخبرة التي تعتمد على التغيرات الجزيئية في الخلايا العصبية القشرية

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous system. SC-selective genetic manipulation in living animals is a powerful technique for studying the molecular and cellular mechanisms of SC myelination and demyelination in vivo. While knockout/knockin and transgenic mice are powerful tools for studying SC biology, these methods are costly and time consuming. Viral vector-mediated transgene introduction into the sciatic nerve is a simpler and less laborious method. However, viral methods have limitations, such as toxicity, transgene size constraints, and infectivity restricted to certain developmental stages. Here, we describe a new method that allows selective transfection of myelinating SCs in the rodent sciatic nerve using electroporation. By applying electric pulses to the sciatic nerve at the site of plasmid DNA injection, genes of interest can be easily silenced or overexpressed in SCs in both neonatal and more mature animals. Furthermore, this in vivo electroporation method allows for highly efficient simultaneous expression of multiple transgenes. Our novel technique should enable researchers to efficiently manipulate SC gene expression, and facilitate studies on SC development and function.

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

Here, we present an in vivo technique for gene transfer to Schwann cells (SCs) in the rodent sciatic nerve. This simple technique is useful for investigating signaling mechanisms involved in the development and maintenance of myelinating SCs.

في نقل فيفو جين لخلايا شوان في العصب القوارض وركي من Electroporation لل

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous ...

Analysis of Immune Cells in Single Sciatic Nerves and Dorsal Root Ganglion from a Single Mouse Using Flow Cytometry

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of the PNS are affected by injury and disease, affecting the nerve function and the capacity for regeneration. Neuronal immune cells are commonly analyzed by immunofluorescence (IF). While IF is essential for determining the location of the immune cells in the nerve, IF is only semi-quantitative and the method is limited to the number of markers that can be analyzed simultaneously and the degree of surface expression. In this study, flow cytometry was used for quantitative analysis of leukocyte infiltration into sciatic nerves or dorsal root ganglions (DRGs) of individual mice. Single cell analysis was performed using DAPI and several proteins were analyzed simultaneously for either surface or intracellular expression. Both sciatic nerves from one mouse that were treated according to this protocol generated &#8805; 30,000 single nucleated events. The proportion of leukocytes in the sciatic nerves, determined by expression of CD45, was approximately 5% of total cell content in the sciatic nerve and approximately 5-10% in the DRG. Although this protocol focuses primarily on the immune cell population within the PNS, the flexibility of flow cytometry to measure a number of markers simultaneously means that the other cells populations present within the nerve, such as Schwann cells, pericytes, fibroblasts, and endothelial cells, can also be analyzed using this method. This method therefore provides a new means for studying systemic effects on the PNS, such as neurotoxicology and genetic models of neuropathy or in chronic diseases, such as diabetes.

Quantitative analysis of cell content within the murine sciatic nerve is difficult due to the scarcity of the tissue. This protocol describes a method for tissue digestion and preparation that provides sufficient cells for flow cytometry analysis of immune cell populations from nerves of individual mice.

تحليل للخلايا المناعية في واحد الوركي الأعصاب والعقدة الظهرية الجذرية من ماوس واحدة باستخدام التدفق الخلوي

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings provide a sensitive approach to measure nerve conduction in humans and rodent models. To broaden the technical possibilities for electromyography in mice, the measurement of compound muscle action potentials (CMAPs) from the brachial plexus nerve in the forelimb using needle electrodes is described here. CMAP recordings after stimulating the sciatic nerve in hindlimbs have been previously described. The newly introduced method here allows for the evaluation of the nerve conductivity at an additional site, and thus provides a more profound overview of the neuromuscular functionality. The technique provides information on both the relative number of functional axons and the myelination level. Thereby, this method can be applied to assess both axonal diseases as well as demyelinating conditions. This minimally invasive method does not require extraction of the nerve and therefore it is suitable for repeated measurements for longitudinal follow-up in the same animal. Similar recordings are performed in clinical setups to emphasize the translational relevance of the method.

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

The measurement of nerve conduction is a useful tool to assess mouse models of neurodegeneration but it is frequently only applied to stimulate the sciatic nerve in hindlimbs. Here, we describe a technique to measure compound muscle action potential (CMAP) in vivo in the mouse forelimb muscles innervated by the brachial plexus.

في فيفو القياس الكهربية من إمكانات عمل العضلات مركب من الأمامية في نماذج الماوس من ضمور الخلايا العصبية الحركية

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory stimuli that mechanically deflect apical protrusions called hair bundles. Deflection opens mechanotransduction (MET) channels in hair bundles, leading to an influx of cations, including calcium. This cation influx depolarizes the cell and opens voltage-gated calcium channels located basally at the hair-cell presynapse. In mammals, hair cells are encased in bone, and it is challenging to functionally assess these activities in vivo. In contrast, larval zebrafish are transparent and possess an externally located lateral-line organ that contains hair cells. These hair cells are functionally and structurally similar to mammalian hair cells and can be functionally assessed in vivo. This article outlines a technique that utilizes a genetically encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6s, to measure stimulus-evoked calcium signals in zebrafish lateral-line hair cells. GCaMP6s can be used, along with confocal imaging, to measure in vivo calcium signals at the apex and base of lateral-line hair cells. These signals provide a real-time, quantifiable readout of both mechanosensation- and presynapse-dependent calcium activities within these hair cells. These calcium signals also provide important functional information regarding how hair cells detect and transmit sensory stimuli. Overall, this technique generates useful data about relative changes in calcium activity in vivo. It is less well-suited for quantification of the absolute magnitude of calcium changes. This in vivo technique is sensitive to motion artifacts. A reasonable amount of practice and skill are required for proper positioning, immobilization, and stimulation of larvae. Ultimately, when properly executed, the protocol outlined in this article provides a powerful way to collect valuable information about the activity of hair-cells in their natural, fully integrated states within a live animal.

The zebrafish is a model system that has many valuable features including optical clarity, rapid external development, and, of particular importance to the field of hearing and balance, externally located sensory hair cells. This article outlines how transgenic zebrafish can be used to assay both hair-cell mechanosensation and presynaptic function in toto.

في تصوير الكالسيوم فيفو خلايا الشعر الخط الجانبي في الزرد اليرقات

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

In Vitro Wedge Slice Preparation for Mimicking In Vivo Neuronal Circuit Connectivity

In vitro slice electrophysiology techniques measure single-cell activity with precise electrical and temporal resolution. Brain slices must be relatively thin to properly visualize and access neurons for patch-clamping or imaging, and in vitro examination of brain circuitry is limited to only what is physically present in the acute slice. To maintain the benefits of in vitro slice experimentation while preserving a larger portion of presynaptic nuclei, we developed a novel slice preparation. This &#8220;wedge slice&#8221; was designed for patch-clamp electrophysiology recordings to characterize the diverse monaural, sound-driven inputs to medial olivocochlear (MOC) neurons in the brainstem. These neurons receive their primary afferent excitatory and inhibitory inputs from neurons activated by stimuli in the contralateral ear and corresponding cochlear nucleus (CN). An asymmetrical brain slice was designed which is thickest in the rostro-caudal domain at the lateral edge of one hemisphere and then thins towards the lateral edge of the opposite hemisphere. This slice contains, on the thick side, the auditory nerve root conveying information about auditory stimuli to the brain, the intrinsic CN circuitry, and both the disynaptic excitatory and trisynaptic inhibitory afferent pathways that converge on contralateral MOC neurons. Recording is performed from MOC neurons on the thin side of the slice, where they are visualized using DIC optics for typical patch-clamp experiments. Direct stimulation of the auditory nerve is performed as it enters the auditory brainstem, allowing for intrinsic CN circuit activity and synaptic plasticity to occur at synapses upstream of MOC neurons. With this technique, one can mimic in vivo circuit activation as closely as possible within the slice. This wedge slice preparation is applicable to other brain circuits where circuit analyses would benefit from preservation of upstream connectivity and long-range inputs, in combination with the technical advantages of in vitro slice physiology.

Integration of diverse synaptic inputs to neurons is best measured in a preparation that preserves all pre-synaptic nuclei for natural timing and circuit plasticity, but brain slices typically sever many connections. We developed a modified brain slice to mimic in vivo circuit activity while maintaining in vitro experimentation capability.

في في المختبر إسفين شريحة التحضير لتقليد في اتصال الدائرة العصبية فيفو

In vitro slice electrophysiology techniques measure single-cell activity with precise electrical and temporal resolution. Brain slices must be relatively ...