نشكر دانيال فيت للحصول على المساعدة الفنية وبيدرو جوفيا في Electricidade إم بو (electricidadeempo.net) لتخصيص تتبع البرمجيات لمطالبنا. كما نشكر توم Retzke للحصول على الدعم أثناء عملية التصوير. وأيد هذه الدراسة من قبل جمعية ماكس بلانك.

وقد وصفت تفاصيل البناء والتقنية من Flywalk أماكن أخرى 26 (في حال وجود أي مشاكل إنشاء إعداد هذا، مزيد من المعلومات يمكن الحصول عليها من MK). نحن هنا نركز على تعليمات مفصلة عن طريقة التعامل مع نموذج من شأنها أن تساعد في الحصول على نتائج موثوقة. 1. يطير المناولة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخلفية الذباب في البلدان المنخفضة الدخل على الثقافات متوسطة الكثافة المتوسطة على الغذاء 27 ساعة تحت 12: 12 ساعة ضوء: نظام الظلام في 23-25 ​​درجة مئوية والرطوبة النسبية 70٪. تحقيقا لهذه الغاية، والسماح الذباب 20-30 الكبار ظهرت حديثا لإنتاج الغذاء في قارورة كبيرة ل1 أسبوع، ثم تجاهل الذباب الكبار وانتظر ذرية في الظهور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع 30-40 ظهرت حديثا (عمر &lt;24 ساعة) الذباب الكبار في السن ولهم في الجديدة قارورة تحتوي على المتوسط ​​الغذائية 27 لمدة 3-5 أيام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أربع وعشرين ساعة قبل بدء التجربة السلوكية: نقل عن 30-40 تم جمعها سابقا 3-5 د من العمر (انظر 2.2) يطير إلى السادس الجديدآل تحتوي على الرطب المكونات رغوة المطاط أو ورقة الأنسجة رطبة باستخدام الشافطة. ملاحظة: لا تخدير الذباب باستخدام CO 2. </li></ol> 2. إعداد إعداد Flywalk <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام 250 مل الزجاجات كما الرطوبة. ملء الرطوبة مع 100 مل من الماء المقطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد قارورة رائحة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 500 ميكرولتر 10 -3 التخفيفات من الروائح نقية خلات الإيثيل، الإيثيل الزبدات، خلات isopentyl و2،3-butanedione في الزيوت المعدنية المذيبات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق اثنين فحص الصمامات الكرة في رائحة القارورة. لاحظ أن الاختيار صمامات تسمح بتدفق الهواء أحادي الاتجاه فقط. ولذلك، ربط فحص الصمامات في مثل هذه الطريقة التي يمكن أن يدخل الهواء القارورة على جانب واحد وترك الأمر على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الغطاء من 200 ميكرولتر PCR أنبوب رد فعل. ماصة 100 ميكرولتر من كل تخفيف الرائحة في أنبوب رد فعل منفصل ووضع الأنابيب في قارورة رائحة منفصلة. كما تعد واحدة القارورة التي تحتوي على رائحة سوى منظمة اوكسفام الدولية المعدنية المذيباتل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بإحكام ختم القنينات رائحة من قبل إغلاقها باستخدام سدادات الفولاذ المقاوم للصدأ ومقاطع المطاط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط قارورة 5 رائحة (4 الروائح التي تحتوي على و1 تحتوي على الزيوت المعدنية) إلى نظام التسليم رائحة. تأكد من ربطها في اتجاه تدفق الصحيح. وهناك اتصال خاطئ لا يضر فقط التجربة المخطط لها، ولكنها يمكن أيضا تلوث نظام التسليم. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من وجود تسرب بإغلاق منفذ للغرفة الخلط للجهاز التحفيز. تأكد من أن جميع تدفقات الهواء قبل جهاز التحفيز الآن تنخفض تدريجيا إلى الصفر. إن لم يكن، والتحقق من وجود تسرب والتي يمكن الآن التعرف على صوت الهسهسة الهواء ترك النظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل بعناية 15 الذباب الفردية إلى 15 أنابيب زجاجية الفردية باستخدام الشافطة وأنابيب الزجاج وثيقة على كلا الجانبين باستخدام محولات المقابلة. ملاحظة: نظرا لأن النظام يجب أن تكون مختومة بإحكام للتجارب الناجحة، تأكد من أن محولات تناسب أنابيب زجاجية بإحكامولاحظ أن أنابيب الزجاج قد كسر خلال هذه الخطوة. الحرص على تجنب وقوع اصابات خلال ارتداء قفازات واقية ونظارات واقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل أنابيب الزجاج لإعداد Flywalk و، من هنا على، انتظر لمدة 15 دقيقة على الأقل قبل بدء التجربة للسماح الذباب إلى روض مع البيئة الجديدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد ربط أنابيب الزجاج: التحقق من قراءات من المصب وتدفق متر الرقمية على جهاز الكمبيوتر 1 إذا كان 16 تدفقات الهواء بعد أنابيب زجاجية تضيف ما يصل الى تدفق الهواء دخول النظام. أيضا اطمئنان على الكمبيوتر 1، إذا الرطوبة بين 60٪ و 80٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصميم بروتوكول التحفيز السيطرة على تسلسل وتوقيت المحفزات رائحة عرضت على الذباب. للحصول على سبيل المثال البيانات وصفها، الحالية 4 الروائح والسيطرة (زيوت معدنية) منفردة وكل الثلاثي ممكن ومخاليط الرباعي من الروائح في وقت واحد لكل 40 مرة. تعيين مدة النبضة إلى 500 مللي ثانية في الفترة الفاصلة interstimulus من 90 ثانية وبطريقة عشوائية تسلسل التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التبديل على لىمصدر GHT (LED-العنقودية؛ λ = 630). تأكد من أن توفر ما يكفي من الضوء لكفاءة تتبع دون زيادة درجة الحرارة داخل أنابيب زجاجية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اقامة المنطقة من اهتمام من نظام التتبع عن طريق سحب إطار عبر المنطقة المراد رصدها في مثل هذه الطريقة التي يتم تضمين كافة أنابيب زجاجية 15 ويتم استبعاد ما يقرب من 5 ملم من حواف الأنابيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انشاء 14 خطوط متوازية الفصل بين أنابيب الفردية في نظام التتبع عن طريق تغيير Y-مواقعهم في البرنامج النصي المقابل للحفاظ على الفرد الذباب التعرف في كافة مراحل التجربة. تأكد من وضع لهم في مثل هذه الطريقة أن هناك دائما واحد أنبوب زجاجي بين اثنين من هذه الخطوط الفاصل، لأنه سيتم تعقب ذبابة واحدة فقط بين أي مجموعة من سطرين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من تعيين المعلمات الكاميرا في مثل هذه الطريقة التي تطير يتم تعقب موثوق في جميع أنحاء أنابيب زجاجية. إذا فقدت الذباب على حواف المنطقة من الفائدة، وزيادة السطوع أو كسب تتبع الصورةoftware. تجنب الاهتزازات الميكانيكية للنظام تتبع. تتبع باستخدام البرمجيات التجارية وفقا لبروتوكول الشركة الصانعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدء التجربة قبل بدء تشغيل بروتوكول التحفيز. سجل flies&#39; XY-الإحداثيات في 20 إطارا في الثانية (لقطة في الثانية) وسجل في تركيبة مع وضع صمام رائحة في ملفات نصية. </li></ol> تحليل 3. البيانات ملاحظة: الخطوات التالية في تحليل البيانات والمؤتمتة باستخدام إجراءات العرف مكتوب المبرمجة في R. لأن هذه الخطوات هي الحاسمة للحصول على نتائج ذات مغزى ورغم ذلك قدم تحليل بطريقة خطوة بخطوة. البيانات الأولية لتحليل ملفات CSV. المحتوية على المعلومات متزامنة على وضع صمام رائحة، عدد النبض في التجربة و15 الطيران X-وظائف في سم على محور الزمن المشترك للدورة التحفيز رائحة واحدة. ويمكن تقديم التعليمات البرمجية المخصصة لتحليل البيانات عند الطلب. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مفتوحة. CSV ملف، تجد الوقت نقطة من فتح صمام تدل عليه وتشانجى في العمود يمثل حالة صمام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب دالة خطية من موقف رائحة النموذج و (ر) = ق ر * + ط حيث t هو الوقت في دورة التحفيز، والصورة هي سرعة الرياح (هنا 20 سم / ثانية) واعتراض ط يمكن حسابها باستخدام نقطة في الوقت رائحة تدخل الأنابيب في موقف 0 (فتح صمام بالإضافة إلى التأخير). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العثور على نقطة الوقت الذي رائحة وتطير X-موقف تتقاطع لكل الطيران وتعيين هذه نقطة في الوقت إلى 0. ملاحظة: هذه الطريقة تتماشى مواقف سافر إلى كل individual&#39;s لقاء مع رائحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبعاد الذباب يجلس على حواف جدا من منطقة الفائدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب سرعة من X-مواقف بقسمة النزوح على طول محور x بواسطة الفاصل الزمني (100 مللي ثانية) وإجراء تكرار لكل دورة التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للحصول على سرعة الوقت دورات كما هو مبين في الشكل 2E حساب متوسط ​​السرعة وقتا بالطبع لكل ذبابة ورائحة وعن تلك في الوقت نفسه بالطبع لرائحة معينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للحصول على النزوح الصافي كما هو مبين في الشكل 3C حساب تشريد صافي داخل 4 ثانية بعد نبض رائحة لكل حدث تتبع وبعد ذلك تشريد صافي متوسط ​​في الطيران ورائحة. </li></ol> 4. تنظيف الداخلي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نظيف أنابيب الزجاج <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الذباب ومحولات من أنابيب الزجاج ونقع أنابيب الزجاج في صناعة المنظفات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف أنابيب زجاجية تحت الماء الجاري المقطر وتجفيفها باستخدام الهواء المضغوط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أنابيب زجاجية الحرارة على حرارة 200 درجة مئوية لمدة 8 ساعات. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رائحة نظيفة نظام التسليم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة كل قارورة رائحة وأنابيب من غرفة الخلط المركزية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة محولات أنابيب من غرفة الخلط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غرفة الخلط نظيفة من قبل الشطف مع محلول التنظيف المختبر والمذيبات (مثل الإيثانول والأسيتون). تنفيذ هذه الخطوات تحت غطاء محرك السيارة المختبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غرفة خلط الجافة باستخدام الهواء المضغوط وتسخينها على حرارة 200 درجة مئوية لمدة 8 ساعات. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نظيفة رائحة قوارير وفحص الصمامات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة المكونات الصلب (فضلات المطاط طوقا) وفحص الصمامات من قارورة رائحة ونقع جميع المكونات في محلول التنظيف المختبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكونات يصوتن في حمام بالموجات فوق الصوتية وشطف لهم بالماء المقطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف جميع المكونات ما عدا فحص الصمامات مع الإيثانول والأسيتون. تنفيذ هذه الخطوات تحت غطاء محرك السيارة المختبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المكونات الجافة باستخدام الهواء المضغوط والحرارة لهم على حرارة 200 درجة مئوية لمدة 8 ساعات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فحص الصمامات نظيفة من الداخل عن طريق تنظيف لهم الإيثانول والأسيتون باستخدام حقنة (تنظر في اتجاه التدفق). تنفيذ هذه الخطوات تحت غطاء محرك السيارة مختبر يرتدي نظارات المختبر. لأن الأسيتون يهاجم أجزاء من المطاط، وعلى الفور فحص الصمامات الجافة عن طريق تنظيف لهم مع الهواء المضغوط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الروائح المتبقية التي كتبها النبض الهواء من خلال فحص الصمامات لعدة أيام. استخدام حاضنة عند 60 ° C والهواء 1 ثانية على / 1 ثانية الهواء خارج النظام لهذه الخطوة التنظيف. </li></ol&gt; </li></ol>

<ol>
	<li>Murlis, J., Elkinton, J. S., Card&#233;, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+plumes+and+how+insects+use+them.">Odor plumes and how insects use them.</a> Annu. Rev. Entomol. 37, 505-532 (1992).</li><li>Kennedy, J. S., Marsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone-regulated+anemotaxis+in+flying+moths.">Pheromone-regulated anemotaxis in flying moths.</a> Science. 184 (4140), 999-1001 (1974).</li><li>Budick, S. A., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Free-flight+responses+of+Drosophila+melanogaster+to+attractive+odors.">Free-flight responses of Drosophila melanogaster to attractive odors.</a> J. Exp. Biol. 209 (15), 3001-3017 (2006).</li><li>Buehlmann, C., Graham, P., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Desert+ants+locate+food+by+combining+high+sensitivity+to+food+odors+with+extensive+crosswind+runs.">Desert ants locate food by combining high sensitivity to food odors with extensive crosswind runs.</a> Curr. Biol. 24 (9), 960-964 (2014).</li><li>Van Breugel, F., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plume-tracking+behavior+of+flying+Drosophila+emerges+from+a+set+of+distinct+sensory-motor+reflexes.">Plume-tracking behavior of flying Drosophila emerges from a set of distinct sensory-motor reflexes.</a> Curr. Biol. 24 (3), 274-286 (2014).</li><li>Schuckel, J., Meisner, S., Torkkeli, P. H., French, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+properties+of+Drosophila+olfactory+electroantennograms.">Dynamic properties of Drosophila olfactory electroantennograms.</a> J. Comp. Physiol. A. 194 (5), 483-489 (2008).</li><li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+encoding+of+rapidly+fluctuating+odors.">Neural encoding of rapidly fluctuating odors.</a> Neuron. 61 (4), 570-586 (2009).</li><li>Nagel, K. I., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biophysical+mechanisms+underlying+olfactory+receptor+neuron+dynamics.">Biophysical mechanisms underlying olfactory receptor neuron dynamics.</a> Nat. Neurosci. 14 (2), 208-216 (2011).</li><li>Martelli, C., Carlson, J. R., Emonet, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intensity+invariant+dynamics+and+odor-specific+latencies+in+olfactory+receptor+neuron+response.">Intensity invariant dynamics and odor-specific latencies in olfactory receptor neuron response.</a> J. Neurosci. 33 (15), 6285-6297 (2013).</li><li>Szyszka, P., Gerkin, R. C., Galizia, C. G., Smith, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+odor+transduction+and+pulse+tracking+by+insect+olfactory+receptor+neurons.">High-speed odor transduction and pulse tracking by insect olfactory receptor neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111 (47), 16925-16930 (2014).</li><li>Nagel, K. I., Hong, E. J., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+and+circuit+mechanisms+promoting+broadband+transmission+of+olfactory+stimulus+dynamics.">Synaptic and circuit mechanisms promoting broadband transmission of olfactory stimulus dynamics.</a> Nat. Neurosci. 18 (1), 56-65 (2014).</li><li>Larsson, M. C., Domingos, A. I., Jones, W. D., Chiappe, M. E., Amrein, H., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Or83b+encodes+a+broadly+expressed+odorant+receptor+essential+for+Drosophila+olfaction.">Or83b encodes a broadly expressed odorant receptor essential for Drosophila olfaction.</a> Neuron. 43 (5), 703-714 (2004).</li><li>Knaden, M., Strutz, A., Ahsan, J., Sachse, S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+representation+of+odorant+valence+in+an+insect+brain.">Spatial representation of odorant valence in an insect brain.</a> Cell Rep. 1 (4), 392-399 (2012).</li><li>Zaninovich, O. A., Kim, S. M., Root, C. R., Green, D. S., Ko, K. I., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single-fly+assay+for+foraging+behavior+in+Drosophila.">A single-fly assay for foraging behavior in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (81), e50801 (2013).</li><li>Farhan, A., Gulati, J., Gro&#946;e-Wilde, E., Vogel, H., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+CCHamide+1+receptor+modulates+sensory+perception+and+olfactory+behavior+in+starved+Drosophila.">The CCHamide 1 receptor modulates sensory perception and olfactory behavior in starved Drosophila.</a> Sci. Rep. 3 (2765), 1-6 (2013).</li><li>Fl&#252;gge, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Geruchliche+Raumorientierung+von+Drosophila+melanogaster.">Geruchliche Raumorientierung von Drosophila melanogaster.</a> Z. Vgl. Physiol. 20 (4), 462-500 (1934).</li><li>Borst, A., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Osmotropotaxis+in+Drosophila+melanogaster.">Osmotropotaxis in Drosophila melanogaster.</a> J. Comp. Physiol. A. 147 (4), 479-484 (1982).</li><li>Louis, M., Huber, T., Benton, R., Sakmar, T. P., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+olfactory+sensory+input+enhances+chemotaxis+behavior.">Bilateral olfactory sensory input enhances chemotaxis behavior.</a> Nat. Neurosci. 11 (2), 187-199 (2008).</li><li>Gomez-Marin, A., Stephens, G. J., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+sampling+and+decision+making+in+Drosophila+chemotaxis.">Active sampling and decision making in Drosophila chemotaxis.</a> Nat. Commun. 2 (441), 1-10 (2011).</li><li>Gaudry, Q., Hong, E. J., Kain, J., de Bivort, B. L., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Asymmetric+neurotransmitter+release+enables+rapid+odour+lateralization+in+Drosophila.">Asymmetric neurotransmitter release enables rapid odour lateralization in Drosophila.</a> Nature. 493 (7432), 42442-42448 (2013).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 71 (3), 708-712 (1974).</li><li>Ramdya, P., Lichocki, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensory+interactions+drive+collective+behaviour+in+Drosophila.">Mechanosensory interactions drive collective behaviour in Drosophila.</a> Nature. 519 (7542), 233-236 (2014).</li><li>Bhandawat, V., Maimon, G., Dickinson, M. H., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+modulation+of+flight+in+Drosophila+is+sensitive,+selective+and+rapid.">Olfactory modulation of flight in Drosophila is sensitive, selective and rapid.</a> J. Exp. Biol. 213 (21), 3625-3635 (2010).</li><li>Duistermars, B. J., Chow, D. M., Frye, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flies+require+bilateral+sensory+input+to+track+odor+gradients+in+flight.">Flies require bilateral sensory input to track odor gradients in flight.</a> Curr. Biol. 19 (15), 1301-1307 (2009).</li><li>Claridge-Chang, A., Roorda, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Writing+memories+with+light-addressable+reinforcement+circuitry.">Writing memories with light-addressable reinforcement circuitry.</a> Cell. 139 (2), 405-415 (2009).</li><li>Steck, K., Veit, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+behavioral+paradigm+for+Drosophila+olfaction+-+The+Flywalk.">A high-throughput behavioral paradigm for Drosophila olfaction - The Flywalk.</a> Sci. Rep. 2 (361), 1-9 (2012).</li><li>Lewis, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+standard+food+medium.">A new standard food medium.</a> Drosoph. Inf. Serv. 34, 117-118 (1960).</li><li>Lebestky, T., Chang, J. S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+different+forms+of+arousal+in+Drosophila+are+oppositely+regulated+by+the+dopamine+D1+receptor+ortholog+DopR+via+distinct+neural+circuits.">Two different forms of arousal in Drosophila are oppositely regulated by the dopamine D1 receptor ortholog DopR via distinct neural circuits.</a> Neuron. 64, 522-536 (2009).</li><li>Thoma, M., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compound+valence+is+conserved+in+binary+odor+mixtures+in+Drosophila+melanogaster.">Compound valence is conserved in binary odor mixtures in Drosophila melanogaster.</a> J. Exp. Biol. 217 (20), 3645-3655 (2014).</li><li>Olsson, S. B., Kuebler, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+multicomponent+stimulus+device+for+use+in+olfactory+experiments.">A novel multicomponent stimulus device for use in olfactory experiments.</a> J. Neurosci. Meth. 195 (1), 1-9 (2011).</li></ol>

تعلن الكتاب أنه ليس لديهم المصالح المالية المتنافسة.

على الرغم من أن نظام Flywalk يبدو متطورة بدلا للوهلة الأولى، بعد تشكيلها وتشغيله سهلة الاستخدام وتعطي نتائج قوية للغاية. التشديد على اتساق النتائج المنتجة مع الأحيائي يمكن القول أن نتائج تمثيلية هو موضح هنا تم الحصول عليها بعد ما يقرب من 2 سنوات بعض النتائج هو مبين في در?...

الهدف الرئيسي من أي بحث neuroethological هو وجود علاقة سببية بين الدول نشاط الخلايا العصبية واحدة أو الدوائر العصبية وسلوك الكائن الحي. لتحقيق هذا الهدف نشاط الخلايا العصبية وينبغي رصد السلوك في ظل ظروف التحفيز متطابقة ويجب أن تكون هذه الشروط التحفيز مثالي مماثلة لتلك التي في الجهاز العصبي تحت المجهر تطورت لفهم. لا سيما عندما يتعلق الأمر اختبارات بيولوجية السلوكية، وهذه الشروط قد ثبت تاريخيا تطلبا جدا في الدروسوفيلاميلانوجاستر neuroethology حاسة الشم. بعد إطلاق سراحه من المصدر، وأعمدة رائحة كسر بسرعة تصل إلى خيوط رقيقة مع نشر المضطرب الناجمة عن حركة الهواء كونها العامل الرئيسي الذي يحدد توزيع رائحة 1. ونتيجة لذلك، حشرة تبحر نحو مصدر الرائحة الخبرات التحفيز متقطعة مع حزم رائحة تتخللها فترات متفاوتة من الهواء النقي. على حد سواءوقد ثبت لاستغلال هذا النظام التحفيز متقطعة للملاحة ارتفاع عكس الريح على لقاء بلوم والغالب تتحرك عبر الرياح في غياب الروائح 2 - - المشي والحشرات الطائرة - بما في ذلك ذبابة الفاكهة 5. في حين أن إجراءات التحفيز في التجارب الفسيولوجية تحاكي إلى حد كبير تلك التي قد تواجه حشرة في بيئتها الطبيعية إما عن طريق توفير نفث واحدة من الروائح تتخللها فترات طويلة من الهواء النقي أو متواليات التحفيز ديناميكية 6-11، العديد من اختبارات بيولوجية السلوكية المستخدمة في ذبابة الفاكهة neuroethology مثل فخ فحص ، الساحات حقل مفتوح أو T-متاهة تعتمد على رائحة التدرجات 12-15. ومع ذلك، لأن التدرجات رائحة بالتعريف هي متغيرة في تركيز اعتمادا على مسافة واحدة من مصدر الرائحة، لا يمكن أن يعزى سلوك معين إلى تركيز رائحة الدقيق باستخدام هذه النماذج. بالإضافة إلى ذلك، المنحدر منالتدرج رائحة يعتمد بشكل كبير على الخصائص الفيزيائية للالرائحة. وهناك تدرج من مركب شديدة التقلب يكون أقل عمقا من تلك التي سببها مركب أقل تقلبا، وبالتالي أيضا من الصعب تتبع لكائن حي الاعتماد على قياس الاختلافات التركيز في الفضاء باعتبارها الوسيلة الوحيدة الملاحة 16-20، مما قد يؤدي إلى سوء فهم الأفضليات حاسة الشم ولا سيما في المقايسات الاختيار. وهذا التأثير هو أيضا ضار للغاية عند التحقيق في سلوك تجاه خليط من رائحة لأنه يؤدي إلى نسب مختلفة المكون مزيج عند كل نقطة في الفضاء، وبالتالي مرة أخرى يحول دون ارتباط واضح بين وظائف الأعضاء والسلوك. بينما الذباب الخل تميل إلى تجميع على تخمر الفواكه، فهي الانفرادي في التنقل نحو مصادر الغذاء ومواقع وضع البيض. ومع ذلك، بدلا من اختبار الحيوانات الفردية العديد من النماذج السلوكية المستخدمة في ذبابة الفاكهة neuroetholoغراي دراسة السلوك الموجهة رائحة أفواج من الذباب وسجل جاذبية وجزء من الذباب اختيار رائحة أكثر من التحفيز السيطرة. وقد ساهمت هذه التجارب الفوج إلى حد كبير في فهم ذبابة neuroethology والعديد من الملاحظات التي أبداها استخدامها يمكن أن تؤكد التجارب واحد الطاير. ومع ذلك، فقد لوحظ أن الذباب يمكن أن تؤثر على كل قرار other&#39;s 21 و في الحالات القصوى تقييم رائحة يمكن ان تتحول من اللامبالاة إلى إبطال اعتمادا على الكثافة السكانية 22. بالإضافة إلى ذلك، النتائج من هذه الأنواع من التجارب في كثير من الأحيان لا توفر سوى نقطة نهاية سلسلة من القرارات السلوكية بدلا من مراقبة ما الطاير يقوم به بينما هو يفعل ذلك، وهو ما سيكون من المرغوب فيه عند محاولة ربط السلوك مع نشاط الخلايا العصبية. ويتناقض هذه التجارب فوج بدلا منخفضة الدقة التي كتبها عالية الدقة أساليب واحد يطير مثل الساحات رحلة المربوطة والمطاحن والتي تسمحلالملاحظة المباشرة من الاستجابات السلوكية في وقت تقديم الحوافز 20،23،24. ومع ذلك، والتجارب فوج لا تزال تحظى بشعبية، لأنها فعالة جدا وتعطي نتائج قوية حتى في نسبيا أحجام العينات منخفضة بسبب التباين بين الأفراد وبين المحاكمة وبلغ متوسط ​​جزئيا خارج نظرا للمراقبة السكان على مدى فترات طويلة من الزمن. بينما رحلة المربوطة ومفرغة ربما توفر معيار الذهب بشأن عرض الحوافز والقرار الزماني، فقد تم تصميم الساحات تستخدم للحيوانات واحدة ولذلك فمن للحصول على أحجام العينات اللازمة لإجراء تحليل إحصائي تستغرق وقتا طويلا. وقد تم مؤخرا تطوير العديد من الطرق الأخرى التي تسمح للاكتساب البيانات بشكل أكثر كفاءة سلوكية عالية الدقة في توليفة مع نظام التحفيز واضحة المعالم. وتشمل هذه غير خاضعة للرقابة 3D تتبع من الذباب الخل متعددة في windtunnel في تركيبة مع دقيق 3D نموذج من عمود رائحة 5 </سوب&gt;، تتبع من الذباب الفردية المتعددة في غرف اختيار إمداده airstreams من الجانبين 25 ونموذج Flywalk 26. في Flywalk، تقع 15 الذباب الفردية في أنابيب زجاجية صغيرة ومراقبتها باستمرار من قبل الكاميرا العامة في ظل ظروف الضوء الأحمر. تضاف الروائح إلى تيار الهواء المستمر من 20 سم / ثانية والسفر من خلال أنابيب زجاجية بسرعة ثابتة. وترطيب تيار الهواء بتمريرها من خلال 250 مل الزجاجات التي تحتوي على الماء المقطر (الرطوبة) قبل الدخول إلى نظام التسليم رائحة. يتم تسجيل مواقف flies&#39; داخل منطقة مربع من الفائدة (ROI) تشمل أكثر من طول الأنابيب رائحة (باستثناء الحواف الخارجية للأنابيب (حوالي 5 ملم في كل جانب) حيث الذباب لا يمكن أن تتحرك أبعد السهم العلوي أو اتجاه الريح) في وقت قريب من العرض رائحة (الشكل 1A، B). يتم الاحتفاظ يطير الهويات المستمر من قبل ر نظام التتبعالاحجار الكريمه التجربة على أساس من Y-وظائف (أي حدود أنبوب زجاجي بهم). ويتحقق التحفيز رائحة باستخدام جهاز التحفيز متعدد المكون الذي يسمح بعرض ما يصل إلى 8 الروائح واحدة وجميع الخلطات الممكنة منها 26،29 (الشكل 1B). يتم التحكم في مسار التجربة من قبل الكمبيوتر الذي ينظم نظام التسليم رائحة وجمع درجات الحرارة والرطوبة المعلومات (الكمبيوتر 1، الشكل 1C). يتحكم هذا الكمبيوتر أيضا datalogger (بدء / إيقاف التسجيل) على جهاز كمبيوتر الثاني الذي يتابع باستمرار مواقف ذبابة في 20 لقطة في الثانية (الكمبيوتر 2). يطير المواقف، وضع صمام رائحة (أي نقطة في الوقت فتح صمام)، ID رائحة، درجة الحرارة والرطوبة حول دورات التحفيز رائحة يتم تسجيل على جهاز الكمبيوتر 2. وبهذه الطريقة معلومات عن رائحة ويطير متزامنة المواقف وتصديرها كملف .csv الملفات التي يمكن أن تزيد من معالجتها وتحليلها باستخدام إجراءات تحليل العرف مكتوب. بسببالنظام برمته هو الكمبيوتر التي تسيطر عليها، دون تدخل بشري ضروري خلال جلسة تجريبية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="866">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Flywalk setup</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:207px;">details available upon request</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">stimulus device</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>details available upon request</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LED cluster</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>details available upon request</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">HD Pro Webcam C920</td>
			<td style="width:325px;">Logitech, Lausanne, Switzerland</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2 Computers</td>
			<td style="width:325px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:216px;">Flywalk Reloaded v1.0 software</td>
			<td style="width:325px;">Electricidade Em P&#243; (electricidadeempo.net)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Labview 11.0 software</td>
			<td style="width:325px;">National Instruments, Austin, TX</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Standard fly food</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:216px;">Standard fly vials</td>
			<td style="width:325px;">Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Standard fly vials</td>
			<td style="width:325px;">Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">aspirator</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">mineral oil</td>
			<td style="width:325px;">Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">odors</td>
			<td style="width:325px;">Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:216px;">200 &#181;l PCR reaction tubes</td>
			<td style="width:325px;">Biozym Scientific GmbH, Oldendorf, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high-resolution quantification of odor-guided behavior in drosophila melanogaster using the flywalk paradigm

في بيئتها الطبيعية، والحشرات مثل الخل تطير ذبابة الفاكهة السوداء البطن مع قصف على كمية كبيرة من عطور متميزة كيميائيا. إلى تعقيد الأمور أكثر من ذلك، والروائح الكشف عنها من قبل الجهاز العصبي للحشرات هي عادة ليست واحدة بل خليط من المركبات تركيبتها ونسب تركيز تختلف. وهذا يؤدي إلى مبلغ لا نهائي تقريبا من المحفزات الشمية المختلفة التي يجب تقييمها من قبل الجهاز العصبي. لفهم الجوانب التي من حافز رائحة تحدد تقييمها من قبل الطيران، ولذلك فمن المستحسن النظر بكفاءة السلوك الموجهة نحو رائحة العديد من عطور وخلطات رائحة. لربط السلوك إلى نشاط الخلايا العصبية مباشرة، يجب أن يكون كميا السلوك في إطار زمني للمقارنة وتحت ظروف التحفيز متطابقة كما في التجارب العصبية. ومع ذلك، فإن العديد من اختبارات بيولوجية حاسة الشم المستخدمة حاليا في ذبابة الفاكهة neuroethology هي بالأحرى specialized إما نحو الكفاءة أو نحو القرار. Flywalk، تسليم رائحة وتتبع النظام الآلي، ويسد الفجوة بين الكفاءة والقرار. لأنها تتيح تحديد متى بالضبط حفزت حزمة رائحة ذبابة المشي بحرية، وتحديد animal&#39;s رد الفعل السلوكي الحيوي.

لأن يسمح الذباب لتوزيع بحرية داخل أنابيب زجاجية ما بين النبضات رائحة ويسافر نبض رائحة من خلال أنابيب زجاجية بسرعة ثابتة الذباب تواجه الرائحة في أوقات مختلفة تبعا لها موقف العاشر في وقت التحفيز. ونتيجة لذلك، يتم تأخير onsets من مسارات عكس الريح التي حركها 500 نبضة مللي ثا?...

Watch this Scientific Journal Video about High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm at JoVE.com

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

يتم استخدام الآلية Flywalk نظام تتبع عالية الدقة الكمي للسلوك موجهة رائحة ذبابة الفاكهة في البطن.

عالية الدقة الكمي للسلوك رائحة الموجهة في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; استخدام<em&gt; Flywalk</em&gt; بارادايم

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

high-resolution-quantification-odor-guided-behavior-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

9.2K Views.  Max Planck Institute for Chemical Ecology.  يتم استخدام الآلية Flywalk نظام تتبع عالية الدقة الكمي للسلوك موجهة رائحة ذبابة الفاكهة في البطن. 

Video: High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

في وقت واحد من تسجيل إشارات الكالسيوم من الخلايا العصبية التي تم تحديدها وسلوك التغذية من ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

عالية الدقة التصوير لايف من سلوك خلية في الظهارة العصبية النامية

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetic تحفيز السلوك في الهروب<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

تحديد العفوي الحركي آخر في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

الفحص مباشرة للالكمي لتجنب الاجتماعي في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

طريقة بسيطة لقياس التغيرات في السلوك المكافأة التماس طريق<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

الشعيرات الدموية المغذية الفحص يقيس كمية الطعام في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

الكمي للسلوك الاستمالة ذبابة الفاكهة

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

Monitoring Cell-to-cell Transmission of Prion-like Protein Aggregates in Drosophila Melanogaster

Protein aggregation is a central feature of most neurodegenerative diseases, including Alzheimer&#39;s disease (AD), Parkinson&#39;s disease (PD), Huntington&#39;s disease (HD), and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Protein aggregates are closely associated with neuropathology in these diseases, although the exact mechanism by which aberrant protein aggregation disrupts normal cellular homeostasis is not known. Emerging data provide strong support for the hypothesis that pathogenic aggregates in AD, PD, HD, and ALS have many similarities to prions, which are protein-only infectious agents responsible for the transmissible spongiform encephalopathies. Prions self-replicate by templating the conversion of natively-folded versions of the same protein, causing spread of the aggregation phenotype. How prions and prion-like proteins in AD, PD, HD, and ALS move from one cell to another is currently an area of intense investigation. Here, a Drosophila melanogaster model that permits monitoring of prion-like, cell-to-cell transmission of mutant huntingtin (Htt) aggregates associated with HD is described. This model takes advantage of powerful tools for manipulating transgene expression in many different Drosophila tissues and utilizes a fluorescently-tagged cytoplasmic protein to directly report prion-like transfer of mutant Htt aggregates. Importantly, the approach we describe here can be used to identify novel genes and pathways that mediate spreading of protein aggregates between diverse cell types in vivo. Information gained from these studies will expand the limited understanding of the pathogenic mechanisms that underlie neurodegenerative diseases and reveal new opportunities for therapeutic intervention.

Monitoring Cell-to-cell Transmission of Prion-like Protein Aggregates in Drosophila Melanogaster

Accumulating evidence supports the idea that pathogenic protein aggregates associated with neurodegenerative diseases spread between cells with prion-like properties. Here, we describe a method that enables visualization of cell-to-cell spreading of prion-like aggregates in the model organism, Drosophila melanogaster.