وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة المنحة R01 GM54408 منحت لغريفيث LC. نود أن نشكر فريد وولف لمساعدته في تصميم كل غرفة لدينا مربع ، وإعداد مقايسة لدينا ، فرانك ميلو في الجهاز جامعة برانديز متجر لبناء غرفة لدينا ، ودان فالنتي وLebestky تيم لإجراء محادثات مفيدة بشأن قضايا التحليل.

الجزء 1 : إدارة التغذية والذباب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي أن نمت الذباب في الزجاجات التي تحتوي على الخميرة خالية من وسائل الاعلام القياسية. سوف تحتاج أعداد كبيرة من الذباب ، لذلك تحتاج إلى الصلبان تقام وفقا لذلك. وينبغي أن نمت الذباب في ضوء لمدة 12 ساعة : دورة في الظلام 25 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي أن تجمع الذباب بعد فترة وجيزة eclosion (1-3 أيام). ويمكن عمل مع الذباب في هذه المرحلة باستخدام الناشر ثاني أكسيد الكربون ، وينبغي أن تفرز وتوضع في أنابيب اختبار تحتوي على وسائل الإعلام أو تعقيمها الخميرة الحرة. نستخدم الذكور فقط ، وتخزن 10 إلى أنبوب اختبار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح على الاقل يوم او يومين بعد استخدام غاز ثاني أكسيد الكربون قبل تشغيل التجارب السلوكية. نركض الذباب في مقايسة لدينا السلوكية 3-5 أيام التالية ECLOSION. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي دائما أن يتم المقايسات ضمن نفس الإطار الزمني 2-3 ساعة كل يوم لتجنب المشاكل الإيقاعي. </li></ol> الجزء 2 : إعداد نظام التتبع في بيئة تسيطر عليها <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جميع التجارب تتم في غرفة البيئة التي تحافظ على درجة حرارة ثابتة تبلغ 25 درجة مئوية مع رطوبة 70 ٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعليق كاميرا الفيديو الرقمية على المنطقة التي سيتم تسجيلها (الكاميرا إلى أسفل). منذ لدينا برامج التعقب القائمة على النقيض ، ونحن تعليق الكاميرا على ضوء مربع. الكاميرا السجلات الفيديو مباشرة على جهاز كمبيوتر Dell عبر اتصال فايرواير. نستخدم شارب كاميرا الفيديو الرقمية ، والتوصيل إلى جهاز كمبيوتر Dell مع المخرج الوثائقي ويندوز (فيستا إصدار) لاقتناء الفيديو. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وسوف تدار البقول الجوية في هذا البروتوكول ، لذلك مصدرا لتدفق الهواء يجب أن تكون موجودة في الغرفة. استخدام أنابيب مطاطية ، وربط مصدر الهواء لمرشح الكربون لتنقية الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام المزيد من الأنابيب المطاطية وربط الجانب الآخر من فلتر الكربون إلى دورق مخروطي عبر سدادة مطاطية جوفاء ، وملء قارورة مع حوالي نصف بوصة من الماء. وهذا ترطيب الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ينبغي أن يكون لها أيضا القارورة أسلحة شخصية ، والتي سوف تتصل على شكل صمام Y عبر أنابيب مطاطية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب أن تكون متصلا فرع واحد من صمام - Y لمقياس الجريان. وينبغي أن الفرع الآخر تسليم الهواء الى الغرفة تحرك مربع. </li></ol> الجزء 3 : تحقيق الذباب تنقل الى الغرفة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويستند الغرفة تحرك مربع على التصميم من وولف وآخرون 2002 1 ، مع إضافة قطرة صغيرة من الصواني لمنع الذباب من التحليق داخل الغرفة. ينبغي أن تؤخذ في غرفة على حدة ، وينبغي أن تكون جميع مكونات تمحى تماما أسفل مع الايثانول 70 ٪ وتجفف قبل الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويمكن على الفور التخدير قبل إجراء أي فحص السلوكية تسوية محتملة الأداء. لتجنب هذا الأمر ، وطرقت برفق الذباب في الغرفة باستخدام القمع مع منفذ صغير. لجعل متنفسا من الحجم الصحيح ، إرفاق تلميح ماصة الزرقاء (لP1000) إلى نهاية القمع. استخدام مقص لقطع في نهاية جدا من طرف ماصة لجعل افتتاح كبيرة بما يكفي لتطير بالمرور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجزء العلوي من الغرفة لدينا هو قطعة صغيرة من زجاج شبكي تأمينها بواسطة براغي حول حواف. عندما تتم إزالة مسامير ، ويمكن استخدام فتحات لتوصيل الذباب في الغرفة. موقف الأعلى شبكي بحيث ثقب المسمار يجلس مباشرة على الحجرة الداخلية بدلا من المسمار حيث يجلس عادة. اخذت انبوب اختبار يحتوي على الذباب ووضعه رأسا على عقب على القمع ، الذي يجب أن ثم توضع في ثقب المسمار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا تحرك القمع ، وهذا يمكن أن يضر أو ​​ضرر الذباب. بدلا من ذلك ، فرقعة بلطف غرفة بأكملها ، قمع وكل شيء ، حتى عن الذباب داخل الغرفة. وينبغي أن يتم هذا يطرق على لوحة الماوس لاستيعاب الصدمة من هذا ضجيجا. عندما يطير في الداخل ، وإزالة القمع ، وإعادة مكانة أعلى شبكي على سرير المسمار. ثم إعادة المسمار أعلى زجاج شبكي في مكانها. </li></ol> الجزء 4 : تشغيل الفحص الحركي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم تحميلها بشكل صحيح الذباب ، والسماح لهم يتأقلم في غرفة لمدة 30 دقيقة. يجب أن تكون فترة تأقلم تجري في بيئة تسيطر عليها (25 درجة مئوية والرطوبة 70 ٪) ، وينبغي أن توضع في غرفة على أعلى مربع الضوء (التي تحولت ينبغي على). بدوره قبالة أضواء الغرفة الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد فترة التأقلم ، Y - تبديل صمام في نظام تدفق الهواء مثل الهواء الذي سوف تتدفق فقط على مقياس الجريان. بدوره على الهواء ، والمنحدر في الهواء تصل إلى سرعة المطلوب (4،0-6،0 لتر / دقيقة). نستخدم عادة 5،0-5،5 لتر / دقيقة ، ولكن بأي سرعة العمل في هذا النطاق سوف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حالما يتم بلوغ السرعة المطلوبة ، Y - تبديل صمام بحيث تدفق الهواء الى الغرفة الحركة. هذه المرة نبض الهواء لمدة 15 ثانية ، ثم تحول فجأة في الهواء خارج. كما تقوم بدورها في الهواء خارج ، والتبديل الكاميرا لتسجيل واسطة. (هذا الجزء يأخذ في ممارسة وفعل في كل مرة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد إيقاف التسجيل في الوقت المطلوب وحفظ. نسجل 30 تجربة ثانية في 10 لقطة في الثانية (على الأقل 8 محاكمات في النمط الوراثي). </li></ol> الجزء 5 : تحليل الفيديو <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نستخدمدينامية نظام تحليل الصور (DIAS) والبرمجيات 3.2 لتعقب الحركة 2. من أجل استخدام هذا البرنامج ، ونحن لدينا أولا تحويل أشرطة الفيديو إلى تنسيق ملف AVI مع كويك تايم 7.5.5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتعقب الذباب على أساس النقيض من ذلك ، علينا أن نستخدم &quot;Autotrace بواسطة عتبة&quot; وظيفة. ثم نستخدم &quot;جعل من تتبع مسار&quot; وظيفة لآثار هذه رقمنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإخراج بسرعة لحظية لكل يطير ، ونحن استخدام &quot;حساب معلمات&quot; وظيفة لإنتاج ملف قاعدة بيانات (DIAS محددة). باستخدام هذه الوظيفة ، ونحن أيضا السلس للبيانات باستخدام &quot;5،15،60،15،5&quot; نافذة تجانس توكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد أنتج هذه المعلومات كملف قاعدة بيانات ، يمكن فتحه في Microsoft Excel. نستخدم النصي مطلب ترجمة فورية بسرعة داخل التفوق وحساب المعلمات إضافية ضرورية لفهم ديناميات الحركة وبنية المباراة. </li></ol> ممثل النتائج : الشكل 1 يبين آثار من الكائنات البرية ممثل كانتون نوع S (الشكل 1 ، اللوحة اليسرى) والذباب فارغة لهذا الجين dCASK التي تم إنشاؤها بواسطة معبر الكبيرتين الحذف المتداخلة (مدافع (3R) x307 ومدافع (3R) x313) (الشكل 1 ، اللوحة اليمنى). الذباب فارغة dCASK سبق تبين أن لديهم مشاكل الحركي باستخدام النموذج Buridan في 3 ، ونموذج لدينا ، بالمقارنة مع كانتون S ، وتبين أنها انخفضت إلى حد كبير الحركة. نحن دائما تشغيل نوع الكائنات البرية أولا للتأكد من أن الظروف والسلوك هي ضمن المعدل الطبيعي في يوم معين. وقد لاحظنا من الردود الانحرافات المعيارية في أقل من 5 ٪ من أيام الاختبارات. عادة هذه الاختلافات يمكن أن يعزى إلى مشاكل مع معلمات بيئتنا للرقابة. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_1.png" alt="" width="600" height="298" /> الشكل 1. DIAS المولدة آثار كل من كانتون الذباب نوع S البرية (أعلاه ، الى اليسار) والحركي التي تعاني من نقص خالية dCASK الذباب الناتجة عن التداخل الحذف (أعلاه ، الحق). وتمثل آثار ما ينظر إليه في أشرطة الفيديو المسجلة. كلا contrain آثار صور 8-10 الذباب تشغيل لمدة 30 ثانية في شريط الفيديو بعد فحص تتبع نبض الهواء. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_2.png" alt="" width="600" height="438" /> الشكل 2. تم تشغيل رحلات البرية في نوع الفحص الحركي (أعلاه) بعد نبض الهواء (قضبان الأرجواني) ، ودون وجود نبض الهواء (الأزرق). في جميع المعلمات وتحسب على أساس برنامج للتحليل ، لم تكن هناك اختلافات كبيرة بين الحالتين (مصممون مع اثنين من الذيل الطالب اختبار t). هذا يدل على أنه في أعقاب نبض الهواء ، والذباب locomote عادة في الإعداد لدينا.

<ol>
	<li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Analysis+of+Ethanol-Induced+Locomotor+Stimulation+in+Drosophila.">High-Resolution Analysis of Ethanol-Induced Locomotor Stimulation in Drosophila.</a> J Neurosci. 22 (24), 11035-11044 (2002).</li><li>Soll, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+computers+in+understanding+how+animal+cells+crawl.">The use of computers in understanding how animal cells crawl.</a> International review of cytology. 163, 43-104 (1995).</li><li>Martin, J. R., Ollo, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+Drosophila+Ca2+/calmodulin-dependent+protein+kinase+(Caki)+is+localized+in+the+central+nervous+system+and+implicated+in+walking+speed.">A new Drosophila Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase (Caki) is localized in the central nervous system and implicated in walking speed.</a> The EMBO journal. 15 (8), 1865-1876 (1996).</li><li>Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+the+Circadian+Clock+by+Social+Experience+in+Drosophila+melanogaster.">Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster.</a> Science. 298, 2010-2012 (2002).</li></ol>

في الإعداد لدينا ، نبضة جوية قوية معتدل عابر توقف حركة الطيران. عندما تنتهي نبض الهواء ، يتم الإفراج عن الذباب من هذه الولاية الثابتة وlocomote عادة ، كما هو مبين في الشكل 2. لأن هذا يتزامن نبض الهواء تحرك فعال من السكان ، ونستخدمها لبدء المحاكمة حتى يتسنى لنا دراسة أيضا ظه...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Square Chamber</td>
<td>Tool</td>
<td>Machine Shop</td>
<td>N/A</td>
<td>Design from Wolf et al. 20021</td>
</tr>
<tr>
<td>Digital Camera</td>
<td>Camera</td>
<td>Sharp</td>
<td>ViewcamZ VL-23</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Flowmeter</td>
<td>Tool</td>
<td>Cole Parmer</td>
<td>SY-32003-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Light Box</td>
<td>Tool</td>
<td>DNASTAR, Inc.</td>
<td>Seq-Easy</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Charcoal Filter</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>09-744-37</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DIAS 3.2</td>
<td>Software</td>
<td>Soll technologies</td>
<td>N/A</td>
<td>www.solltechnologies.com</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

high-resolution video tracking of locomotion in adult drosophila melanogaster

الذباب تقدم نموذجا مهما لدراسة سلوك معقد بسبب وفرة من الأدوات الجينية المتاحة للباحثين في هذا المجال. دراسة السلوك الحركي في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; يعتمد على القدرة على أن تكون قادرة على تحديد التغيرات في الحركة أثناء أو استجابة لمهمة معينة. لهذا السبب ، وتعقب الفيديو عالية الدقة النظام ، مثل واحد وصفنا في هذه الورقة ، هو أداة قيمة لقياس تحرك في الوقت الحقيقي. لدينا بروتوكول ينطوي على استخدام نبضة الهواء الأولية لكسر زخم الذباب ، تليها فترة التصوير الثانية والثلاثين في غرفة مربعة. ثم يتم استخدام برنامج تتبع لحساب سرعة لحظية لكل ذبابة داخل غرفة بزيادات 10 مللي ثانية. برامج التحليل ثم يجمع هذه البيانات ، والنواتج مجموعة متنوعة من المعلمات مثل معدل السرعة ، والسرعة القصوى ، والوقت الذي يقضيه في الحركة ، والتسارع ، وغير ذلك وهذا البروتوكول سيناقش التغذية السليمة والإدارة من الذباب لمهام السلوكية ، والتعامل مع الذباب دون تخدير أو الشلل ، وإقامة بيئة تسيطر عليها ، وتشغيل مقايسة من البداية الى النهاية.

Watch this Scientific Journal Video about High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster at JoVE.com

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

دراسة السلوك الحركي المعقد في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; يتوقف على القدرة على قياس التغيرات في حركة الطيران المعطى. هذه المقالة يوضح كيفية القيام بذلك باستخدام نظام تتبع عالية الدقة.

عالية الدقة تعقب الفيديو للتنقل في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

high-resolution-video-tracking-locomotion-adult-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

13.4K Views.  Brandeis. دراسة السلوك الحركي المعقد في ذبابة الفاكهة السوداء البطن يتوقف على القدرة على قياس التغيرات في حركة الطيران المعطى. هذه المقالة يوضح كيفية القيام بذلك باستخدام نظام تتبع عالية الدقة.

Video: High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

تشريح الجهاز العصبي المركزي اليرقات في Melanogaster ذبابة الفاكهة

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

عالية الدقة قياس سلوك رائحة يحركها يرقات ذبابة الفاكهة في

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

تتبع الرائحة بصريا وساطة خلال الطيران في ذبابة الفاكهة

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

تشريح Oenocytes من الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

عزلة ذبابة الفاكهة السوداء البطن الخصيات

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

حقن الانسولين واستخراج الدملمف لقياس حساسية الانسولين في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

قياس عمر في<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

صيانة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; عدد السكان قفص

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight muscles (IFMs) of flies, specifically the dorso-longitudinal muscles (DLM), as the experimental subject to measure the atrophic phenotype brought about by different genetic causes. In this protocol, we describe how to embed fly thorax muscles for semi thin sectioning, how to obtain a good contrast between muscle and the surrounding tissue, and how to process optical microscope images for semiautomatic acquisition of quantifiable data and analysis. We describe three specific applications of the methodological pipeline. First, we show how the method can be applied to quantify muscle degeneration in a myotonic dystrophy fly model; second, measurement of muscle cross-sectional area can help to identify genes that either promote or prevent muscle atrophy and/or muscle degeneration; third, this protocol can be applied to determine whether a candidate compound is able to significantly modify a given atrophic phenotype induced by a disease-causing mutation or by an environmental trigger.

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

We report a method to quantify muscle area, which is an indirect method to determine muscle mass in Drosophila adults. We demonstrate the application of our methodology by analyzing the indirect flight muscles in a Drosophila model of Myotonic Dystrophy disease.

تحديد منطقة عضلة مستعرضة الضوئية عضلات الطيران غير المباشر الكبار Melanogaster المورفولوجية

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

شفوي من العدوى البكتيرية وإلقاء في melanogaster المورفولوجية

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...