We would like to acknowledge the significant contribution Dr. Shiwei Huang (Australian National University) in validating the method. Furthermore, we would like to thank Ms. Kasia Pietrajtis for helpful comments regarding Golgi cells and Mr. Vitaly Lerner for the cortex experimental data. This work was supported by PITN-GA-2009-238686 (CEREBNET), FP7-ICT (REALNET), ELSC and ISF.

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية الموصوفة في هذا البروتوكول من قبل رعاية الحيوان في الجامعة العبرية واللجنة الاستخدام. 1. إعداد حلول وأدوات التقطيع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحضير 1 لتر من محلول فسيولوجي القياسي (SPS) التي تحتوي على أيونات وصفها في الجدول 1. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد المحلول الذي يحتوي على الأملاح في 10 أضعاف التركيز النهائي مقدما في زجاجة مملوءة تخزين 1000 مل من الماء منزوع الأيونات (تصرف من 0.055 ميكرو ثانية / سم). إضافة الأملاح (كلوريد الصوديوم، بوكل، KH 2 PO 4، وMgSO 4)، ويقلب حتى يذوب تماما. تخزين محلول المخزون في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل الحل النهائي SPS يوم التجربة. إضافة 100 مل من المحلول الى 700 مل من الماء النقي، ويحل الجلوكوز (3.6 غرام) وNaHCO 3 (2.18 ز) باستخدام شريط مغناطيسي ومن ثم إضافة الماء النقي يصل إلى 1 L. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتوازن solutiعلى طريق بالغاز مع 95٪ O 05/02٪ CO 2 ل~ 20 دقيقة. بعد هذا، إضافة 2 مل من 1 M CaCl 2 الحل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع الأدوات التالية (الشكل 1). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اعداد كبيرة مقص أو أداة أخرى لقطع الرأس، مقص جراحي صغيرة لفتح الجمجمة، ملقط غيض غرامة لرفع الجمجمة لفضح الدماغ، مع شفرة مشرط لتشريح الجزء المطلوب من الدماغ إلى أن شرائح وملعقة صغيرة عن التلاعب أجزاء الدماغ تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بالإضافة إلى ذلك، إعداد قطع صغيرة من ورق الترشيح لإزالة السوائل الزائدة من الدماغ، واثنين من أطباق بتري صغيرة للدماغ ليتم تشريح في اثنين من زجاج 500 مل الأكواب لاحتواء درجة حرارة المياه النقية والصحة والصحة النباتية، والغراء cyanoacrylate لعلامة الدماغ ل مرحلة التقطيع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد فرشاة صغيرة للتعامل مع شرائح خلال تشريح واسعة الفم ماصة باستير الزجاج لتحريك شرائح من الحمام تشريح للتشا الانتعاشmber. تطهير الأدوات اللازمة لمنع نمو البكتيريا في الحمامات شريحة الدافئة. وعلاوة على ذلك، استخدم قفازات المختبر نظيفة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد المغمورة شريحة انتعاش هذه الغرفة كما وصفها جيب وادواردز 15. الغاز باستمرار SPS في ذلك مع 95٪ O 2/5٪ CO 2 والحفاظ على 36 درجة مئوية. تأكد من أن استخدام الاسلحة الكيماوية لا تؤدي إلى فقاعات صغيرة المحاصرين في الحمام التي يمكن أن تلحق الضرر شرائح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دافئة ~ 300 مل من SPS إلى 36 درجة مئوية على طبق من سخان مع محرك مغناطيسي أو في حمام مائي. إذا تم استخدام لوحة سخان، ورعاية لمنع الحل من ارتفاع درجة الحرارة، مما قد يتسبب في هطول أيون. في حال حدوثه، SPS العذبة الدافئة بدلا من التبريد القديم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جلب ~ 500 مل من الماء النقي لغلي باستخدام غلاية كهربائية و، في كوب، والجمع بين 300 مل من الماء البارد مع الحصول على المياه الدافئة قليلا من درجة حرارة تشريح. استخدام هذا ارتفعت درجة حرارة الماء النقي خلال قطع الرأس واستخدام remaiنينغ من الماء المغلي لاحقا للحفاظ على درجة حرارة الفسيولوجية للحمام تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس عن طريق حقن 0.1 مل من بنتوباربيتال (60 ملغ / مل) البريتونى. بعد بضع دقائق تحقق من أن الحيوان لا يستجيب إلى أخمص القدمين قوية أو القرصات الذيل للتأكد من عدم وجود الإحساس. </li></ol> 2. تشريح الدماغ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع رأس الماوس بسرعة عن طريق قطع الرقبة مع مقص كبير بالقرب من الجزء الخلفي من الجمجمة، والسماح للرئيس الوقوع في الكأس مع درجة حرارة الماء النقي لشطف قبالة الدم الزائد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فضح ماغنوم الثقبة في الجمجمة تحت الجلد وعضلات الرقبة، وربما إزالة أكثر من الرقبة مع مقص صغير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الجلد في الجزء العلوي من الجمجمة ليكون قادرا على رؤية واضحة الغرز الجمجمة من أجل توجيه فتح الجمجمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الجمجمة مفتوحة عن طريق إدخال طرف السفلي من مقص صغير خلال الثقبة ماغنوم وعلى الفور تحويلها نحوالجانب الوحشي. خفض بلطف على طول الحافة الجانبية للعظم الجداري تصل إلى موقع خلف العينين وخياطة الجبهي الجداري. بعد ذلك، تتجه نحو وسط الجمجمة وتتقاطع مع خط الوسط إلى الجانب الآخر من الجمجمة (انظر خط متقطع الأخضر في الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط غيض غرامة، ورفع الجمجمة من الزاوية الجبهي الجداري وتسحبه قطريا يصل وللجوانب لفضح الدماغ (انظر السهم الأصفر متقطع في الشكل 2A). تأكد من أن لا يتم إرفاق الجمجمة إلى أي عظم أو جلد الرأس، حتى أن الدماغ ستبقى في مكانها عندما يتم رفع الجمجمة. في حالة أن الدماغ تتحرك مع الجمجمة، استخدم مقص صغير لإزالة أي نوع من الأنسجة الضامة بين الجمجمة والدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتعرض الدماغ، لا تسمح للدماغ لتكون جافة. وبالتالي، تنفيذ الخطوات القادمة مع الحفاظ على الجمجمة والدماغ في طبق بيتري مليئة تحسنت، بالغاز الصحة والصحة النباتية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل جزء من الدماغ يستخدم للبريدxperiment عن بقية الدماغ باستخدام مشرط وملعقة. في حالة استخدام المخيخ، فصل من الدماغ الأمامي عن طريق قطع واحد من خلال المخ الأوسط والقنطرة (على طول الخطوط الحمراء في أرقام 2B-D) ونقلها إلى طبق بتري صغيرة تحتوي طازجة، بالغاز الصحة والصحة النباتية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الدماغ لتشكيل قاعدة واسعة ومستقيمة لعلامة الدماغ لقطع مرحلة عند تشريح المخيخ في المستوى الأفقي. وضع لفترة وجيزة المخيخ على قطعة مبللة من ورق الترشيح بحيث الجانب التي قطعت من الدماغ الأمامي لأسفل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع جذع الدماغ مع مشرط لتشكيل قاعدة (كما هو مبين مع الخط الأزرق في الشكل 2B)، والمخيخ العودة إلى الصحة والصحة النباتية. عندما تكون هناك حاجة طائرات أخرى من قطع، وتقليم كتلة المخيخ وفقا لذلك (الخطوط الزرقاء في الشكلين 2C &amp; D). </li></ol></li></ol> 3. تشريح الدماغ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد مرحلة قطع طريق التأكد من أنه هو Dراي، قبل تطبيق قطرة صغيرة من superglue في منتصف المرحلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع كتلة الدماغ من SPS باستخدام ملعقة مع الجانب الصحيح حتى، وإزالة أي السائل الزائد من المخ باستخدام قطع صغيرة من ورق الترشيح. ثم، مع حركة واحدة، مرر الدماغ من ملعقة على قطرة من الغراء على المسرح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمنع الدماغ من الجفاف والغراء من الترشح حتى على الجانبين من الأنسجة، وتطبيق بضع قطرات من SPS مع ماصة باستور ووضع مرحلة القطع في غرفة تشريح. محاذاة كتلة الدماغ بحيث المناطق ذات الاهتمام (مثل قشرة المخيخ) تواجه النصل وبالتالي سيتعرض لأقل قدر من الضغوط الميكانيكية قبل شرائح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقطع كل شريحة وفقا لتعليمات الشركة المصنعة حين بالغاز باستمرار SPS في غرفة القطع وكذلك الحفاظ على درجة حرارة 34-37 درجة مئوية. الحفاظ على درجة حرارة الغرفة القطع في هذا النطاق عن طريق ملء خارجيآل غرفة من تقطيع اللحم مع درجة حرارة المياه النقية واستبدال الماء كلما تنخفض درجة الحرارة منخفضة جدا. ملاحظة: المعلمات تشريح يجب التوصل تجريبيا لكل نوع من الأنسجة والخلايا العصبية التي يجري بحثها. في حالة كامبدين SMZ 700 تقطيع اللحم مع شفرات السيراميك وخلايا المخيخ جولجي، استخدم 0.75 ملم سعة الاهتزاز عند 65 هرتز وتقدم سرعة 0.05 ملم / ثانية؛ عن الخلايا العصبية للدماغ أعلى النووية السعة والتردد (1 ملم و 90 هرتز، على التوالي)، وأبطأ سرعة مقدما (0،01-0،02 مم / ثانية) والموصى بها. لكل من جولجي والخلايا العصبية للدماغ النووية، يجب أن يكون سمك شريحة 300 ميكرون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أثناء تشريح، لا تسمح لشرائح أضعاف على أنفسهم. منع هذا من خلال دعم لهم بلطف مع فرشاة ناعمة، ويفضل لمس شريحة فقط في المناطق التي ليست من مصلحة للتجربة. الحرص على منع الفرشاة من لمس النصل vibratome. خصوصا في حالة من ريش السيراميك، وحتى الاتصال خفيفةيمكن أن يتلف النصل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل كل شريحة من غرفة التشريح إلى انتعاش / عقد الغرفة باستخدام واسعة الفم، الزجاج المصقول النار ماصة باستير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للشرائح الراحة في غرفة لا يقل عن 1 ساعة قبل بدء التجربة. وهذا يسمح لتدهور تلف أو موت الأنسجة والخلايا ويؤدي إلى سطح شريحة أنظف الآن. خلال الساعة الأولى، والحفاظ على درجة حرارة SPS في غرفة في حدود 34-36 درجة مئوية. تأكد من أن الشرائح التي لم تطرق من قبل فقاعات الهواء التي يمكن أن تلحق الضرر شرائح أو جعلها تطفو. </li></ol> 4. تجربة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 1 ساعة، والسماح للحرارة غرفة الإنعاش يبرد لRT (17-25 درجة مئوية). ملاحظة: هذا قد يطيل الفترة الزمنية التي شرائح يمكن استخدامها من قبل تباطؤ نمو البكتيريا وكذلك الأيض الخلوي. هذه الفترة تعتمد على منطقة الدماغ ونوع الخلية. على سبيل المثال، وأنواع معينة من الخلايا جولجي يمكن العثور عليها لتكون صحية في شرائح8 ساعة بعد قطع أنواع أخرى في حين تستمر سوى 6 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 1 ساعة مرت من التقطيع، واستخدام شرائح لمختلف التجارب الكهربية. </li></ol>

<ol>
	<li>Skrede, K., Westgaard, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transverse+hippocampal+slice:+a+well-defined+cortical+structure+maintained+in+vitro.">The transverse hippocampal slice: a well-defined cortical structure maintained in vitro.</a> Brain Research. 35, 589-593 (1971).</li><li>Aghajanian, G., Rasmussen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+studies+in+the+facial+nucleus+illustrating+a+simple+new+method+for+obtaining+viable+motoneurons+in+adult+rat+brain+slices.">Intracellular studies in the facial nucleus illustrating a simple new method for obtaining viable motoneurons in adult rat brain slices.</a> Synapse. 3, 331-338 (1989).</li><li>Gueritaud, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+activity+of+rat+ocular+motoneurons+recorded+in+vitro.">Electrical activity of rat ocular motoneurons recorded in vitro.</a> Neuroscience. 24, 837-852 (1988).</li><li>Lipton, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+the+best+of+brain+slices:+comparing+preparative+methods.">Making the best of brain slices: comparing preparative methods.</a> Journal of Neuroscience Methods. 59, 151-156 (1995).</li><li>Richerson, G., Messer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+composition+of+experimental+solutions+on+neuronal+survival+during+rat+brain+slicing.">Effect of composition of experimental solutions on neuronal survival during rat brain slicing.</a> Experimental Neurology. 131, 133-143 (1995).</li><li>Brahma, B., Forman, R., Stewart, E., Nicholson, C., Rice, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ascorbate+inhibits+edema+in+brain+slices.">Ascorbate inhibits edema in brain slices.</a> Journal of Neurochemistry. 74, 1263-1270 (2000).</li><li>Moyer, J. R., Brown, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch-clamp+techniques+applied+to+brain+slices.+In:+Patch-clamp+analysis:+advanced+techniques.">Patch-clamp techniques applied to brain slices. In: Patch-clamp analysis: advanced techniques.</a> Springer. , 135-193 (2002).</li><li>Ye, J. H., Zhang, J., Xiao, C., Kong, J. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch-clamp+studies+in+the+CNS+illustrate+a+simple+new+method+for+obtaining+viable+neurons+in+rat+brain+slices:+glycerol+replacement+of+NaCl+protects+CNS+neurons.">Patch-clamp studies in the CNS illustrate a simple new method for obtaining viable neurons in rat brain slices: glycerol replacement of NaCl protects CNS neurons.</a> J. Neuroscience Methods. 156, 251-259 (2006).</li><li>Bischofberger, J., Engel, D., Li, L., Geiger, J., Jonas, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch-clamp+recording+from+mossy+fiber+terminals+in+hippocampal+slices.">Patch-clamp recording from mossy fiber terminals in hippocampal slices.</a> Nature Protocols. 1, 2075-2081 (2006).</li><li>Zhao, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+type&#8211;specific+channelrhodopsin-2+transgenic+mice+for+optogenetic+dissection+of+neural+circuitry+function.">Cell type&#8211;specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function.</a> Nature Methods. 8, 745-752 (2011).</li><li>Huang, S., Uusisaari, M. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+temperature+during+brain+slicing+enhances+the+quality+of+acute+slice+preparations.">Physiological temperature during brain slicing enhances the quality of acute slice preparations.</a> Front. Cell. Neurosci. 7, (2013).</li><li>Ohe, G. C., Darian-Smith, C., Garner, C. C., Heller, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Journal of Neuroscience. 26 (41), 10590-10598 (2006).</li><li>Voets, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+principle+of+temperature-dependent+gating+in+cold-+and+heat-sensitive+TRP+channels.">The principle of temperature-dependent gating in cold- and heat-sensitive TRP channels.</a> Nature. 430, 748-754 (2004).</li><li>Coulter, D. A., Huguenard, J. R., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+currents+in+rat+thalamocortical+relay+neurones:+kinetic+properties+of+the+transient,+low-threshold+current.">Calcium currents in rat thalamocortical relay neurones: kinetic properties of the transient, low-threshold current.</a> The Journal of Physiology. 414, 587-604 (1998).</li><li>Gibb, A. J., Edward, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+clamp+recording+from+cells+in+slice+tissues.">Patch clamp recording from cells in slice tissues.</a> Microelectrode Techniques: the Plymouth workshop handbook. , (1994).</li><li>Lefler, Y., Yarom, Y., Uusisaari, M. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebellar+Inhibitory+Input+to+the+Inferior+Olive+Decreases+Electrical+Coupling+and+Blocks+Subthreshold+Oscillations.">Cerebellar Inhibitory Input to the Inferior Olive Decreases Electrical Coupling and Blocks Subthreshold Oscillations.</a> Neuron. 81 (6), 1389-1400 (2014).</li><li>Bourne, J. N., Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Warmer+preparation+of+hippocampal+slices+prevents+synapse+proliferation+that+might+obscure+LTP-related+structural+plasticity.">Warmer preparation of hippocampal slices prevents synapse proliferation that might obscure LTP-related structural plasticity.</a> Neuropharmacology. 52, 55-59 (2007).</li><li>Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slices+have+more+synapses+than+perfusion-fixed+hippocampus+from+both+young+and+mature+rats.">Slices have more synapses than perfusion-fixed hippocampus from both young and mature rats.</a> J. Neurosci. 19, 2876-2886 (1999).</li><li>Kirov, S. A., Petrak, L. J., Fiala, J. C., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+spines+disappear+with+chilling+but+proliferate+excessively+upon+rewarming+of+mature+hippocampus.">Dendritic spines disappear with chilling but proliferate excessively upon rewarming of mature hippocampus.</a> Neuroscience. 127, 69-80 (2004).</li><li>Tanaka, Y., Tanaka, Y., Furuta, T., Yanagawa, Y., Kaneko, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+cutting+solutions+on+the+viability+of+GABAergic+interneurons+in+cerebral+cortical+slices+of+adult+mice.">The effects of cutting solutions on the viability of GABAergic interneurons in cerebral cortical slices of adult mice.</a> J. Neurosci. Methods. 171, 181-125 (2008).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

نحن لشرح طريقة لإعداد شرائح الدماغ الحادة من الفئران في الفسيولوجية بدلا من درجة حرارة الجليد الباردة. فقد تبين أن 11 نوعية الشرائح التي تم الحصول عليها في الظروف الحارة متفوقة بالمقارنة مع تلك التي أعدت مع الظروف الباردة، ?...

والهدف من هذه الطريقة هو الحصول على عرض ذات جودة عالية شرائح الدماغ الحادة في المختبر لتجارب الكهربية، خاصة عند استخدام البالغين أو حتى الحيوانات القديمة. طريقة الحاد تشريح الدماغ، كما وصفها Skrede وWestgaard 1 في جملتين أنيقة، وأصبحت واحدة من أسس علم الأعصاب الحديث الأبحاث ويعمل في الاختلافات التي لا حصر لها في جميع أنحاء العالم. وينعكس على نوعية الشرائح في عدد الخلايا العصبية في شريحة الحية، والفترة الزمنية التي تبقي الخلايا الكهربية وخصائصها المورفولوجية وكذلك في سلامة الأنسجة. وعلاوة على ذلك، فإن المدة القصوى للتسجيلات مستقرة تعتمد على نوعية الشرائح. وبالتالي، على طول العقود، وطريقة التقطيع الأصلي تم تطويرها من قبل مجموعات بحثية فردية لتعزيز الانتعاش بعد قطع شريحة 10/02، في كثير من الأحيان التعديلات المعقدة لتشكيل قطع سحلول التعافي ص (مثل إضافة أسكوربات، ثيوريا أو حتى H 2 O 2) وكذلك داخل القلب قبل نضح من الحيوان مع حلول تبريد الفسيولوجية. كما ثبت مؤخرا 11، ويبدو أن درجة حرارة الفسيولوجية أثناء التقطيع لتكون أكثر فائدة من التبريد لصحة الخلايا العصبية. التحسن هو الأكثر لفتا عند العمل مع الكبار (2-8 أشهر) القوارض. تجنب التغيرات في درجات الحرارة مثيرة يمنع القطع الأثرية بسبب العمليات التي تعتمد على درجة الحرارة في الخلايا، مثل اللدونة 13 و ايون قنوات حركية 13،14. مثل هذه التغييرات يمكن أن تؤثر على غشاء الجهد وإشارات الكالسيوم داخل الخلايا، عتبة السنبلة، وسنبلة الشكل. و&quot;الساخنة&quot; طريقة إعداد شريحة الحادة المقدمة هنا هو إجراء عام للحصول على جودة عالية شرائح الدماغ الحادة من أي منطقة في الدماغ، بما في المخيخ والقشرة والحصين، الدماغ نوى 16 &lt;/ سوب&gt; وكذلك البصلة الشمية، سواء في الجرذان والفئران. خصوصا، يتطلب إجراء تشريح درجة حرارة الفسيولوجية التي شفرة قطع يهتز تقريبا تماما أفقيا وهي دون أي عيوب هيكلية. هذه الدقة قد لا يكون ممكن مع النماذج القديمة تقطيع اللحم. في مثل هذه الحالات، ونحن ننصح أداء إعداد شريحة في ظروف البرد القارص كما يبدو على درجة حرارة منخفضة لجعل النسيج أكثر مقاومة للأضرار الميكانيكية، حتى لو كان على حساب الانحرافات الأيضية.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital</td><td>CTS</td><td>170066</td><td>Concentration: 60 mg/ml in physiological saline.</td></tr><tr><td>Big scissors&amp;nbsp;</td><td>FST</td><td>14001-16</td><td>Any large scissors or a guillotine with sufficiently sharp edges can be used for decapitation&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Iris scissors&amp;nbsp;</td><td>Prestige medical</td><td>48,148</td><td>Any fine tip scissors can be used, provided the scissor blades are not longer than 1.5&amp;#8211;2 cm</td></tr><tr><td>Fine tip forceps&amp;nbsp;</td><td>FST</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel&amp;nbsp;</td><td>FST</td><td>91003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade #11</td><td>FST</td><td>10011-00</td><td></td></tr><tr><td>Small spatula&amp;nbsp;</td><td>Fisher&amp;nbsp;</td><td>2350</td><td></td></tr><tr><td>Filter paper</td><td></td><td></td><td>Any laboratory brand can be used.</td></tr><tr><td>Petri dishes</td><td>Duroplan</td><td>Z231509-1</td><td></td></tr><tr><td>Glass beakers&amp;nbsp;</td><td>SCHOT</td><td>10022846</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipette&amp;nbsp;</td><td>Maple Leaf Brand</td><td>14672-029</td><td></td></tr><tr><td>Super glue&amp;nbsp;</td><td>LOCTITE</td><td>4091361/1</td><td></td></tr><tr><td>Slicer</td><td>Campden</td><td>7000-smz</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic slicing blade</td><td>Campden</td><td>7550-1-C</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic heater/stirrer</td><td></td><td></td><td>For heating up the SPS for the procedure</td></tr><tr><td>Electric kettle</td><td></td><td></td><td>For heating up water for temperature control</td></tr><tr><td>Slice recovery chamber + heating unit</td><td>Warner instruments</td><td>&amp;nbsp;BSC-HT +&amp;nbsp; BSC-BUW</td><td>Home-built models may also be used.</td></tr><tr><td>Thermometer</td><td></td><td></td><td>For monitoring SPS temperature during dissection and slicing</td></tr></tbody></table>

slice it hot: acute adult brain slicing in physiological temperature

هنا نقدم بروتوكول لإعداد شرائح الدماغ الحادة. هذا الإجراء هو عنصر حاسم للتجارب الكهربية التصحيح، المشبك الذي يحدد إلى حد كبير على نوعية النتائج. وقد تبين أن إهمال خطوة التبريد أثناء إجراء خفض مفيد في الحصول على شرائح السليمة والخلايا، وخاصة عند التعامل مع الهياكل الدماغ مياليني للغاية من الحيوانات الناضجة. على الرغم من أن الآلية الدقيقة حيث تدعم درجة حرارة مرتفعة لا يمكن تكهن على الصحة العصبية، فإنه من المعقول أنه كلما أمكن، يجب أن تكون درجة الحرارة التي يتم فيها إجراء تشريح قريبة من الظروف الفسيولوجية لمنع التحف درجات الحرارة ذات الصلة. وثمة ميزة أخرى مهمة لهذه الطريقة هي بساطة الإجراء، وبالتالي فإن الوقت اللازم لإعداد قصيرة. في طريقة أثبتت تستخدم الفئران البالغين ولكن يمكن تطبيق نفس الإجراء مع الفئران الأصغر سنا وكذلك الفئران. أيضا، فإن البنود التالية التصحيحيتم تنفيذ التجربة أمبير على شرائح أفقية للدماغ، ولكن يمكن أيضا أن تستخدم نفس الإجراء في الطائرات الأخرى، وكذلك المناطق الخلفية أخرى من الدماغ.

<html> شرائح أعدت على النحو المبين يمكن استخدامها لمختلف التجارب الكهربية وoptogenetic. في الشكل 3A و 3C، وتبين لنا نموذجا تمثيليا من شريحة المخيخ الأفقية وشريحة القشرية الدماغية الاكليلية، على التوالي، ينظر تحت تدخل الفرق (DIC) البصريات. في شريحة المخيخ، عدة ?...

Watch this Scientific Journal Video about Slice It Hot: Acute Adult Brain Slicing in Physiological Temperature at JoVE.com

Slice It Hot: Acute Adult Brain Slicing in Physiological Temperature

In this paper we show a method for preparing acute brain slices in physiological temperature, using a conventional physiological solution without special modifications for the cutting (such as adding sucrose) and without intracardial perfusion of the animal before slice preparation.

شريحة ساخنة: الكبار الدماغ الحاد في درجة الحرارة الفسيولوجية التقطيع

Here we present a protocol for preparation of acute brain slices. This procedure is a critical element for electrophysiological patch-clamp experiments ...

slice-it-hot-acute-adult-brain-slicing-in-physiological-temperature

Research

JoVE Journal

Neuroscience

26.2K Views.  Hebrew University of Jerusalem. In this paper we show a method for preparing acute brain slices in physiological temperature, using a conventional physiological solution without special modifications for the cutting (such as adding sucrose) and without intracardial perfusion of the animal before slice preparation.

Video: Slice It Hot: Acute Adult Brain Slicing in Physiological Temperature

Preparation of Acute Brain Slices Using an Optimized N-Methyl-D-glucamine Protective Recovery Method

This protocol is a practical guide to the N-methyl-D-glucamine (NMDG) protective recovery method of brain slice preparation. Numerous recent studies have validated the utility of this method for enhancing neuronal preservation and overall brain slice viability. The implementation of this technique by early adopters has facilitated detailed investigations into brain function using diverse experimental applications and spanning a wide range of animal ages, brain regions, and cell types. Steps are outlined for carrying out the protective recovery brain slice technique using an optimized NMDG artificial cerebrospinal fluid (aCSF) media formulation and enhanced procedure to reliably obtain healthy brain slices for patch clamp electrophysiology. With this updated approach, a substantial improvement is observed in the speed and reliability of gigaohm seal formation during targeted patch clamp recording experiments while maintaining excellent neuronal preservation, thereby facilitating challenging experimental applications. Representative results are provided from multi-neuron patch clamp recording experiments to assay synaptic connectivity in neocortical brain slices prepared from young adult transgenic mice and mature adult human neurosurgical specimens. Furthermore, the optimized NMDG protective recovery method of brain slicing is compatible with both juvenile and adult animals, thus resolving a limitation of the original methodology. In summary, a single media formulation and brain slicing procedure can be implemented across various species and ages to achieve excellent viability and tissue preservation.

Preparation of Acute Brain Slices Using an Optimized N-Methyl-D-glucamine Protective Recovery Method

This protocol demonstrates the implementation of an optimized N-methyl-D-glucamine (NMDG) protective recovery method of brain slice preparation. A single media formulation is used to reliably obtain healthy brain slices from animals of any age and for diverse experimental applications.

إعداد شرائح الدماغ الحادة باستخدام محسن N-الميثيل-د-أسلوب استرداد واقية جلوكاميني

This protocol is a practical guide to the N-methyl-D-glucamine (NMDG) protective recovery method of brain slice preparation. Numerous recent studies have ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

التحت خلوية تسجيلات التصحيح، المشبك من المجال Somatodendritic من سودائي الدوبامين العصبية

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, very few have been widely accepted. Here, we propose&#160;a new procedure&#160;adapted from the well-known ex vivo brain slice technique, which offers a closer in vivo-like scenario than in vitro preparations, for investigating the early events triggering cell degeneration, as observed in Alzheimer&#39;s disease (AD). This variation consists of simple and easily reproducible steps, which enable preservation of the anatomical cytoarchitecture of the selected brain region and its local functionality in a physiological milieu. Different anatomical areas can be obtained from the same brain, providing the opportunity to perform multiple experiments with the treatments in question in a site-, dose-, and time-dependent manner. Potential limitations&#160;which could affect the outcomes related to this methodology are related to the conservation of the tissue, i.e., the maintenance of its anatomical integrity during the slicing and incubation steps and the section thickness, which can influence the biochemical and immunohistochemical analysis. This approach can be employed for different purposes, such as exploring molecular mechanisms involved in physiological or pathological conditions, drug screening, or dose-response assays. Finally, this protocol could also reduce the number of animals employed in behavioral studies. The application reported here has been recently described and tested for the first time on ex vivo rat brain slices containing the basal forebrain (BF), which is one of the cerebral regions primarily affected in AD. Specifically, it has been demonstrated that the administration of a toxic peptide derived from the C-terminus of acetylcholinesterase (AChE) could prompt an AD-like profile, triggering, along the antero-posterior axis of the BF, a differential expression of proteins altered in AD, such as the alpha7 nicotinic receptor (&#945;7-nAChR), phosphorylated Tau (p-Tau), and amyloid beta (A&#946;).

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

We present a method which can&#160;provide further insights into the early events underlying neurodegeneration and based on the established ex-vivo brain technique, combining the advantages of in vivo and in vitro experiments. Moreover, it represents a unique opportunity for direct comparison of treated and untreated group in the same anatomical plane.

وثمة نهج بديل لدراسة الأحداث الرئيسية في نيوروديجينيريشن باستخدام شرائح المخ الفئران السابقين فيفو

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, ...

Two-photon Imaging of Microglial Processes' Attraction Toward ATP or Serotonin in Acute Brain Slices

Microglial cells are resident innate immune cells of the brain that constantly scan their environment with their long processes and, upon disruption of homeostasis, undergo rapid morphological changes. For example, a laser lesion induces in a few minutes an oriented growth of microglial processes, also called &#34;directional motility&#34;, toward the site of injury. A similar effect can be obtained by delivering locally ATP or serotonin (5-hydroxytryptamine [5-HT]). In this article, we describe a protocol to induce a directional growth of microglial processes toward a local application of ATP or 5-HT in acute brain slices of young and adult mice and to image this attraction over time by multiphoton microscopy. A simple method of quantification with free and open-source image analysis software is proposed. A challenge that still characterizes acute brain slices is the limited time, decreasing with age, during which the cells remain in a physiological state. This protocol, thus, highlights some technical improvements (medium, air-liquid interface chamber, imaging chamber with a double perfusion) aimed at optimizing the viability of microglial cells over several hours, especially in slices from adult mice.

Microglia, the resident immune cells of the brain, respond quickly with morphological changes to modifications of their environment. This protocol describes how to use two-photon microscopy to study the attraction of microglial processes toward serotonin or ATP in acute brain slices of mice.

اثنين-فوتون تصوير الجذب Microglial العمليات تجاه ATP أو السيروتونين في الدماغ الحادة شرائح

Microglial cells are resident innate immune cells of the brain that constantly scan their environment with their long processes and, upon disruption of ...

Short-Term Free-Floating Slice Cultures from the Adult Human Brain

Organotypic, or slice cultures, have been widely employed to model aspects of the central nervous system functioning in vitro. Despite the potential of slice cultures in neuroscience, studies using adult nervous tissue to prepare such cultures are still scarce, particularly those from human subjects. The use of adult human tissue to prepare slice cultures is particularly attractive to enhance the understanding of human neuropathologies, as they hold unique properties typical of the mature human brain lacking in slices produced from rodent (usually neonatal) nervous tissue. This protocol describes how to use brain tissue collected from living human donors submitted to resective brain surgery to prepare short-term, free-floating slice cultures. Procedures to maintain and perform biochemical and cell biology assays using these cultures are also presented. Representative results demonstrate that the typical human cortical lamination is preserved in slices after 4 days in vitro (DIV4), with expected presence of the main neural cell types. Moreover, slices at DIV4 undergo robust cell death when challenged with a toxic stimulus (H2O2), indicating the potential of this model to serve as a platform in cell death assays. This method, a simpler and cost-effective alternative to the widely used protocol using membrane inserts, is mainly recommended for running short-term assays aimed to unravel mechanisms of neurodegeneration behind age-associated brain diseases. Finally, although the protocol is devoted to using cortical tissue collected from patients submitted to surgical treatment of pharmacoresistant temporal lobe epilepsy, it is argued that tissue collected from other brain regions/conditions should also be considered as sources to produce similar free-floating slice cultures.

A protocol to prepare free-floating slice cultures from adult human brain is presented. The protocol is a variation of the widely used slice culture method using membrane inserts. It is simple, cost-effective, and recommended for running short-term assays aimed to unravel mechanisms of neurodegeneration behind age-associated brain diseases.

قصيرة الأجل الحرة العائمة شريحة الثقافات من الدماغ البشري الكبار

Organotypic, or slice cultures, have been widely employed to model aspects of the central nervous system functioning in vitro. Despite the potential of ...

Minimizing Hypoxia in Hippocampal Slices from Adult and Aging Mice

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high fidelity. Exploration of LTP and LTD mechanisms, single neuron dendritic computation, and experience-dependent changes in circuitry, would not have been possible without this classical preparation. However, with a few exceptions, most basic research using acute hippocampal slices has been performed using slices from rodents of relatively young ages, ~P20-P40, even though synaptic and intrinsic excitability mechanisms have a long developmental tail that reaches past P60. The main appeal of using young hippocampal slices is preservation of neuronal health aided by higher tolerance to hypoxic damage. However, there is a need to understand neuronal function at more mature stages of development, further accentuated by the development of various animal models of neurodegenerative diseases that require an aging brain preparation. Here we describe a modification to an acute hippocampal slice preparation that reliably delivers healthy slices from adult and aging mouse hippocampi. The protocol&#8217;s critical steps are transcardial perfusion and cutting with ice-cold sodium-free NMDG-aSCF. Together, these steps attenuate the hypoxia-induced drop in ATP upon decapitation, as well as cytotoxic edema caused by passive sodium fluxes. We demonstrate how to cut transversal slices of hippocampus plus cortex using a vibrating microtome. Acute hippocampal slices obtained in this way are reliably healthy over many hours of recording, and are appropriate for both field-recordings and targeted patch-clamp recordings, including targeting of fluorescently labeled neurons.

This is a protocol for acute slice preparation from adult and aging mouse hippocampi that takes advantage of transcardial perfusion and slice cutting with ice-cold NMDG-aCSF to reduce hypoxic damage to the tissue. The resulting slices stay healthy over many hours, and are suitable for long-term patch-clamp and field-recordings.

تقليل نقص الأكسجة في شرائح فرس النهر من الكبار والشيخوخة الفئران

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high ...

Preparing Acute Brain Slices from the Dorsal Pole of the Hippocampus from Adult Rodents

Whole-cell patch-clamp recordings from acute rodent brain slices are a mainstay of modern neurophysiological research, allowing precise measurement of cellular and synaptic properties. Nevertheless, there is an ever increasing need to perform correlated analyses between different experimental modes in addition to slice electrophysiology, for example: immunohistochemistry, molecular biology, in vivo imaging or electrophysiological recording; to answer evermore complex questions of brain function. However, making meaningful conclusions from these various experimental approaches is not straightforward, as even within relatively well described brain structures, a high degree of sub-regional variation of cellular function exists. Nowhere is this better exemplified than in the CA1 of the hippocampus, which has well-defined dorso-ventral properties, based on cellular and molecular properties. Nevertheless, many published studies examine protein expression patterns or behaviorally correlated in vivo activity in the dorsal extent of the hippocampus; and explain findings mechanistically with cellular electrophysiology from the ventro-medial region. This is further confounded by the fact that many acute slice electrophysiological experiments are performed in juvenile animals, when other experimental modes are performed in more mature animals. To address these issues, this method incorporates transcardial perfusion of mature (&#62;60 day old rodents) with artificial cerebrospinal fluid followed by preparation of modified coronal slices including the septal pole of the dorsal hippocampus to record from CA1 pyramidal cells. This process leads to the generation of healthy acute slices of dorsal hippocampus allowing for slice-based cellular electrophysiological interrogation matched to other measures.

The purpose of this protocol is to describe a method to produce slices of the dorsal hippocampus for electrophysiological examination. This procedure employs perfusion with chilled ACSF prior to slice preparation with a near-coronal slicing angle which allows for preservation of healthy principal neurons.

Whole-cell patch-clamp recordings from acute rodent brain slices are a mainstay of modern neurophysiological research, allowing precise measurement of ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

حاد الدماغ الماوس تشريح للتحقيق عفوية نشاط شبكة فرس النهر

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Assessing Changes in Synaptic Plasticity Using an Awake Closed-Head Injury Model of Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of closed-head mTBI in the preclinical setting to increase translatability to the clinical population. The awake closed-headed injury (ACHI) model uses a modified controlled cortical impactor to deliver closed-headed injury, inducing clinically relevant behavioral deficits without the need for a craniotomy or the use of an anesthetic.
This technique does not normally induce fatalities, skull fractures, or brain bleeds, and is more consistent with being a mild injury. Indeed, the mild nature of the ACHI procedure makes it ideal for studies investigating repetitive mTBI (r-mTBI). Growing evidence indicates that r-mTBI can result in a cumulative injury that produces behavioral symptoms, neuropathological changes, and neurodegeneration. r-mTBI is common in youths playing sports, and these injuries occur during a period of robust synaptic reorganization and myelination, making the younger population particularly vulnerable to the long-term influences of r-mTBI.
Further, r-mTBI occurs in cases of intimate partner violence, a condition for which there are few objective screening measures. In these experiments, synaptic function was assessed in the hippocampus in juvenile rats that had experienced r-mTBI using the ACHI model. Following the injuries, a tissue slicer was utilized to make hippocampal slices to evaluate bidirectional synaptic plasticity in the hippocampus at either 1 or 7 days following the r-mTBI. Overall, the ACHI model provides researchers with an ecologically valid model to study changes in synaptic plasticity following mTBI and r-mTBI.

Here, it is demonstrated how an awake closed-head injury model can be used for examining the effects of repeated mild traumatic brain injury (r-mTBI) on synaptic plasticity in the hippocampus. The model replicates important features of r-mTBI in patients and is used in conjunction with in vitro electrophysiology.

تقييم التغيرات في اللدونة المشبكية باستخدام نموذج إصابة الرأس المغلقة مستيقظا لإصابات الدماغ الرضحية الخفيفة

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of ...

Preparation of Brain Sections Using a NMDG-Based Protective Recovery Method

Source: Ting, J. T. et al. <a href="https://app.jove.com/v/53825">Preparation of Acute Brain Slices Using an Optimized N-Methyl-D-glucamine Protective Recovery Method.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video describes a protocol to obtain brain slices using an N-Methyl-D-glucamine (NMDG)-based protective recovery method. A dissected brain is incubated in an aCSF with NMDG and HEPES to minimize neuronal cell death and damage during the sectioning. The section is allowed to recover in the aCSF to restore the cellular activities

تحضير أقسام الدماغ باستخدام طريقة التعافي الوقائية القائمة على NMDG

1. Brain Dissection and Slicing

	Decapitate the animal. Use a scalpel to open the skin on the head and expose the skull cap.
	Use fine super-cut scissors ...