We thank Dr. M. Rosenberg for her advice and help with anatomical sectioning. We also thank D. Eisler for his technical assistance. This research was supported by grants from FP7-PEOPLE-IRG-2008, Binational Agriculture research and Development (BARD; IS-4246-09), and Israel Science Foundation (ISF; 592/13).

1. نمو النبات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السطح تعقيم البذور. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم البذور (تصل إلى 30 ملغ) عن طريق أسلوب الرطب أو الجاف. وكمثال على ذلك، لطريقة التعقيم الجاف، إضافة 1 مل الجليدية حمض الهيدروكلوريك 37٪ في 50 مل التبييض، في كوب زجاجي في مجفف مغلق لمدة 4 على الأقل ساعة وحتى ليلة وضحاها. تنفيذ هذه الخطوة في غطاء الكيميائية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نشر بذور عقيمة على لوحات مع 0.8٪ أجار مصنع في 0.5X Murashige وسكوغ (MS) متوسطة. التفاف لوحات مع بارافيلم أو الشريط يسهل اختراقها ويغطى بورق الألومنيوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخزين لوحات في 4 درجة مئوية لمدة 1-4 أيام لتعزيز إنبات موحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل لوحات لغرفة نمو مناسبة لزراعة شتلات نبات الأرابيدوبسيس. وضع لوحات عموديا للحفاظ على نمو الجذور على رأس المتوسطة أجار ومنع الاختراق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الشتلات نقل إلى تثبيتي 7 أيام بعد الإنبات (داج). </li></ol> 2. التثبيت <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجهيز 50 مل محلول ريتشاردسونن من خلال الجمع بين كميات متساوية من 1٪ البوراكس (وكيل عازلة)، 1٪ الميثيلين الأزرق و 1٪ أزور (الأصباغ النسيجية) في الماء المقطر المزدوج. تصفية عن طريق الحقنة مدفوعة 0.22 ميكرون وحدة PVDF تصفية قبل الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجهيز 50 مل من تثبيتي: 1.25٪ غلوتارالدهيد في 0.05 M الصوديوم كاكوديلات (وكيل التخزين المؤقت). ملاحظة: هذه المواد السامة ويجب التعامل في غطاء الكيميائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 100 ميكرولتر من حل ريتشاردسون (انظر 2.1) إلى حل التثبيت (انظر 2.2) للحصول على حل التثبيت النهائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علامة كل بئر من لوحة 6 جيدا مع اسم عينة المقابلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع 2-3 مل من محلول التثبيت النهائي (انظر 2.3) في الآبار، بحيث الشتلات، مرة واحدة نقل، سيتم تغطيتها بالكامل في السائل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل بعناية، وذلك باستخدام ملقط، تصل إلى 10 شتلة إلى كل بئر. ختم لوحات به Parafilm. تخزينها في 4 درجة مئوية، في الظلام، ليلة واحدة على الأقل، وتصل إلى أسبوع واحد. </li></ol> 3. الجفاف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"> &lt;لى&gt; يذوى الشتلات. نقلها بين الآبار من 6 لوحات جيدا جديدة، تحتوي على تركيزات متزايدة من الايثانول، على النحو الوارد هنا: 10٪ من الإيثانول لمدة 15 دقيقة. 30٪ من الإيثانول لمدة 15 دقيقة. 50٪ من الإيثانول لمدة 15 دقيقة. 70٪ من الإيثانول لمدة 15 دقيقة. 85٪ من الإيثانول لمدة 15 دقيقة. 95٪ من الإيثانول لمدة 15 دقيقة. 95٪ من الإيثانول في 4 درجات مئوية، بين عشية وضحاها، في الحد الأدنى. التعامل مع الشتلات عن طريق الامساك بها بعناية من قبل النبتات، ويفضل مع ملقط البلاستيكية. </li></ol> 4. تسلل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد المتوسطة تسلل. خلط محتويات 1 كيس من historesin عدة المنشط مع 50 مل عدة الراتنج السائل بسيطة في زجاجة صغيرة. اثارة مع المغناطيس لمدة 20 دقيقة. يجوز إبقاء المتوسطة التسلل عند 4 درجة مئوية لمدة بضعة أسابيع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علامة كل بئر من لوحة 6 جيدا جديدة مع اسم عينة المقابلة وملء مع 2-3 مل من المتوسط ​​تسلل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الشتلات من الحل الايثانول 95٪ إلى متوسطة تسلل باستخدام ملقط. تأكد من الشتلات هي فوغطت LLY من المتوسط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخزين عند 4 درجات مئوية لمدة 4 أيام على الأقل، لضمان أقصى قدر من الاختراق في الأنسجة النباتية. </li></ol> 5. إعداد بلوك <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الملصقات الصغيرة، وتميز قلم رصاص مع اسم العينة، داخل كل بئر من تضمين القوالب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد تضمين المتوسطة وذلك بإضافة 1 مل تصليب إلى 15 مل المتوسطة تسلل (انظر 4.1). لا تحاول إعداد حجم أصغر من 15 مل، لتجنب المشاكل البلمرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء نصف كل بئر في القالب مع 200 ميكرولتر تضمين المتوسطة، وتغطي مع قطعة فيلم علوي قطع لشكل القالب، ولكن لحجم 1 مم أكبر على كل جانب. يحضن في درجة حرارة الغرفة لمدة 2 ساعة على الأقل، للسماح للبلمرة. لا تتجاوز 5 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد دفعة إضافية من تضمين المتوسطة (انظر 5.2) والحفاظ على الجليد، لتجنب البلمرة بينما يجري ترتيب نصائح الجذرية في القالب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع كل طرف الجذر تحت نطاق تشريح باستخدام مشرط ووضع بعناية فائقة ط<html> ر: عموديا لمقاطع عرضية أو أفقيا لمقطع طولي، في حوالي 2-3 ملم من العفن المحيط. ملء القالب تماما مع عرقلة الحل والغطاء مع فيلم سماء المنطقة. لاحظ أن عرقلة الحل سوف يتقلص قليلا مرة واحدة تتم بلمرة ذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على درجة حرارة الغرفة لمدة 2 ساعة، في الحد الأدنى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتجفيف كتل، ووضع في صندوق مع هلام السيليكا الجافة وترك في درجة حرارة الغرفة بين عشية وضحاها، في الحد الأدنى. </li></ol> 6. باجتزاء <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد السكاكين الزجاجية من قضبان الزجاج مع صانع سكين. استخدام السكاكين الزجاجية لباجتزاء الأنسجة. قطع قضيب الزجاج في الساحة ومن ثم قطع مربع قطريا لإنتاج سكينين، وذلك باستخدام أداة الماس التهديف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كتل القسم إلى 2-3 ميكرون شرائح العرض، وذلك باستخدام آلة باجتزاء. شرائح مكان على شريحة زجاجية، وعلى رأس من قطرات الماء المقطر ووضع الشريحة على كتلة الحرارة المقرر أن حرارة منخفضة (50-60 درجة مئوية)، حتى يتبخر الماء. </li></ol>الحمار = &quot;jove_title&quot;&gt; 7. الشريحة التحضير للالمستقطبة مجهر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع الحل ريتشاردسون (انظر 2.1) إلى 0.2٪ من الحل الأصلي واستخدام 1 مل منه لتغطية شرائح. وضع على كتلة الحرارة لمدة 5 ثوان ثم يغسل بالماء المقطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجف الشريحة على طبق ساخن. مراقبة تحت نطاق تشريح وعلامة الجزء الخلفي من الشريحة مع علامة، للإشارة إلى موقف شرائح من الفائدة، لتسهيل التعرف في وقت لاحق من تحت المجهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 100 ميكرولتر من تصاعد المتوسطة والغطاء مع زلة غطاء. </li></ol> 8. الحصول على الصور <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الشريحة مغطاة تحتوي على أقسام الجذر تحت مجهر الضوء مجهزة بنظام Polscope مناسبة للحصول على معلومات ريتاردانس ومرشح المستقطب / تدخل البصرية (الشكل 1 م). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد التكبير التي تسمح التصور الواضح للالعينة بأكملها (على سبيل المثال، 40X في هذه الدراسة) وتركيز مجهره على حقل فارغ الذي يحتوي القسم كتلة ولكن لا قسم الجذر. محاولة للعثور على منطقة نظيفة مع عدم وجود العيوب. استخدام هذه المنطقة لضبط الخلفية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين نظام التصوير والمعلمات البرنامج: تعيين مجموعة إلى 17 نانومتر. تطبيق &quot;التعرض للسيارات&quot; والحصول على صورة الخلفية من حقل فارغ (انظر 8.2). وتستخدم صورة خلفية واحدة في التجربة. </li></ol> 9. تحليل Polscope من السليلوز لييف مكروي التوجيه <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل المقاطع الطولية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع شريحة تحتوي على المقاطع الطولية تحت المجهر والحصول على صورة ريتاردانس منه. تركيز المجهر على جزء الجذر من الفائدة. توفير اسم ملف جديد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التقاط صورة abrio (صورة مع المعلومات التخلف) من خلال نافذة &quot;لايف Abrio&quot;. تأكد من التقاط المقطع الذي يتضمن جدار الخلية، والتي يمكن تحديدها من قبل السليلوز الملون على طول المحيط الخارجي للخلية، كما هو مبين في الشكل 2C.</li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل الصور. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انقر نقرا مزدوجا على الصورة ذات الصلة في كومة الصورة. حدد &quot;لون التوجيه الزائفة&quot; في علامة التبويب &quot;إعدادات العرض&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتقدير زاوية السليلوز لييف مكروي، تتناسب مع الظل المماثل من جدار الخلية لأنه في عجلة الألوان. ملاحظة: عجلة الألوان في الشكل 2C تعكس محور بطيئة من ضوء الكذب على طول ييف مكروي مما يدل على الاتجاه على طول محور طويل من microfibrils. زاوية microfibrils السليلوز هي الزاوية التي أشار إليها اللون والمحور الطويل للخلية. على سبيل المثال، الخلية التطويل في أقحم توضح اللون سماوي، يميل بنحو 90 درجة على محور طويل من الخلايا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحديد متوسط ​​زاوية ييف مكروي في جدار الخلية، واستخدام أداة &quot;ريتاردانس والسمت ختم&quot; من شريط أدوات البرنامج. في حين اختيار الأداة، نقطة وانقر على المنطقة من اهتمام في الصورة التي تم الحصول عليها. ملاحظة: هذا فيلنتيجة لتر في عرض الزوايا (السمت) في درجة (الشكل 2C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الوصول المفتوح الاستقطاب صورة ضوء برامج التحليل البديل والغداء &quot;بول محلل&quot; المساعد من القائمة المساعد. في إطار جديد فتح، حدد &quot;الانكسار&quot; علامة التبويب وفتح ثم حفظ الملف الخلفية وملف الصورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في إطار الصورة، حدد &quot;المواصفات&quot;. وضبط &quot;العائد على الاستثمار حجم بكسل&quot; (استخدام 5 بكسل لهذه الدراسة). في &quot;المواصفات&quot;. نافذة، حدد &quot;القيم تظهر في الجدول النتيجة&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام أداة المضلع للاحتفال المنطقة من اهتمام في إطار الصورة. حدد &quot;خطوط التوجيه&quot; للحصول على التوجه للييف مكروي السليلوز. ملاحظة: سوف ينتج عن هذا العرض من الزوايا (السمت) في درجة. ملاحظة: متوسط ​​زاوية تحسب واحدة من طريقتين يجب ثم تطبيع لتحديد المواقع من قسم الجذر على طول الشريحة. لتصحيح الانحراف عنالمواقع الأفقي للقسم الجذر كله على طول الشريحة، قياس متوسط ​​زاوية ييف مكروي من جدار الخلية المرافقة الخلية على طول محوره الطويل (أي، عمودي على الباب وعلى طول محور نمو الجذور، الشكل 2C). هذه الزاوية هي 180 ° عندما يتم وضع القسم الجذر بدقة على طول الشريحة. لحساب زاوية لييف مكروي، طرح متوسط ​​قياس زاوية ييف مكروي من جدار الخلية المرافقة من 180 درجة. إضافة الفرق أدى إلى متوسط ​​قياس زاوية ييف مكروي من جدار الخلية التي تقع الشقة على الشريحة. </li></ol></li></ol> 10. تحليل Polscope من بلوري السليلوز تراكم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مستعرض (عبر) أقسام. لاحظ أن تراكم بلوري السليلوز لا يمكن إلا أن تقارن بين الخلايا عندما يتم محاذاة microfibrils السليلوز بها في زاوية مماثلة (كما هو محدد في 9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انقر نقرا مزدوجا على الصورة ذات الصلة في كومة الصورة. حدد &quot;Pseudo اللون &quot;في&quot; &quot;علامة التبويب إعدادات العرض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لقياس ريتاردانس. التكبير في على الصورة. حدد &quot;منطقة&quot; وعلامة جميع المناطق المثيرة للاهتمام. الانتقال إلى &quot;القياسات&quot; علامة التبويب و&quot;نسخ إلى الحافظة&quot; كل القيم. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل البيانات إلى Excel واستخراج المعلومات المطلوبة (يعني منطقة ريتاردانس). تطبيع البيانات. ملاحظة: لمراعاة الفروق في سماكة بين شرائح، والتعبير عن القيم النسبية إلى حافة جدار الخلية المحددة في الشريحة. لتطبيع، تقسيم متوسط ​​ريتاردانس المقابلة لجدار الخلية من الفائدة على المتوسط ​​ريتاردانس من جدار الخلية مختلفة في نفس الصورة. على سبيل المثال، تم تطبيع جدار الخلية البشرة الخارجي إلى الداخلي جدار الخلية القشرية في دراستنا. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكرار القياسات لا يقل عن 3 أقسام في الجذر، مع ما لا يقل عن 3 جذور في العينة. </li></ol>

<ol>
	<li>Cosgrove, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+of+the+plant+cell+wall.">Growth of the plant cell wall.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 6, 850-861 (2005).</li><li>Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+control+and+cell+wall+signaling+in+plants.">Growth control and cell wall signaling in plants.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).</li><li>Mazeau, K., Heux, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+Dynamics+Simulations+of+Bulk+Native+Crystalline+and+Amorphous+Structures+of+Cellulose.">Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose.</a> J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).</li><li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+cellulose+fiber+structure+by+SEM,+XRD,+NMR+and+acid+hydrolysis.">Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis.</a> Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).</li><li>Fujita, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+microtubules+optimize+cell-wall+crystallinity+to+drive+unidirectional+growth+in+Arabidopsis.">Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis.</a> Plant J. 66, 915-928 (2011).</li><li>Peng, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fractional+separation+and+structural+features+of+hemicelluloses+from+sweet+sorghum+leaves.">Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves.</a> Bioresources. 7, (2012).</li><li>Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+leucine-rich+repeat+receptor+kinases+mediate+signaling,+linking+cell+wall+biosynthesis+and+ACC+synthase+in+Arabidopsis.">Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).</li><li>Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-Time+Imaging+of+Cellulose+Reorientation+during+Cell+Wall+Expansion+in+Arabidopsis+Roots.">Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots.</a> Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).</li><li>Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disorganization+of+cortical+microtubules+stimulates+tangential+expansion+and+reduces+the+uniformity+of+cellulose+microfibril+alignment+among+cells+in+the+root+of+Arabidopsis.">Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis.</a> Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).</li><li>Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Birefringence+of+native+cellulosic+fibers.+I.+Untreated+cotton+and+ramie.">Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie.</a> J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).</li><li>Abraham, Y., Elbaum, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+microfibril+angle+in+secondary+cell+walls+at+subcellular+resolution+by+means+of+polarized+light+microscopy.">Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy.</a> New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).</li><li>Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+Arabidopsis+root+development.">Control of Arabidopsis root development.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 563-590 (2012).</li><li>Vanstraelen, M., Benkova, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+Interactions+in+the+Regulation+of+Plant+Development.">Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).</li><li>Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+control:+brassinosteroid+activity+gets+context.">Growth control: brassinosteroid activity gets context.</a> J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).</li><li>Fridman, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Root+growth+is+modulated+by+differential+hormonal+sensitivity+in+neighboring+cells.">Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells.</a> Genes Dev. 28, 912-920 (2014).</li><li>Vragovic, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translatome+analyses+capture+of+opposing+tissue-specific+brassinosteroid+signals+orchestrating+root+meristem+differentiation.">Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).</li><li>Hacham, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brassinosteroid+perception+in+the+epidermis+controls+root+meristem+size.">Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size.</a> Development. 138, 839-848 (2011).</li><li>Gu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cellulose+synthase-associated+protein+required+for+cellulose+biosynthesis.">Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).</li><li>Fendrych, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmed+cell+death+controlled+by+ANAC033/SOMBRERO+determines+root+cap+organ+size+in+Arabidopsis.">Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis.</a> Curr Biol. 24, 931-940 (2014).</li></ol>

The authors have no conflicts of interest.

هنا، فإننا نقدم وسيلة لتحديد تراكم السليلوز البلورية في الأنسجة المختلفة تتكون جذور نبات الأرابيدوبسيس، مع الحفاظ على المعلومات التشريحية. على هذا النحو، فإنه يوفر خطوة إضافية نحو فهم عمليات النمو في النباتات في قرار الخلوية. هذه الطريقة يمكن تطبيقها أيضا لدر?...

جدار الخلية النباتية هو بنية ديناميكية. ويحيط نمو الخلايا بجدار الخلية الأولية، وتنظيم التي تمكن خلايا لتوسيع. الخلايا التي تتوقف عن النمو إيداع جدار الثانوي أكثر جمودا أن يعزز الدعم الميكانيكي للمصنع. وتتكون كل من جدران الخلايا من السليلوز microfibrils جزءا لا يتجزأ من مصفوفة من السكريات هياكل مختلفة (على سبيل المثال، هيميسيلولوز والبكتين) التي تختلف باختلاف المرحلة التنموية المختلفة والأنسجة 1،2. ويتم تصنيع السليلوز كما سلاسل من (1،4) -β-D-جلوكان التي تتماشى بإحكام لتشكيل لييف مكروي من البنية البلورية. يشير السليلوز غير متبلور إلى المناطق التي هي أقل أمر سلاسل جلوكان. النسبة بين البلورية وغير متبلور المجالات هي معلمة واحدة يعتقد أنها تؤثر على الخواص الميكانيكية للجدار الخلية، من خلال توفير القوة الميكانيكية ومميزة اللزجة، على التوالي 3. وكانت العديد من الطرقوضعت لكشف وتحديد هذين الشكلين من ترتيب السليلوز، من بينها حيود الأشعة السينية والاستقطاب عبر / زاوية السحرية الغزل NMR الحالة الصلبة (4). حيود الأشعة السينية يمكن استخدامها لتحديد نسبة البلورية مقابل المجالات السليلوز غير متبلور في العينة 5. يستخدم أسلوب بديل تجزئة محتوى جدار الخلية إلى مواد غير قابلة للذوبان حمض وحمض القابلة للذوبان، للتمييز بين البلورية والسليلوز غير متبلور أو البوليمرات الأخرى، على التوالي. في هذا النهج، ويستخدم إدماج الجلوكوز المسمى ([14 C] الجلوكوز) لقياس 6،7 السليلوز. تتطلب هذه الأساليب كميات كبيرة من المواد النباتية لتحليل الجهاز كله، في أحسن الأحوال، وبالتالي، هي حساسة بشكل كاف لاختلاف الأنسجة محددة في هيكل جدار الخلية. تصور microfibrils السليلوز في قرار الخلوية يمكن أن يتحقق في دراسات التصوير الحية جنبا إلى جنب مع الأصباغ الفلورية 8،9، التي يمكن أن تحدد التغييرات فيتوجه microfibrils السليلوز. ومع ذلك، لا يتم استخدام هذه الأصباغ لتقدير، فهي ليست محددة لالبلورية السليلوز وقد تتداخل مع الهيكل الطبيعي للجدار الخلية 8. Polscope هو تقنية تصوير تعتمد على قدرة السليلوز البلورية لتقسيم أشعة الضوء وتؤخر جزء من ضوء 10. التخلف الضوئية هي أقوى لmicrofibrils التي تقع عموديا على اتجاه انتشار الضوء. لmicrofibrils مع توجه مماثل، وارتفاع درجة تبلور، أكبر ريتاردانس الخفيف 11. وبالتالي، يتم استخدام polscope لدراسة كل المستويات النسبية وتوجيه microfibrils السليلوز. جذور المعرض النمو الخطي، خلال الخلايا التي تنتج في الخلايا الجذعية المتخصصة، في غيض من الجذر، والخضوع لسلسلة من الانقسامات الخلوية، قبل أن التوسع بسرعة 12. الخلايا التي تشكل جذور توسع في اتجاه واحد (متباين الخواص)الطريقة، وفقا لما تمليه جزيء يشير الهرمونات الصغيرة التي تؤثر على خصائص جدار الخلية 13. ردود الأفعال المختلفة للهرمونات، في الزمان والمكان، وتوفير وسيلة لضمان نمو متوازن الجهاز 14. وبالتالي، تحليل دقة عالية من هيكل جدار الخلية يمكن أن توفر معلومات هامة وضرورية لفهم أفضل للعلاقة بين الاستجابات نوع معين الخلية لنمو الجهاز كله. هنا، نحن تقرير تنفيذ polscope لدراسة تراكم الأنسجة محددة من السليلوز البلورية في جذور نبات الأرابيدوبسيس، كما لوحظ في أقسام التشريحية جودة عالية. هذه الطريقة كشفت مؤخرا نوع معين الخلية تراكم السليلوز البلورية ردا على اضطراب المكاني للنشاط الهرموني 15.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Murashige &#38; Skoog (MS)</td>
			<td>Duchefa</td>
			<td>M0221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borax</td>
			<td>LOBA CHEMIE&#160;</td>
			<td>6038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methylene blue</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M-9140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Azure</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>861065</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Driven 0.22mm PVDF Filter&#160;</td>
			<td>MILLEX-GV</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde</td>
			<td>EMS</td>
			<td>16220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Cacodylate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C-0250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica kit historesin&#160;</td>
			<td>Leica</td>
			<td>7022 18 500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>embedding molds</td>
			<td>Agar Scientific</td>
			<td>AGG3530</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>film 100&#181; P.P.C.&#160;</td>
			<td>www.Jolybar.com</td>
			<td></td>
			<td>overhead film</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Knivemaker</td>
			<td>LKB</td>
			<td>7800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultratome III</td>
			<td>LKB</td>
			<td>8800</td>
			<td>Ultratome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shandon immumount&#160;</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>9990402</td>
			<td>mounting medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>light microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Eclipse 80i</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrio imaging system</td>
			<td>CRI</td>
			<td>Abrio imaging system</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrio V2.2 software</td>
			<td>CRI</td>
			<td>Abrio V2.2 software</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Open access polarized light image analysis software &#160;</td>
			<td>OPS</td>
			<td>OpenPolScope</td>
			<td><a href="http://www.openpolscope.org/">http://www.openpolscope.org/</a></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high resolution quantification of crystalline cellulose accumulation in arabidopsis roots to monitor tissue-specific cell wall modifications

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix containing polysaccharides that include cellulose microfibrils that form both crystalline structures and cellulose chains of amorphous organization. The orientation of the cellulose fibers and their concentrations dictate the mechanical properties of the cell. Several methods are used to determine the levels of crystalline cellulose, each bringing both advantages and limitations. Some can distinguish the proportion of crystalline regions within the total cellulose. However, they are limited to whole-organ analyses that are deficient in spatiotemporal information. Others relying on live imaging, are limited by the use of imprecise dyes. Here, we report a sensitive polarized light-based system for specific quantification of relative light retardance, representing crystalline cellulose accumulation in cross sections of Arabidopsis thaliana roots. In this method, the cellular resolution and anatomical data are maintained, enabling direct comparisons between the different tissues composing the growing root. This approach opens a new analytical dimension, shedding light on the link between cell wall composition, cellular behavior and whole-organ growth.

ندرس تأثير ردود نوع معين الخلية إلى brassinosteroids (BRS)، وذلك باستخدام جذر نبات الأرابيدوبسيس كجهاز نموذج 15-17. عندما يتم استهداف مستقبلات BRI1 BR، في خلفية متحولة bri1، إلى مجموعة فرعية من خلايا البشرة تسمى الخلايا غير الشعر (الشكل 2A، B)،</strong...

Watch this Scientific Journal Video about High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications at JoVE.com

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

قرار الكمي عال من بلوري السليلوز تراكم في<em&gt; نبات الأرابيدوبسيس</em&gt; جذور لرصد الأنسجة محددة جدار الخلية تعديلات

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix ...

high-resolution-quantification-crystalline-cellulose-accumulation

Research

JoVE Journal

Biology

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

8.1K Views.  Technion-Israel Institute of Technology. Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

Video: High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Neuronal Cell Cultures from Aplysia for High-Resolution Imaging of Growth Cones

Neuronal growth cones are the highly motile structures at the tip of axons that can detect guidance cues in the environment and transduce this information into directional movement towards the appropriate target cell. To fully understand how guidance information is transmitted from the cell surface to the underlying dynamic cytoskeletal networks, one needs a model system suitable for live cell imaging of protein dynamics at high temporal and spatial resolution. Typical vertebrate growth cones are too small to quantitatively analyze F-actin and microtubule dynamics. Neurons from the sea hare Aplysia californica are 5-10 times larger than vertebrate neurons, can easily be kept at room temperature and are very robust cells for micromanipulation and biophysical measurements. Their growth cones have very defined cytoplasmic regions and a well-described cytoskeletal system. The neuronal cell bodies can be microinjected with a variety of probes for studying growth cone motility and guidance. In the present protocol we demonstrate a procedure for dissection of the abdominal ganglion, culture of bag cell neurons and setting up an imaging chamber for live cell imaging of growth cones.

Aplysia californica neurons develop large growth cones in culture that are excellent for high-resolution imaging of growth cone motility and guidance. Here, we present a protocol for dissection and plating of Aplysia bag cell neurons as well as for setting up a chamber for live cell imaging.

الخلية العصبية من الثقافات Aplysia عن التصوير عالية الدقة من المخاريط النمو

Neuronal growth cones are the highly motile structures at the tip of axons that can detect guidance cues in the environment and transduce this information ...

Quantification of dsDNA using the Hitachi F-7000 Fluorescence Spectrophotometer and PicoGreen Dye

Quantification of DNA, especially in small concentrations, is an important task with a wide range of biological applications including standard molecular biology assays such as synthesis and purification of DNA, diagnostic applications such as quantification of DNA amplification products, and detection of DNA molecules in drug preparations. During this video we will demonstrate the capability of the Hitachi F-7000 Fluorescence Spectrophotometer equipped with a Micro Plate Reader accessory to perform dsDNA quantification using Molecular Probes Quant-it PicoGreen dye reagent kit.
The F-7000 Fluorescence Spectrophotometer offers high sensitivity and high speed measurements. It is a highly flexible system capable of measuring fluorescence, luminescence, and phosphorescence. Several measuring modes are available, including wavelength scan, time scan, photometry and 3-D scan measurement. The spectrophotometer has sensitivity in the range of 50 picomoles of fluorescein when using a 300 &#956;L sample volume in the microplate, and is capable of measuring scan speeds of 60,000 nm/minute. It also has a wide dynamic range of up to 5 orders of magnitude which allows for the use of calibration curves over a wide range of concentrations. The optical system uses all reflective optics for maximum energy and sensitivity. The standard wavelength range is 200 to 750 nm, and can be extended to 900 nm when using one of the optional near infrared photomultipliers. The system allows optional temperature control for the plate reader from 5 to 60 degrees Celsius using an optional external temperature controlled liquid circulator. The microplate reader allows for the use of 96 well microplates, and the measuring speed for 96 wells is less than 60 seconds when using the kinetics mode.
Software controls for the F-7000 and Microplate Reader are also highly flexible. Samples may be set in either column or row formats, and any combination of wells may be chosen for sample measurements. This allows for optimal utilization of the microplate. Additionally, the software allows importing micro plate sample configurations created in Excel and saved in comma separated values, or "csv" format. Microplate measuring configurations can be saved and recalled by the software for convenience and increased productivity. Data results can be output to a standard report, to Excel, or to an optional Report Generator Program.

Demonstration of quantification of dsDNA using Molecular Probes PicoGreen dye and Hitachi F-7000 Fluorescence Spectrophotometer equipped with a microplate reader accessory.

الكمي للdsDNA باستخدام F - 7000 هيتاشي الإسفار الطيف وصبغ PicoGreen

Quantification of DNA, especially in small concentrations, is an important task with a wide range of biological applications including standard molecular ...

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers using Microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the raw materials for human societies (e.g. wood, paper, textile and biofuel industries)1,2. However, understanding the biosynthesis and function of these components remains challenging.
Cell wall glycans are chemically and conformationally diverse due to the complexity of their building blocks, the glycosyl residues. These form linkages at multiple positions and differ in ring structure, isomeric or anomeric configuration, and in addition, are substituted with an array of non-sugar residues. Glycan composition varies in different cell and/or tissue types or even sub-domains of a single cell wall3. Furthermore, their composition is also modified during development1, or in response to environmental cues4.
In excess of 2,000 genes have Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans been predicted to be involved in cell wall glycan biosynthesis and modification in Arabidopsis5. However, relatively few of the biosynthetic genes have been functionally characterized 4,5. Reverse genetics approaches are difficult because the genes are often differentially expressed, often at low levels, between cell types6. Also, mutant studies are often hindered by gene redundancy or compensatory mechanisms to ensure appropriate cell wall function is maintained7. Thus novel approaches are needed to rapidly characterise the diverse range of glycan structures and to facilitate functional genomics approaches to understanding cell wall biosynthesis and modification.
Monoclonal antibodies (mAbs)8,9 have emerged as an important tool for determining glycan structure and distribution in plants. These recognise distinct epitopes present within major classes of plant cell wall glycans, including pectins, xyloglucans, xylans, mannans, glucans and arabinogalactans. Recently their use has been extended to large-scale screening experiments to determine the relative abundance of glycans in a broad range of plant and tissue types simultaneously9,10,11.
Here we present a microarray-based glycan screening method called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) (Figures 1 &amp; 2)10,11 that enables multiple samples (100 sec) to be screened using a miniaturised microarray platform with reduced reagent and sample volumes. The spot signals on the microarray can be formally quantified to give semi-quantitative data about glycan epitope occurrence. This approach is well suited to tracking glycan changes in complex biological systems12 and providing a global overview of cell wall composition particularly when prior knowledge of this is unavailable.

A technique called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) for the characterisation of plant cell wall glycans is described. This method combines the specificity of monoclonal antibodies directed to defined glycan-epitopes with a miniature microarray analytical platform allowing screening of glycan occurrence in a broad range of biological contexts.

غليكان التنميط من البوليمرات جدار الخلية النباتية باستخدام [ميكروأرس]

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the ...

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

على المدى الطويل، عالية الدقة الفاصل الزمني متحد البؤر التصوير من<em&gt; الطفلق ل arabidopsis</em&gt; البشرة خلال إنبات

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Using Flatbed Scanners to Collect High-resolution Time-lapsed Images of the Arabidopsis Root Gravitropic Response

Research efforts in biology increasingly require use of methodologies that enable high-volume collection of high-resolution data. A challenge laboratories can face is the development and attainment of these methods. Observation of phenotypes in a process of interest is a typical objective of research labs studying gene function and this is often achieved through image capture. A particular process that is amenable to observation using imaging approaches is the corrective growth of a seedling root that has been displaced from alignment with the gravity vector. Imaging platforms used to measure the root gravitropic response can be expensive, relatively low in throughput, and/or labor intensive. These issues have been addressed by developing a high-throughput image capture method using inexpensive, yet high-resolution, flatbed scanners. Using this method, images can be captured every few minutes at 4,800 dpi. The current setup enables collection of 216 individual responses per day. The image data collected is of ample quality for image analysis applications.

This protocol describes a process for rapid collection of images of Arabidopsis seedlings responding to a gravity stimulus using commercially-available flatbed scanners. The method allows for inexpensive, high-volume capture of high-resolution images amenable for downstream analysis algorithms.

باستخدام ماسحات ضوئية مسطحة لجمع عالية الدقة، ساقطا التوقيت صور من Gravitropic استجابة نبات الأرابيدوبسيس الجذر

Research efforts in biology increasingly require use of methodologies that enable high-volume collection of high-resolution data. A challenge laboratories ...

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

تلطيخ النسيجية من<em&gt; نبات الأرابيدوبسيس thaliana</em&gt; الخليوي الثانوية ستريت عناصر

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

A High Resolution Method to Monitor Phosphorylation-dependent Activation of IRF3

The IRF3 transcription factor is critical for the first line of defense against pathogens mainly through interferon &#946; and antiviral gene expression. A detailed analysis of IRF3 activation is essential to understand how pathogens induce or evade the innate antiviral response. Distinct activated forms of IRF3 can be distinguished based on their phosphorylation and monomer vs dimer status. In vivo discrimination between the different activated species of IRF3 can be achieved through the separation of IRF3 phosphorylated forms based on their mobility shifts on SDS-PAGE. Additionally, the levels of IRF3 monomer and dimer can be monitored using non-denaturing electrophoresis. Here, we detail a procedure to reach the highest resolution to gain the most information regarding IRF3 activation status. This is achieved through the combination of a high resolution SDS-PAGE and a native-PAGE coupled to immunoblots using multiple total and phosphospecific antibodies. This experimental strategy constitutes an affordable and sensitive approach to acquire all the necessary information for a complete analysis of the phosphorylation-mediated activation of IRF3.

Here we describe a procedure allowing a detailed analysis of the phosphorylation-dependent activation of the IRF3 transcription factor. This is achieved through the combination of a high resolution SDS-PAGE and a native-PAGE coupled to immunoblots using multiple phosphospecific antibodies.

A عالية الدقة الطريقة لرصد تفعيل الفسفرة التي تعتمد من IRF3

The IRF3 transcription factor is critical for the first line of defense against pathogens mainly through interferon &#946; and antiviral gene expression. ...

High-throughput CRISPR Vector Construction and Characterization of DNA Modifications by Generation of Tomato Hairy Roots

Targeted DNA mutations generated by vectors with clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 technology have proven useful for functional genomics studies. While most cloning strategies are simple to perform, they generally use multiple steps and can require several days to generate the ultimate constructs. The method presented here is based on DNA assembly and can produce fully functional CRISPR vectors in a single cloning reaction. Vector construction can also be pooled, further increasing the efficiency and utility of the process. A modification of the method is used to create CRISPR vectors with multiple gene targets. CRISPR vectors are then transformed into tomato hairy roots to generate transgenic materials with targeted DNA modifications. Hairy roots are a useful system for testing vector functionality as they are technically simple to generate and amenable to large-scale production. The methods presented here will have wide application as they can be used to generate a variety of CRISPR vectors and be used in a wide range of plant species.

Using DNA assembly, multiple CRISPR vectors can be constructed in parallel in a single cloning reaction, making the construction of large numbers of CRISPR vectors a simple task. Tomato hairy roots are an excellent model system to validate CRISPR vectors and generate mutant materials.

الإنتاجية العالية كريسبر ناقل البناء وتوصيف التعديلات الحمض النووي عن طريق توليد جذور الطماطم مشعر

Targeted DNA mutations generated by vectors with clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 technology have proven useful for ...

High-resolution Respirometry to Assess Mitochondrial Function in Permeabilized and Intact Cells

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in biological samples (intact and permeabilized cells, tissues or isolated mitochondria). The high-resolution oxygraph device is equipped with two chambers and uses polarographic oxygen sensors to measure oxygen concentration and calculate oxygen consumption within each chamber. Oxygen consumption rates are calculated using software and expressed as picomoles per second per number of cells. Each high-resolution oxygraph chamber contains a stopper with injection ports, which makes it ideal for substrate-uncoupler-inhibitor titrations or detergent titration protocols for determining effective and optimum concentrations for plasma membrane permeabilization. The technique can be applied to measure respiration in a wide range of cell types and also provides information on mitochondrial quality and integrity, and maximal mitochondrial respiratory electron transport system capacity.

High-resolution respirometry is used to determine mitochondrial oxygen consumption. This is a straightforward technique to determine mitochondrial respiratory chain complexes&#39; (I-IV) respiratory rates, maximal mitochondrial electron transport system capacity, and mitochondrial outer membrane integrity.

عالية الدقة قياس التنفس لتقييم وظيفة الميتوكوندريا في Permeabilized وخلايا سليمة

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in ...

Open-source Single-particle Analysis for Super-resolution Microscopy with VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm allows for the routine imaging of nanoscale biological complexes and processes. This increase in resolution also means that methods popular in electron microscopy, such as single-particle analysis, can readily be applied to super-resolution fluorescence microscopy. By combining this analytical approach with super-resolution optical imaging, it becomes possible to take advantage of the molecule-specific labeling capacity of fluorescence microscopy to generate structural maps of molecular elements within a metastable structure. To this end, we have developed a novel algorithm &#8212; VirusMapper &#8212; packaged as an easy-to-use, high-performance, and high-throughput ImageJ plugin. This article presents an in-depth guide to this software, showcasing its ability to uncover novel structural features in biological molecular complexes. Here, we present how to assemble compatible data and provide a step-by-step protocol on how to use this algorithm to apply single-particle analysis to super-resolution images.

This manuscript uses the Fiji-based open-source software package VirusMapper to apply single-particle analysis to super-resolution microscopy images in order to generate precise models of nanoscale structure.

المصدر المفتوح تحليل واحد الجسيمات لسوبر قرار المجهري مع VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm ...