وقد تم تمويل هذا العمل من قبل منحة Leverhulme الثقة (RPG-2012-708) ومنحة BBSRC (BB / M00709X / 1) لأسبوع العمل العالمي.

1. التقاط النحل من مستعمرة وفترة المجاعة ملاحظة: تم إجراء التجارب وصفها هنا في جامعة نيوكاسل، المملكة المتحدة مع Bombus تيريستريس أوداكس. واستخدمت متعددة (2-3) تم شراؤها تجاريا المستعمرات في العلاج. وقد تم الحفاظ على المستعمرات على مقاعد البدلاء في ظروف المختبر (25 ± 2 درجة مئوية و 28 ± 2٪ RH) في ظلام مستمر وغذيت مع عسل النحل جمع حبوب اللقاح والحلول السكر الإرضاع بحسب الرغبة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع العامل الفرد النحل تلعثم باستخدام قنينة بلاستيكية (7 سم، 2.8 سم القطر الداخلي) مع سدادة بلاستيكية مثقبة، بعد أن فتحت البوابة إلى مستعمرة فترة طويلة بما يكفي لنحلة واحدة للخروج ومحاصرين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل التجربة، تجويع بشكل فردي كل النحل تلعثم لمدة 2-4 ساعة في قوارير من البلاستيك والحفاظ على درجة حرارة الغرفة في الظلام الدامس. </li></ol> 2. نقل النحل في أنابيب القابضة وHabituation المرحلة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد فترة المجاعة، نقل النحل تلعثم مباشرة من القنينة البلاستيكية في أنبوب القابضة. أنبوب عقد غير معدلة 15 مل أنبوب الطرد المركزي (الطول: 119 مم؛ قطره 17 ملم)، مع وجود ثقب 4 ملم حفر في الطرف وقطعة من شبكة من الصلب (قاعدة: 8 مم؛ ارتفاع 30 مم) ثابتة داخل قبل ذوبان البلاستيك من الأنبوب مع إبرة تشريح الصلب ساخنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح أنبوب عقد تحتوي على النحلة تلعثم على حامل البوليسترين مع شمع طب الأسنان. إصلاح قطعتين من الورق المقوى على جانبي الأنبوب القابضة. هذا هو لحماية النحل من المثيرات البصرية التي قد تتداخل مع التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع كاميرا مجهرية رقمية 5 سم فوق غيض من أنبوب عقد وتوصيل الكاميرا بجهاز الكمبيوتر المحمول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط أنبوب عقد حتى 18 ملم الأولى من طرف أنبوب القابضة على الأقل ضمن إطار الفيديو. قبل التجربة، تبدأ الفترة التعود 3 دقائق. </li></ol> 3.قبل اختبار المرحلة: تقديم قطرة من السكروز <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل حقنة لمحول الإناث التي تحتوي على قطرات من محلول السكروز (~ 3.5 ميكرولتر، 500 ملي السكروز حل في الماء منزوع الأيونات). تقديم السكروز داخل طرف أنبوب عقد لتحفيز تمديد خرطوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعطي النحلة تلعثم ما يصل الى 5 دقائق لتستهلك قطرة السكروز. إذا لم يتم استهلاكها الحبرية، وإزالة النحل تلعثم من التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدء تسجيل الفيديو بعد فترة التعود. في هذه الدراسة، تم تسجيل النشاط خرطوم في 26.7 لقطة / ثانية -1 مع معدل التكبير 25X. </li></ol> 4. اختبار المرحلة: تقديم الحل اختبار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء أنبوب microcapillary 100 ميكرولتر مع الحل اختبار. توصيله إلى قطعة من أنبوب السيليكون (طول 6 سم، 1 مم داخل القطر) وإصلاحه إلى مناور الجزئي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط الأنابيب عبر محول الذكور إلى أنابيب السيليكون آخر (6 سم طول، 4 مم داخل القطر)، مبادرة الخوذ البيضاءيعمل الفصل لمبة ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع microcapillary أنبوب 5-10 ملم بعيدا عن الحافة أنبوب القابضة. الضغط بلطف الأنابيب للحفاظ على حل التغذية في طرف الأنبوب microcapillary. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تلعثم نحلة يستهلك الحبرية السكروز، على الفور بإزالة حقنة تحتوي على 500 ملي حل السكروز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبدأ مرحلة الاختبار 2 دقيقة عند النحلة تلعثم في خرطوم الاتصالات الحل داخل الأنبوب microcapillary. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للسيطرة على لاحتمال التبخر، وملء أنبوبين microcapillary إضافية مع السكروز أو الماء والتلاعب به تماما كما في مرحلة الاختبار. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل وبعد كل تجربة فحص مستويات السائل داخل الأنبوب microcapillary باستخدام الماسح الضوئي في 600 نقطة في البوصة لقياس كمية الغذاء المستهلكة (الشكل 4A). </li></ol> 5. تحليل صورة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد حجم الاستهلاك الحل باستخدام يماغيج (الإصدار 1.48)، وهو بروك صورةessing البرمجيات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل ملف الصورة والتكبير في الصورة (~ 400٪). لتعيين نطاق المرجعية، حدد أداة خط مستقيم ورسم الخط الفاصل بين طرفي الأنبوب microcapillary. اختر &#39;تحليل&#39; ثم &#39;تعيين مقياس. المدخلات ويبلغ طول الأنبوب تحت عنوان &quot;المسافة المعروفة&quot; وحدة المقابلة تحت عنوان &quot;وحدة طول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد أداة خط مستقيم مرة أخرى ورسم الخط الفاصل بين طرفي مستوى السائل. اختر &#39;تحليل&#39; ثم &#39;قياس&#39;. في إطار النتائج ونظرا لطول السائل تحت عمود &quot;طول&quot;. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب حجم استهلاك الحل باستخدام المعادلة التالية: <img alt="المعادلة 1" src="/files/ftp_upload/54233/54233eq1.jpg" /> أين <img alt="المعادلة 2" src="/files/ftp_upload/54233/54233eq2.jpg" /> هو طول الأنبوب microcapillary و <img alt="المعادلة 3" src="/files/ftp_upload/54233/54233eq3.jpg" /> و <img alt= &quot;المعادلة 4&quot; SRC = &quot;/ ملفات / ftp_upload / 54233 / 54233eq4.jpg&quot; /&gt; هي أطوال قياس السائل داخل الأنبوب microcapillary قبل وبعد مرحلة الاختبار، على التوالي. </li></ol> 6. تحليلات فيديو <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يسجل السلوكيات التغذية خلال مرحلة الاختبار 2 دقيقة لكل الفيديو باستخدام برنامج تسجيل الأحداث (راجع المواد الجدول). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في البداية، وتحديد السلوكيات التغذية (أي العناصر) في القائمة فئات السلوكية للبرنامج تسجيل. وكما يتبع سلوكيات التغذية: (1) خرطوم خارج / الاتصال: خرطوم يمتد وعلى اتصال مع الحل داخل الأنبوب microcapillary (2) خرطوم من / أي اتصال: خرطوم يمتد وليس في اتصال مع حل داخل الأنبوب microcapillary، (3) خرطوم محفوظ: لم يتم تمديد خرطوم ولكن بدلا من ذلك محفوظ تحت الرأس و (4) بعيدا عن الأنظار: النحلة تلعثم خارج إطار الفيديو. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين كل سلوكك &quot;دولة&quot; و &quot;تبادلية&quot; في القائمة خصائص وجعل التسجيلات مستمرة لفترة 2 دقيقة. إعادة الفيديو في وضع الحركة البطيئة (2 مرات أبطأ) لمزيد من الدقة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس سرعة التراجع خرطوم من حل الاختبار بعد أول اتصال بين إطارين متتالية (مفصولة 37.5 ميللي ثانية في تسجيلات الفيديو التي تظهر هنا) باستخدام حركة تتبع البرمجيات الفيديو (راجع المواد الجدول). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل ملف الفيديو ثم انتقل إلى الإطار حيث خرطوم أول اتصالات الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتعيين نطاق المرجعية، حدد أداة خط ورسم خط على عرض أنبوب microcapillary في إطار الفيديو. انقر بزر الماوس الأيمن على الخط وحدد &quot;معايرة قياس. إدخال عرض الأنابيب الشعرية وحدة المناظرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختر &#39;صورة&#39; ثم &#39;تنسيق أصل النظام &quot;. في النافذة الجديدة انقر على طرف خرطوم وحدد9؛ تطبيق &#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد أداة تحرك اليد، انقر على الحق في غيض من خرطوم في إطار الفيديو وحدد &quot;المسار مسار&quot;. الانتقال إلى الإطار التالي وتعديل وجهة تتبع غيض من خرطوم. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انقر بزر الماوس الأيمن على نقطة التتبع واختر &#39;تكوين&#39;. اختر &#39;المسار الكامل&#39; وحدد &#39;السرعة&#39; تحت القياس. اختر &#39;تطبيق&#39;. ثم يتم عرض السرعة. </li></ol>

<ol>
	<li>Adler, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ecological+significance+of+toxic+nectar.">The ecological significance of toxic nectar.</a> Oikos. 91, 409-420 (2000).</li><li>Hagler, J. R., Buchmann, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Honey+bee+(Hymenoptera,+Apidae)+foraging+responses+to+phenolic-rich+nectars.">Honey bee (Hymenoptera, Apidae) foraging responses to phenolic-rich nectars.</a> J Kansas Entomol Soc. 66, 223-230 (1993).</li><li>Irwin, R. E., Cook, D., Richardson, L. L., Manson, J. S., Gardner, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+compounds+in+floral+rewards+of+toxic+rangeland+plants:+Impacts+on+pollinators.">Secondary compounds in floral rewards of toxic rangeland plants: Impacts on pollinators.</a> J Agr Food Chem. 62, 7335-7344 (2014).</li><li>Praz, C. J., Mueller, A., Dorn, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+bees+fail+to+develop+on+non-host+pollen:+Do+plants+chemically+protect+their+pollen.">Specialized bees fail to develop on non-host pollen: Do plants chemically protect their pollen.</a> Ecology. 89, 795-804 (2008).</li><li>Baker, H. G., Baker, I., Gilbert, L. E., Raven, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+of+nectar-constitution+and+pollinator-plant+coevolution.">Studies of nectar-constitution and pollinator-plant coevolution.</a> Coevolution of animals and plants. , 100-140 (1975).</li><li>Stout, J. C., Parnell, J. A. N., Arroyo, J., Crowe, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pollination+ecology+and+seed+production+of+Rhododendron+ponticum+in+native+and+exotic+habitats.">Pollination ecology and seed production of Rhododendron ponticum in native and exotic habitats.</a> Biodivers Conserv. 15, 755-777 (2006).</li><li>Tiedeken, E. J., Stout, J. C., Stevenson, P. C., Wright, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bumblebees+are+not+deterred+by+ecologically+relevant+concentrations+of+nectar+toxins.">Bumblebees are not deterred by ecologically relevant concentrations of nectar toxins.</a> J Exp Biol. 217, 1620-1625 (2014).</li><li>Ayestaran, A., Giurfa, M., de Brito Sanchez, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxic+but+drank:+Gustatory+aversive+compounds+induce+post-ingestional+malaise+in+harnessed+honeybees.">Toxic but drank: Gustatory aversive compounds induce post-ingestional malaise in harnessed honeybees.</a> Plos One. 5, (2010).</li><li>Wright, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+reinforcement+pathways+for+conditioned+food+aversions+in+the+honeybee.">Parallel reinforcement pathways for conditioned food aversions in the honeybee.</a> Curr Biol. 20, 2234-2240 (2010).</li><li>Hurst, V., Stevenson, P. C., Wright, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxins+induce+'malaise'+behaviour+in+the+honeybee+(Apis+mellifera).">Toxins induce 'malaise' behaviour in the honeybee (Apis mellifera).</a> J Comp Physiol A. 200, 881-890 (2014).</li><li>Whitehead, A. T., Larsen, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+galeal+contact+chemoreceptors+of+Apis+mellifera+to+selected+sugars+and+electrolytes.">Electrophysiological responses of galeal contact chemoreceptors of Apis mellifera to selected sugars and electrolytes.</a> J Insect Physiol. 22, 1609-1616 (1976).</li><li>de Brito Sanchez, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+tarsal+taste+of+honey+bees:+behavioral+and+electrophysiological+analyses.">The tarsal taste of honey bees: behavioral and electrophysiological analyses.</a> Front Behav Neurosci. 8, 25 (2014).</li><li>de Brito Sanchez, M. G., Giurfa, M., Mota, T. R. D., Gauthier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+and+behavioural+characterization+of+gustatory+responses+to+antennal+'bitter'+taste+in+honeybees.">Electrophysiological and behavioural characterization of gustatory responses to antennal 'bitter' taste in honeybees.</a> European Journal of Neuroscience. 22, 3161-3170 (2005).</li><li>Bitterman, M. E., Menzel, R., Fietz, A., Schafer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Classical+conditioning+of+proboscis+extension+in+honeybees+(Apis+mellifera).">Classical conditioning of proboscis extension in honeybees (Apis mellifera).</a> J Comp Psychol. 97, 107-119 (1983).</li><li>Laloi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+conditioning+of+the+proboscis+extension+in+bumble+bees.">Olfactory conditioning of the proboscis extension in bumble bees.</a> Entomol Exp Appl. 90, 123-129 (1999).</li><li>Smith, B. H., Burden, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+proboscis+extension+response+protocol+for+investigating+behavioral+plasticity+in+insects:+Application+to+basic,+biomedical,+and+agricultural+Research.">A proboscis extension response protocol for investigating behavioral plasticity in insects: Application to basic, biomedical, and agricultural Research.</a> J Vis Exp. , (2014).</li><li>Felsenberg, J., Gehring, K. B., Antemann, V., Eisenhardt, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioural+Pharmacology+in+classical+conditioning+of+the+proboscis+extension+response+in+honeybees+(Apis+mellifera).">Behavioural Pharmacology in classical conditioning of the proboscis extension response in honeybees (Apis mellifera).</a> J Vis Exp. , (2011).</li><li>Pankiw, T., Page, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+pheromones,+hormones,+and+handling+on+sucrose+response+thresholds+of+honey+bees+(Apis+mellifera+L.).">Effect of pheromones, hormones, and handling on sucrose response thresholds of honey bees (Apis mellifera L.).</a> Journal of comparative physiology. A, Neuroethology, sensory, neural, and behavioral physiology. 189, 675-684 (2003).</li><li>Scheiner, R., Page, R. E., Erber, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sucrose+responsiveness+and+behavioral+plasticity+in+honey+bees+(Apis+mellifera).">Sucrose responsiveness and behavioral plasticity in honey bees (Apis mellifera).</a> Apidologie. 35, 133-142 (2004).</li><li>Kessler, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bees+prefer+foods+containing+neonicotinoid+pesticides.">Bees prefer foods containing neonicotinoid pesticides.</a> Nature. 521, 74-76 (2015).</li><li>Mommaerts, V., Wackers, F., Smagghe, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+gustatory+responses+to+different+sugars+in+harnessed+and+free-moving+bumblebee+workers+(Bombus+terrestris).">Assessment of gustatory responses to different sugars in harnessed and free-moving bumblebee workers (Bombus terrestris).</a> Chem Senses. 38, 399-407 (2013).</li><li>Chittka, L., Dyer, A. G., Bock, F., Dornhaus, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Psychophysics:+Bees+trade+off+foraging+speed+for+accuracy.">Psychophysics: Bees trade off foraging speed for accuracy.</a> Nature. 424, 388 (2003).</li><li>Kessler, S., Gonz&#225;lez, J., Vlimant, M., Glauser, G., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quinine+and+artesunate+inhibit+feeding+in+the+African+malaria+mosquito+Anopheles+gambiae:+the+role+of+gustatory+organs+within+the+mouthparts.">Quinine and artesunate inhibit feeding in the African malaria mosquito Anopheles gambiae: the role of gustatory organs within the mouthparts.</a> Physiol Entomol. 39, 172-182 (2014).</li><li>Iacovone, A., Salerno, G., French, A. S., Conti, E., Marion-Poll, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+gustatory+perception+and+behavioural+responses+in+Trissolcus+brochymenae+females.">Antennal gustatory perception and behavioural responses in Trissolcus brochymenae females.</a> J Insect Physiol. 78, 15-25 (2015).</li><li>French, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual+mechanism+for+bitter+avoidance+in+Drosophila.">Dual mechanism for bitter avoidance in Drosophila.</a> J. Neurosci. 35, 3990-4004 (2015).</li><li>LeDue, E., Chen, Y. -. C., Jung, A. Y., Dahanukar, A., Gordon, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharyngeal+sense+organs+drive+robust+sugar+consumption+in+Drosophila.">Pharyngeal sense organs drive robust sugar consumption in Drosophila.</a> Nat. Commun. 6, 6667 (2015).</li></ol>

الكتاب تعلن أي تضارب في المصالح.

مع هذا الاختبار السلوكي الرواية، ويظهر الكينين لردع التغذية من تلعثم نحلة الذيل برتقالي. ويفسر انخفاض الوقت خرطوم الاتصال والتغذية تردد نوبة مع الماء أو محلول السكروز الذي تغلب عليه اسهم مع الكينين هنا على أنه رفض لبدء مزيد من تتغذى على الحلول غير الغذائية أو يحتمل أن تكون سامة. عند إضافة الكينين إلى 1 M حل السكروز والنحل تلعثم لا يقلل فقط من حجم محلول يستهلكونه من الطاقة فإنهم أيضا سحب خرطوم أسرع، وبالتالي تقليل وقت الاتصال بين فمها ومحلول يحتوي على مادة سامة. معا، وتشير هذه النتائج إلى أن الكينين يتصوره الخلايا المستقبلة للالذوقية على فمها من النحلة تلعثم، كما سبق تحديدها سابقا في عسل النحل 9. الكينين هو السم للحشرات أن يدفع سلوك مثل الشعور بالضيق في عسل النحل 10 وضربة قاضية في البعوض والملاريا (بعوض الملاريا) 23. هذا الاختبار يمكن أن يؤدي أيضا إلى identificatأيون بعض رادع ويحتمل أن تكون سامة المركبات التي ينظر إليها من قبل خلايا الذوق مستقبلات على فمها في النحل تلعثم. ومن الأهمية بمكان لأنبوب microcapillary المراد شغلها مع كمية كافية من محلول الاختبار إلى آخر طوال مرحلة الاختبار. فمن المستحسن أن ما لا يقل عن حوالي ثلاثة أرباع أنبوب microcapillary (على سبيل المثال 70-80 ميكرولتر) شغل. ومع ذلك، ينبغي الحرص على عدم ملء تماما أنبوب microcapillary للحد من خطر تسرب أثناء عملية المسح الضوئي وربط أنبوب microcapillary لجهاز تجريبي. وينبغي أيضا توخي الحذر عند تقديم 500 ملي قطرة السكروز إلى تلعثم نحلة، بحيث المجرب يتجنب تسرب الحبرية في أنبوب القابضة. حفرة 4 مم في طرف الأنبوب عقد كبير بما فيه الكفاية لشخص بالغ عامل تلعثم نحلة تمديد طبيعي خرطوم تجاه حل الاختبار. ومع ذلك فمن الممكن أنالنحل تلعثم يمكن تذوق حل مع الهوائيات الخاصة بهم قبل تقديم proboscises بهم. وهذا قد يؤثر على احتمال تمديد خرطوم كما PER يمكن استخلاصها في النحل تلعثم من خلال تحفيز الهوائيات الخاصة بهم مع محلول السكر 15. في الواقع تم تجهيز هوائيات من غشائيات الأجنحة مثل دبور الطفيل (Trissolcus brochymenae) 24 أو عسل النحل 13 مع الشعيرات طعم، والسماح لهم لتذوق السكريات والسموم مثل الكينين. ونتيجة لذلك، يمكن أن الاتصالات الأولية مع antennal الحلول التي تحتوي على مركبات الرادعة للغاية مثل الكينين أيضا أن يقلل من الحافز للنحلة تلعثم لتوسيع خرطوم، وبالتالي تؤثر على معدل نجاح التجربة. على الرغم من أن الاتصال antennal مع حل الاختبار لا يمكن السيطرة عليها، في هذه الدراسة لم نجد أي أثر ملموس للاتصال antennal على تمديد خرطوم تجاه حل الاختبار. في هذا الاختبار، ووضع على الفور الأنبوب microcapillary بعد مرحلة ما قبل الاختبار ثالدجاجة هوائيات النحل تلعثم &quot;لا تزال داخل أنبوب عقد يمكن أن تقلل من فرصة للنحل تلعثم لتذوق حل الاختبار مع الهوائيات الخاصة بهم. القيد الرئيسي من هذا الاختبار ينشأ عندما تتبع تراجع خرطوم بعيدا عن حل اختبار بعد الاتصال خرطوم الأول باستخدام برنامج تتبع الحركة الفيديو. لقطات فيديو يعرض سوى حركة 2D للخرطوم، وبالتالي فإن ناتج معين للقياس سرعة يمكن أن يكون تحت أو فوق المقدرة. ولكن مع بعض التعديلات، ويمكن تحسين هذا الجانب من الفحص. هذا الاختبار يمكن استخدامها لمراقبة ردود التغذية الطبيعية نحو الحلول التي تحتوي على مركبات مختلفة بما في ذلك المركبات الثانوية النباتية الطبيعية التي تحدث. مراقبة ردود تغذية فورية مع هذا الاختبار يعطي معلومات مفصلة حول كيفية يكتشف النحل تلعثم هذه المركبات. هذا هو مفيد أكثر الحاليين الذهاب لا تذهب &quot;أساليب مثل PER 18،19 </sup&gt; وخلال فحوصات اثنين من الخيارات 7 لأن هذا الأسلوب ينتج العديد من تدابير الاستجابة السلوكية بما في ذلك استهلاك الغذاء خلال نوبة تغذية منفصلة. قياس العديد من المعلمات يسمح في الوقت نفسه إجراء تقييم أفضل للاستساغة من مركب. على سبيل المثال في مقايسة لدينا، والنحل تلعثم تجنب الماء أو محلول السكروز الذي تغلب عليه اسهم مع الكينين طويلا. يمكن أن يكون سبب تراجع للخرطوم عن تغيير في استجابات الخلايا المستقبلة للسكر 12،13. يظهر لدينا فحص أن النحل تلعثم تتراجع خرطوم أسرع بعد الاتصال السكروز بالإضافة إلى الكينين حل من الماء وحده. وهذا يمكن أن تشير إلى أن الكينين يؤثر على مجموعة متميزة من الخلايا العصبية بالإضافة إلى تثبيط الخلايا العصبية الاستشعار عن السكر 9،12،13،25. يسمح لنا فحص تحليل نمط الزمني من الاستجابات السلوكية أثناء الرضاعة. بروتوكول مماثل حيث يتم قياس الوقت الاستهلاك وعدد نوبات له اللهتم تنفيذها على استعداد لتقييم الاستجابة للتغذية من ذبابة الفاكهة إلى السكريات الغذائية وغير الغذائية 26. نتوقع أن النحل سوف يحمل استجابة أكثر موثوق بها لتغذية المنشطات في فحص لدينا من في وسائل أخرى مثل PER لأن النحل أحرار في التحرك في أنبوب عقد 21. وهذه التقنية تسمح تحليلا شاملا للعتبات طعم المواد الغذائية والسموم لإلقاء الضوء على آليات التغذية في النحل تلعثم وأنواع النحل الأخرى المحتملة.

التفاعلات مصنع الملقحات معقدة. الملقحات زيارة الزهور للحصول على الرحيق وغبار الطلع كغذاء. بدوره، الملقحات تسهل التكاثر الجنسي في النباتات. بينما هذه العلاقة هي في معظمها المنفعة المتبادلة، رحيق الأزهار وحبوب اللقاح يحتوي أحيانا السموم أو النباتية الأخرى يضاعف 1-5 والتي يمكن أن تضر الملقحات. الأساس المنطقي البيئي لوجود مثل هذه المركبات في الرحيق وغبار الطلع ليست واضحة في جميع الظروف. وثمة مسألة معلقة في هذا المجال هو كيف ملقحات مثل النحل يمكن الكشف عن وتجنب الزهور مع رحيق تحتوي على السموم. الأنواع نحلة تلعثم، تيريستريس Bombus (لينيوس، 1758)، هو الملقحات اختصاصي أن يزور الزهور للعديد من الأنواع النباتية بما في ذلك تلك التي تنتج الرحيق تحتوي على السموم 6. وقد تبين أن النحل تلعثم لتجنب الحلول المستهلكة التي تحتوي على تركيزات عالية من السموم في مقايسة 24 ساعة اثنين الاختيار 7. هذا الاختبارمن استهلاك المواد الغذائية التي وصفها Tiedeken وآخرون. 7 كشفت أن النحل يمكن الكشف عن المركبات المريرة في الحلول. ومع ذلك، كان غير قادر على تمييز الطعم من عمليات ما بعد ابتلاعي مثل الشعور بالضيق التي يمكن أن تؤثر أيضا سلوك التغذية خلال هذا الوقت الفاصل 8-10 هذا الاختبار. النحل تمتلك الشعيرات الذوقية على من الهوائيات، فمها والجفن للكشف عن المركبات 11-13. منعكس تمديد خرطوم (PER) تجارب تنطوي على تقييد النحل الفردية في تسخير ومن ثم تحفيز الشعيرات antennal النحل لإنتاج التغذية منعكس 14-17. النحل يمكن أن تمارس ضبط النفس في يسخر الفردية وبعدها سعى لانتاج منعكس التغذية باعتبارها فحص قدرتها على تذوق المركبات 18،19. عدلت الآخرين فحص PER لدراسة حساسية هوائيات أو فمها للسموم 9،20. ومع ذلك، يتعرض النحل للإجهاد خلال تسخير. وهذا يمكن أن تؤثر على كيفيةانهم الرد على المركبات 21. هنا، يتم وصف فحص جديد لتقييم استجابة طعم السلوكية للبحرية الحركة النحل تلعثم إلى السكروز والكينين، قلويد الذي سبق وذكرت أن يكون رادع 9 وسام 10 على نحل العسل (mellifera أبيس) والنحل تلعثم (Bombus تيريستريس) 7 و 22. وعلى الرغم من عدم العثور الكينين في رحيق النباتات، وغالبا ما يستخدم هذا قلويد لأنها تشكل حافزا مكره في الدراسات السلوكية والفيزيولوجية في النحل 7،9،12،13،22. الأسلوب ينطوي على تسجيل الفيديو فمها النحل تلعثم &quot;في قرار كبير خلال اتصال خرطوم الأولي مع حلول الاختبار. على وجه التحديد، يتم فحص التركيب الدقيق للاستجابة للتغذية بتسجيله باستمرار السلوك على مدى فترة 2 دقيقة. يتم قياس حجم حل المستهلكة أثناء فترة الرضاعة وحتى كمية الطعام التي يتم تناولها يمكن أن يرتبط مع المجهريةسلوك التغذية. كما يتم قياس سرعة التراجع خرطوم، كمؤشر لتجنب نشطة، وبالتالي كشف قبل ابتلاعي.

<table><tbody><tr><td>Bumblebee colonies</td><td>Koppert Biological Systems</td><td></td><td>NATUPOL Beehive</td></tr><tr><td>Digital microscopic camera&amp;nbsp;</td><td>Dino-lite Europe</td><td>AM4815ZT</td><td>Dino-Lite Edge&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>100 &amp;mu;l microcapillary tube&amp;nbsp;</td><td>Blaubrand IntraEND</td><td>709144</td><td></td></tr><tr><td>15 ml polypropylene centifuge tube&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>11849650</td><td></td></tr><tr><td>1 ml disposable plastic luer slip syringe</td><td>BD</td><td>300013</td><td></td></tr><tr><td>Dell Latitude 3550 laptop</td><td>Dell</td><td></td><td>Check for compatibility with video software&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Canon CanoScan LiDE 120</td><td>Canon</td><td></td><td>Check for compatibility with the computer/laptop</td></tr><tr><td>Observer software version 5.0.25</td><td>Noldus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kinovea software version 0.8.15</td><td>Kinovea&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>silicone tubing</td><td></td><td></td><td>6&amp;nbsp;cm length, 1&amp;nbsp;mm inside &amp;Oslash; &amp;amp; 6&amp;nbsp;cm length, 4&amp;nbsp;mm inside &amp;Oslash;</td></tr><tr><td>Male luer x1/16&quot; standard hose barbed polypropylene adapter</td><td>Cole-Parmer</td><td>TW-45518-22</td><td></td></tr><tr><td>Female luer x 1/16&quot; standard hose barbed polypropylene adapter</td><td>Cole-Palmer</td><td>TW-45508-12</td><td></td></tr><tr><td>Steel mesh&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>0.5 mm mesh size</td></tr><tr><td>Sucrose (grade II)&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5391</td><td></td></tr><tr><td>Quinine hydrochloride dihydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Q1125</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ software version 1.48</td><td>ImageJ</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a novel behavioral assay to investigate gustatory responses of individual, freely-moving bumble bees (bombus terrestris)

الملقحات اختصاصي مثل النحلة تلعثم الذيل برتقالي، Bombus تيريستريس، تواجه كل من المواد الغذائية والسموم في رحيق الأزهار التي يجمعونها من النباتات المزهرة. فقط ووصف عدد قليل من الدراسات الردود الذوقية النحل نحو السموم في الغذاء، وهذه التجارب قد تستخدم أساسا للاستجابة تمديد خرطوم على نحل العسل ضبط النفس. هنا، يتم تقديم الفحص السلوكي جديد لقياس ردود تغذية بحرية الحركة، العامل الفرد النحل تلعثم إلى المواد الغذائية والسموم. هذا الاختبار يقيس كمية من حل تناولها من قبل كل نحلة تلعثم ويحدد كيف tastants في الغذاء تؤثر على المجهرية للسلوك التغذية. يتم عرض الحلول في أنبوب microcapillary للنحل تلعثم الفردية التي تم تجويع سابقا لمدة 2-4 ساعة. يتم التقاط السلوك على الفيديو الرقمي. ويتم تحليل التركيب الدقيق للسلوك التغذية بتسجيله باستمرار موقف بروبوالمصارف الإنمائية المتخصصة (فمها) من تسجيلات الفيديو باستخدام برنامج تسجيل الأحداث. ويعرف موقف خرطوم من ثلاث فئات سلوكية مختلفة: تم تمديد (1) خرطوم وفي اتصال مع الحل، تم تمديد (2) خرطوم ولكن ليس في اتصال مع حل و (3) خرطوم هو محفوظ تحت الرأس. وعلاوة على ذلك يقدر أيضا سرعة خرطوم التراجع بعيدا عن الحل. في مقايسة الحالي حجم حل تستهلك، وعدد من نوبات التغذية، ويستخدم مدة نوبات التغذية وسرعة التراجع خرطوم بعد أول اتصال لتقييم phagostimulatory أو النشاط الرادع للمركبات اخضعت للاختبار. وهذا الاختبار طعم جديد تسمح للباحثين لقياس مدى المركبات الموجودة في الرحيق التأثير على سلوك تغذية النحل وستكون مفيدة لعلماء الأحياء التلقيح، السميات وneuroethologists دراسة نظام طعم النحلة تلعثم أيضا.

يتم استخدام فحص جديد لاختبار ردود التغذية إلى 1 M السكروز، 1 M حل السكروز زائد 1 ملي الكينين والماء منزوع الأيونات وحدها. يتم تحديد استجابات التغذية فوري على كل معاملة عن طريق قياس مدة من الاتصالات خرطوم مع حل الاختبار، وتواتر نوبات التغذية وسرعة خرطوم التراجع بعيدا عن حل اختبار بعد الاتصال الأول خلال مرحلة الاختبار 2 دقيقة. يتم قياس حجم حل المستهلكة أيضا بعد مرحلة الاختبار. في هذه الدراسة، فقد اخترنا فاصل معيار نوبة من 5 ثانية (الشكل 1 راجع الملف التكميلي) على أساس عمل سابق قام به الفرنسيون وآخرون. 25 الذين استخدموا عتبة 5 ثانية لتوصيف السلوك خرطوم تراجع من ذبابة الفاكهة في استجابة لرادعة المركبات 25. وبالتالي، فإننا تعريف نوبة التغذية كجهة اتصال بين خرطوم الموسعة والحل لار توقفت بسبب عدم وجود من الاتصالات من 5 ثانية أو أكثر. بالمقارنة مع السكروز والماء منزوع الأيونات وحدها، مضيفا الكينين إلى حل السكروز الواضح يردع تغذية النحل تلعثم لأنها سوف تتحرك بسرعة بعيدا إذا ما كشف عن وجود مادة مكره (فيديو الشكل 1). في هذه التجربة، والعلاج يكون لها تأثير كبير على مدة التراكمية للاتصالات خرطوم خلال مرحلة اختبار (ANOVA على بيانات تحويل السجل، F 2،31 = 41، ع &lt;0.001). يتم تخفيض مدة تراكمية من وقت الاتصال مع السكروز التي تحتوي على الكينين بشكل ملحوظ بالمقارنة مع السكروز وحدها (ع &lt;0.001) ولكن ليس في الماء منزوع الأيونات وحدها (ع = 0.219) (الشكل 2). وبالمثل، فإن العلاج يكون لها تأثير كبير على مدة تراكمية من نوبات التغذية (ANOVA على بيانات تحويل السجل، F <sيو بي&gt; 2،31 = 27.95، ف &lt;0.001، الشكل 3A). يتم تخفيض مدة التراكمية للتغذية نوبات مع السكروز التي تحتوي على الكينين بشكل ملحوظ بالمقارنة مع السكروز وحدها (ع &lt;0.001) ولكن ليس بالمقارنة مع الماء منزوع الأيونات وحدها (ع = 0.41). العلاجات أيضا أن يكون لها تأثير كبير على وتيرة نوبات التغذية (بواسون GLM مع وظيفة الارتباط السجل، وتغير في الانحراف مقارنة مع توزيع ج 2: ص &lt;0.050)، حيث عدد نوبات مع السكروز التي تحتوي على الكينين هو أعلى بكثير في بالمقارنة مع السكروز (ع &lt;0.01)، ولكن بشكل طفيف مختلفة إلى حد كبير في معالجة المياه منزوع الأيونات (ع = 0.055، نظرا لنحلة واحدة تعرض سبعة نوبات تتغذى على المياه، الشكل 3B). وبالمثل، فإن سرعة سحب خرطوم اختلافا كبيرا بين العلاجات (ANOVA على بيانات تحويل السجل، F 2،31 = 5،12، ف &lt;0.050). النحل تلعثم تتراجع العلاقات العامة<html> oboscis بعيدا عن حل اختبار أسرع بكثير بعد أول اتصال مع السكروز التي تحتوي على الكينين من مع السكروز أو منزوع الأيونات الماء وحده (ع &lt;0.050، الشكل 3C). وتشير هذه النتائج إلى أن الكينين يؤدي إلى سلوك التهرب نشط في النحل تلعثم. يكون العلاج أيضا تأثير كبير على الحجم الكلي للحل المستهلكة (ANOVA على بيانات تحويل السجل، F 2،32 ​​= 62.5، ف &lt;0.001)، حيث يتم تقليل استهلاك السكروز التي تحتوي على الكينين بالمقارنة مع السكروز (ص &lt;0.001) ولكن ليس في الماء منزوع الأيونات (ع = 0.457) (الشكل 4B). حجم حل تبخرت من الشعيرات الدموية خلال فترة الاختبار لا يكاد يذكر. في ظروف المختبر (25 ± 2 درجة مئوية و 28 ± 2٪ RH)، يختلف التبخر بين 0،033-0،883 ميكرولتر بمتوسط ​​0.276 ميكرولتر و0.171 ميكرولتر عن الماء منزوع الأيونات و 1 M السكروز على التوالي. together.within الصفحات = &quot;1&quot;&gt; في هذا الاختبار الاتصالات بين الهوائي وحل الاختبار لا يمكن منعها. ومع ذلك، فإن نسبة من النحل تلعثم باستخدام هوائيات لتذوق حل التغذية خلال مرحلة الاختبار (السكروز: 46.1٪ والسكروز بالإضافة إلى الكينين: 60.0٪ ومنزوع الأيونات الماء: 33.3٪) لا تختلف كثيرا بين العلاجات (ذي الحدين GLM، وتغير في الانحراف مقارنة مع توزيع ج 2: ص = 0.450). تم العثور على أي أثر المعاملات على الكمون بين الاتصالات antennal الأولى وحل الاختبار والاتصالات الأولى من خرطوم (الوسيط: 2.67 ثانية عن السكروز، 1.10 ثانية عن السكروز بالإضافة إلى الكينين، 0.80 ثانية عن الماء منزوع الأيونات، أنوفا على بيانات تسجيل تحولت، F 2،13 = 0.620، ع = 0.550). وبالإضافة إلى ذلك، فإن نسبة النحل تلعثم توسيع خرطوم لتذوق حل الاختبار لا تزال مستمرة عبر العلاجات (السكروز: 66.7٪، السكروز بالإضافة إلى الكينين: 50.0٪، منزوع الأيونات الماء: 52.2٪. الحدين GLM، وتغير في الانحراف مقارنة مع توزيع ج 2: ص = 0.840). معا تشير هذه النتائج إلى أن الهوائيات تلعب دورا ثانويا في الكشف عن السموم في هذا الاختبار. تجربة منفصلة تدرس ما إذا كان من الضروري اختبار النحل لفترة من الوقت أطول من مدة 2 دقيقة. يتم اختبار كمية الطعام التي يستهلكها النحل مع 1 M السكروز أو 1 الكينين مم في 1 م حلول السكروز في شرطين: فترة اختبار 2 دقيقة وفترة الاختبار 10 دقيقة. لكل من العلاجات، لا يختلف إجمالي استهلاك الغذاء لفترات الاختبار وتحدث أية تفاعلات كبيرة بين فترة الاختبار والعلاج (N = 6-13، ANOVA على بيانات السجل تحول، أثر المعاملات: F = 1،31 54.8، ف &lt;0.001؛ تأثير فترة الاختبار: F 1،31 ​​= 0، ص = 0.979؛ تأثير التفاعل: F = 0.1، ع = 0.457). في خلاصة القول،2 فترة اختبار دقيقة كافية لتقييم تأثير الحل على المبلغ الإجمالي من المواد الغذائية التي يستهلكها النحل والآثار رادع من المواد السامة أو طارد في هذا الاختبار. وهكذا، من خلال قياس استهلاك الأغذية ومعايرة سلوك التغذية، فمن الممكن لربط إجمالي استهلاك المواد الغذائية إلى التركيب الدقيق للتغذية أثناء الفحص. <img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/54233/54233fig1.jpg" /> الشكل 1: حقب الكامنة بين ململة اتصالات خلال الأول 2 دقيقة من الفحص تغذية المؤامرات كثافة فترات كمون الوقت الفاصل بين كل اتصال خرطوم مع حل السكروز 1 م، والحل الكينين 1 M السكروز + 1 ملم والمياه. يتم تمثيل البيانات التراكمية في الفترة من 13 و 10 و 11 النحل على التوالي. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54233/54233fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> &lt;/ P&gt; <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/54233/54233fig2.jpg" /> الشكل 2: خرطوم الاتصال الآماد خلال الأول 2 دقيقة من الفحص تغذية المؤامرات كثافة مدد خرطوم الاتصال عن طريق النحل تتغذى على 1 M السكروز، 1 M السكروز + 1 ملم الكينين أو المياه. حجم العينة كما في الشكل 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54233/54233fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/54233/54233fig3.jpg" /> الشكل (3): ململة آخر من النحل تغذية في 1 M السكروز، 1 M السكروز + 1 ملم الكينين أو المياه (A) مدة تراكمية من نوبات التغذية خلال مرحلة الاختبار (ب) وتيرة تغذية نوبات و (ج) وسرعة. لإعادة خرطومالجر بعد أول اتصال. يشير حروف فرق كبير: العلاجات بأحرف مختلفة تشير P &lt;0.05. تمثل المؤامرات مربع متوسط ​​(أشرطة سوداء)، وهو أدنى مستوى وأعلى نقاط البيانات لا يزال ضمن 1.5 من مجموعة الشرائح الربعية (شعيرات) والقيم المتطرفة (الدوائر). حجم العينة كما في الشكل 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54233/54233fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/54233/54233fig4.jpg" /> الرقم 4: يقمع الكينين تغذية النحل تلعثم (A) الصور الممسوحة ضوئيا من أنابيب microcapillary تبين مستوى من السكروز 1 م أو 1 M السكروز زائد 1 ملي حل الكينين (المشار إليها خط أسود) قبل وبعد مرحلة الاختبار على التوالي. (ب) استهلاك من 1 M السكروز، 1 M السكروز زائد 1 ملي الكينين أو منزوع الأيونات الماء<html> وحده من قبل النحل تلعثم بعد مرحلة الاختبار. يشير حروف فرق كبير: العلاجات بأحرف مختلفة تشير P &lt;0.001. تمثل المؤامرات مربع متوسط ​​(أشرطة سوداء)، وهو أدنى مستوى وأعلى نقاط البيانات لا يزال ضمن 1.5 من مجموعة الشرائح الربعية (شعيرات) والقيم المتطرفة (الدوائر). حجم العينة كما في الشكل 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54233/54233fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> فيديو الشكل 1: تسجيلات فيديو لآخر ململة نحو (A) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54233/Video_figure_1A_1M_Sucrose.m4v" target="_blank">1 M السكروز</a> ، (ب) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54233/Video_figure_1B_Quinine.m4v" target="_blank">1 M السكروز زائد 1 ملم الكينين</a> و (C)د / 54233 / Video_figure_1C_Water.m4v &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; منزوع الأيونات الماء أثناء اختبار المرحلة.

Watch this Scientific Journal Video about A Novel Behavioral Assay to Investigate Gustatory Responses of Individual, Freely-moving Bumble Bees Bombus terrestris at JoVE.com

A Novel Behavioral Assay to Investigate Gustatory Responses of Individual, Freely-moving Bumble Bees Bombus terrestris

A novel behavioral assay is described for investigating the short term gustatory responses of the mouthparts of freely-moving bumble bees (Bombus terrestris) toward nutrients and toxins in solution.

رواية السلوكية الفحص المعنية بالتحقيق في الردود ذوقي الفردي، بحرية يتحرك النحل تلعثم (<em&gt; Bombus تيريستريس</em&gt;)

Generalist pollinators like the buff-tailed bumble bee, Bombus terrestris, encounter both nutrients and toxins in the floral nectar they collect from ...

a-novel-behavioral-assay-to-investigate-gustatory-responses

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Novel Behavioral Assay to Investigate Gustatory Responses of Individual, Freely-moving Bumble Bees (Bombus terrestris)

8.6K Views.  Newcastle University. A novel behavioral assay is described for investigating the short term gustatory responses of the mouthparts of freely-moving bumble bees (Bombus terrestris) toward nutrients and toxins in solution. 

Video: A Novel Behavioral Assay to Investigate Gustatory Responses of Individual, Freely-moving Bumble Bees Bombus terrestris

A Wind Tunnel for Odor Mediated Insect Behavioural Assays

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study insect chemical ecology. Insects can locate point sources in a three-dimensional environment through the sensory interaction and sophisticated behavior. The quantification of this behavior is a key element in the development of new tools for pest control and decision support. A wind tunnel with a suitable flight section with laminar air flow, visual cues for in-flight feedback and a variety of options for the application of odors can be used to measure complex behaviour which subsequently may allow the identification of attractive or repellent odors, insect flight characteristics, visual-odor interactions and interactions between attractants and odors lingering as background odors in the environment. A wind tunnel holds the advantage of studying the odor mediated behavioural repertoire of an insect in a laboratory setting. Behavioural measures in a controlled setting provide the link between the insect physiology and field application. A wind tunnel must be a flexible tool and should easily support the changes to setup and hardware to fit different research questions. The major disadvantage to the wind tunnel setup described here, is the clean odor background which necessitates special attention when developing a synthetic volatile blend for field application.

Here, we describe the construction and use of a wind tunnel for odor mediated behavioural assays with insects. The wind tunnel design facilitates the release of odor sources by several methods, with and without visual stimuli. Wind tunnel experiments are important methods to identify behaviorally active volatile chemicals.

نفق الرياح لرائحة بوساطة الحشرات فحوصات السلوكية

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study ...

Behavior

Vertical T-maze Choice Assay for Arthropod Response to Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, various technologies are being developed as control tools. A subset of these tools focuses on modifying the behavior of arthropods by attraction or repulsion. Therefore, arthropods are often the focus of behavioral investigations. Various tools have been developed to measure arthropod behavior, including wind tunnels, flight mills, servospheres, and various types of olfactometers. The purpose of these tools is to measure insect or arachnid response to visual or more often olfactory cues. The vertical T-maze oflactometer described here measures choices performed by insects in response to attractants or repellents. It is a high throughput assay device that takes advantage of the positive phototaxis (attraction to light) and negative geotaxis (tendency to walk or fly upward) exhibited by many arthropods. The olfactometer consists of a 30 cm glass tube that is divided in half with a Teflon strip forming a T-maze. Each half serves as an arm of the olfactometer enabling the test subjects to make a choice between two potential odor fields in assays involving attractants. In assays involving repellents, lack of normal response to known attractants can also be measured as a third variable.

A vertical, T-maze olfactometer is described for assaying the behavioral response of arthropods. The olfactometer allows the experimenter to measure choices performed by test subjects when subjected to two potential odor fields. Both attraction to and repulsion from odorants can be measured with this device.

الفحص العمودي اختيار T-متاهة للاستجابة لالمفصلي Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, ...

RNAi-mediated Double Gene Knockdown and Gustatory Perception Measurement in Honey Bees (Apis mellifera)

This video demonstrates novel techniques of RNA interference (RNAi) which downregulate two genes simultaneously in honey bees using double-stranded RNA (dsRNA) injections. It also presents a protocol of proboscis extension response (PER) assay for measuring gustatory perception.	
	RNAi-mediated gene knockdown is an effective technique downregulating target gene expression. This technique is usually used for single gene manipulation, but it has limitations to detect interactions and joint effects between genes. In the first part of this video, we present two strategies to simultaneously knock down two genes (called double gene knockdown). We show both strategies are able to effectively suppress two genes, vitellogenin (vg) and ultraspiracle (usp), which are in a regulatory feedback loop. This double gene knockdown approach can be used to dissect interrelationships between genes and can be readily applied in different insect species.	
	The second part of this video is a demonstration of proboscis extension response (PER) assay in honey bees after the treatment of double gene knockdown. The PER assay is a standard test for measuring gustatory perception in honey bees, which is a key predictor for how fast a honey bee's behavioral maturation is. Greater gustatory perception of nest bees indicates increased behavioral development which is often associated with an earlier age at onset of foraging and foraging specialization in pollen. In addition, PER assay can be applied to identify metabolic states of satiation or hunger in honey bees. Finally, PER assay combined with pairing different odor stimuli for conditioning the bees is also widely used for learning and memory studies in honey bees.

RNAi-mediated Double Gene Knockdown and Gustatory Perception Measurement in Honey Bees Apis mellifera

In this protocol, we describe two strategies that simultaneously suppress two genes (double gene knockdown) in honey bees. Then we present how to use the proboscis extension response (PER) assay to study the effect of double gene knockdown on honey bee gustatory perception.

رني بوساطة ضربة قاضية جين مزدوجة وذوقي قياس مدركات في عسل النحل (<em&gt; mellifera أبيس</em&gt;)

This video demonstrates novel techniques of RNA  interference (RNAi) which downregulate two genes simultaneously in honey bees  using double-stranded RNA ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

واحدة ذبابة الفحص لسلوك البحث عن الطعام في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

A Proboscis Extension Response Protocol for Investigating Behavioral Plasticity in Insects: Application to Basic, Biomedical, and Agricultural Research

Insects modify their responses to stimuli through experience of associating those stimuli with events important for survival (e.g., food, mates, threats). There are several behavioral mechanisms through which an insect learns salient associations and relates them to these events. It is important to understand this behavioral plasticity for programs aimed toward assisting insects that are beneficial for agriculture. This understanding can also be used for discovering solutions to biomedical and agricultural problems created by insects that act as disease vectors and pests. The Proboscis Extension Response (PER) conditioning protocol was developed for honey bees (Apis mellifera) over 50 years ago to study how they perceive and learn about floral odors, which signal the nectar and pollen resources a colony needs for survival. The PER procedure provides a robust and easy-to-employ framework for studying several different ecologically relevant mechanisms of behavioral plasticity. It is easily adaptable for use with several other insect species and other behavioral reflexes. These protocols can be readily employed in conjunction with various means for monitoring neural activity in the CNS via electrophysiology or bioimaging, or for manipulating targeted neuromodulatory pathways. It is a robust assay for rapidly detecting sub-lethal effects on behavior caused by environmental stressors, toxins or pesticides.
We show how the PER protocol is straightforward to implement using two procedures. One is suitable as a laboratory exercise for students or for quick assays of the effect of an experimental treatment. The other provides more thorough control of variables, which is important for studies of behavioral conditioning. We show how several measures for the behavioral response ranging from binary yes/no to more continuous variable like latency and duration of proboscis extension can be used to test hypotheses. And, we discuss some pitfalls that researchers commonly encounter when they use the procedure for the first time.

The Proboscis Extension Response (PER) conditioning protocol, developed for the honey bee (Apis mellifera), provides an ecologically-relevant and easily quantifiable means for studying several different mechanisms of learning in many insect species.

بروتوكول الاستجابة ململة الإرشاد للتحقيق اللدونة السلوكية في الحشرات: تطبيق لالأساسية، الطبية الحيوية، والبحوث الزراعية

Insects modify their responses to stimuli through experience of associating those stimuli with events important for survival (e.g., food, mates, threats). ...

Testing Drosophila Olfaction with a Y-maze Assay

Detecting signals from the environment is essential for animals to ensure their survival. To this aim, they use environmental cues such as vision, mechanoreception, hearing, and chemoperception through taste, via direct contact or through olfaction, which represents the response to a volatile molecule acting at longer range. Volatile chemical molecules are very important signals for most animals in the detection of danger, a source of food, or to communicate between individuals. Drosophila melanogaster is one of the most common biological models for scientists to explore the cellular and molecular basis of olfaction. In order to highlight olfactory abilities of this small insect, we describe a modified choice protocol based on the Y-maze test classically used with mice. Data obtained with Y-mazes give valuable information to better understand how animals deal with their perpetually changing environment. We introduce a step-by-step protocol to study the impact of odorants on fly exploratory response using this Y-maze assay.

Testing Drosophila Olfaction with a Y-maze Assay

We present a choice test to reveal the influence of odorants on Drosophila behavior using a Y-maze assay.

تجريب<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الشم مع الفحص Y-المتاهة

Detecting signals from the environment is essential for animals to ensure their survival. To this aim, they use environmental cues such as vision, ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

عالية الدقة الكمي للسلوك رائحة الموجهة في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; استخدام<em&gt; Flywalk</em&gt; بارادايم

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

طعم الفحص تفضيل الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

رواية الفحص لالباردة حس الألم في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

New Methods to Study Gustatory Coding

The sense of taste allows animals to detect chemicals in the environment, giving rise to behaviors critical for survival. When Gustatory Receptor Neurons (GRNs) detect tastant molecules, they encode information about the identity and concentration of the tastant as patterns of electrical activity that then propagate to follower neurons in the brain. These patterns constitute internal representations of the tastant, which then allow the animal to select actions and form memories. The use of relatively simple animal models has been a powerful tool to study basic principles in sensory coding. Here, we propose three new methods to study gustatory coding using the moth Manduca sexta. First, we present a dissection procedure for exposing the maxillary nerves and the subesophageal zone (SEZ), allowing recording of the activity of GRNs from their axons. Second, we describe the use of extracellular electrodes to record the activity of multiple GRNs by placing tetrode wires directly into the maxillary nerve. Third, we present a new system for delivering and monitoring, with high temporal precision, pulses of different tastants. These methods allow the characterization of neuronal responses in vivo directly from GRNs before, during and after tastants are delivered. We provide examples of voltage traces recorded from multiple GRNs, and present an example of how a spike sorting technique can be applied to the data to identify the responses of individual neurons. Finally, to validate our recording approach, we compare extracellular recordings obtained from GRNs with tetrodes to intracellular recordings obtained with sharp glass electrodes.

We present three new methods to study gustatory coding. Using a simple animal, the moth Manduca sexta (Manduca), we describe a dissection protocol, the use of extracellular tetrodes to record the activity of multiple gustatory receptor neurons, and a system for delivering and monitoring precisely timed pulses of tastants.

طرق جديدة لدراسة الترميز الذوقي

The sense of taste allows animals to detect chemicals in the environment, giving rise to behaviors critical for survival. When Gustatory Receptor Neurons ...

رواية السلوكية الفحص المعنية بالتحقيق في الردود ذوقي الفردي، بحرية يتحرك النحل تلعثم (

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

نفق الرياح لرائحة بوساطة الحشرات فحوصات السلوكية

الفحص العمودي اختيار T-متاهة للاستجابة لالمفصلي Odorants

رني بوساطة ضربة قاضية جين مزدوجة وذوقي قياس مدركات في عسل النحل (

واحدة ذبابة الفحص لسلوك البحث عن الطعام في

بروتوكول الاستجابة ململة الإرشاد للتحقيق اللدونة السلوكية في الحشرات: تطبيق لالأساسية، الطبية الحيوية، والبحوث الزراعية

تجريب

عالية الدقة الكمي للسلوك رائحة الموجهة في

طعم الفحص تفضيل الكبار

رواية الفحص لالباردة حس الألم في

طرق جديدة لدراسة الترميز الذوقي