We thank Drs. Alison Heffer and Yong Lu for setting up the microinjection apparatus and sharing their invaluable knowledge and experience with insect RNAi. This work was supported by the National Institutes of Health (R01GM113230 to L.P.).

The authors have nothing to disclose.

في حين تم وضع عدد قليل من النظم نموذج متطورة (الفئران والذباب والديدان) خلال القرن ال 20، وشهد القرن الحادي و21 موجة من أنظمة الحيوانات الجديدة التي يجري تطويرها في المختبرات في جميع أنحاء العالم. هذه النظم الجديدة تسمح للعلماء لمعالجة المقارنة، أسئل?...

في عام 1998، وذكرت النار وميلو أن RNA المزدوج تقطعت بهم السبل (الرنا المزدوج الجديلة) يمكن أن تحدث تثبيط وظيفة الجينات في انواع معينة ايليجانس 1. وقد سمي هذا الرد الناجمة عن الرنا المزدوج الجديلة تدخل الحمض النووي الريبي (رني)، وتقارير عن هذا إسكات الجينات بوساطة رني يجب الحفاظ على الحيوانات والنباتات والفطريات 2-7. في النباتات وبعض الحيوانات، وظائف رني للنظام، وهذا يعني أن التأثير يمكن أن تنتشر إلى خلايا أخرى / الأنسجة حيث لا يتم إدخال الرنا المزدوج الجديلة مباشرة (إعادة النظر في 10/8). وحقق العلماء استخدام هذا الرد رني الخلوية المحلية من خلال تصميم dsRNAs لاستهداف الجينات في المصالح، وبالتالي هدم وظيفة الجينات دون التلاعب مباشرة الجينوم (إعادة النظر في 11-14). رني هو أداة قوية للدراسات وظيفية بسبب المزايا التالية. أولا، حتى مع الحد الأدنى من المعلومات تسلسل الجينات، والجين يمكن المستهدفة باستخدام رني. وهذا أمر مهم خاصة بالنسبة للشارعudies من الكائنات غير النموذجية تفتقر إلى بيانات الجينوم أو transcriptomic. ثانيا، في الكائنات الحية حيث الاستجابة رني هي المنهجية بقوة، ضربة قاضية الجينات بوساطة رني لا يمكن أن يؤديها في أي مرحلة تنموية تقريبا. هذه الميزة مفيدة جدا لدراسة وظيفة الجينات عديد المظاهر. ثالثا، في بعض الحالات، انتشرت آثار رني إلى الغدد التناسلية وذرية، مثل ذلك مع مراعاة الظواهر في ذرية 15،16. هذه الظاهرة، والمعروفة باسم الوالدين رني (pRNAi)، هو مفيد خاصة للجينات تؤثر على نمو الأجنة، والعديد من ذرية المنتجة من قبل أحد الوالدين حقن واحد يمكن فحص دون التلاعب المباشر من البيض. لهذه الأسباب، pRNAi هو الأسلوب المفضل. ومع ذلك، إذا pRNAi غير فعال، على سبيل المثال عن الجينات اللازمة لمراحل تكوين البويضات، ثم الجنينية رني (eRNAi) يجب أن تستخدم. رابعا، رني يمكن استخدامه لتوليد ما يعادل سلسلة أليلية في أن كمية الرنا المزدوج الجديلة تسليمها يمكن أن تختلف على نطاق ولإنتاج ضعيف إلى عيوب قوية. مثل هذا التدرج من الظواهر يمكن أن تكون مفيدة لفهم وظيفة الجينات عندما تشارك الجينات في عملية معقدة و / أو فقدان كامل للوظيفة غير قاتلة. خامسا، تسليم الرنا المزدوج الجديلة من السهل والممكن بصفة عامة، وخاصة في الحيوانات تظهر ردود رني النظامية قوية. ويمكن إدخال الرنا المزدوج الجديلة بواسطة حقن مكروي 1،5، والتغذية / ابتلاع 17،18، تمرغ، 19،20 وفيروس / بوساطة البكتيريا تسليم 21،22. سادسا، خلافا لبعض الجينات أساليب الاستهداف / والتحرير، وليس هناك حاجة للكشف عن الكائنات الحية التي تحمل طفرة أو لتنفيذ الصلبان الوراثية لتوليد الزيجوت المتماثلة الألائل عند استخدام رني. ولذلك، بالمقارنة مع العديد من التقنيات الأخرى لدراسة وظيفة الجين، رني هو سريعة وغير مكلفة، ويمكن تطبيقها للشاشات واسعة النطاق 23-25. الأداة المساعدة واسعة من رني توفر الوسائل اللازمة لتنفيذ الدراسات الفنية في مجموعة واسعة من الكائنات الحية، وتوسيع نطاق الأنواع المتاحة للدراسة beyonد نظم نموذج التقليدية التي وضعت أدوات الوراثية. على سبيل المثال، هناك حاجة لدراسات استخدام أنظمة غير النموذجية لإعطاء نظرة ثاقبة لتطور الجينات وشبكات الجينات من خلال مقارنة وظائف orthologs من الأنواع التي تمثل انماط التنمية المختلفة أو اظهار معالم شكلية متميزة 26-29. وهذه الأنواع من الدراسات توفير فهم أفضل للتنوع البيولوجي، مع آثار لبحث كلا التطبيقية والأساسية. كونها أكبر مجموعة الحيوانات على كوكب الأرض، وتوفر الحشرات فرصة عظيمة لاستكشاف آليات التنوع الكامن. بالإضافة إلى ذلك، الحشرات عموما صغيرة، لها دورة حياة قصيرة، وخصوبة عالية، وسهلة الخلفي في المختبر. في العقدين الماضيين، تم تطبيقه بنجاح رني في الحشرات التي تغطي أوامر، بما في ذلك ذوات الجناحين (الذباب الحقيقي) 5، وقشريات الجناح (الفراشات والعث) 30، مغمدات (الخنافس) 16،31، غشائية الأجنحة (sawfالأكاذيب والدبابير والنمل والنحل) 32، نصفيات الجناح (البق الحقيقي)، Isoptera (النمل الأبيض) 34، Blattodea (الصراصير) 35، مستقيمات الأجنحة (الصراصير والجنادب والجراد، وkatydids) 36 و Phthiraptera (القمل) 37. وقد وفرت التطبيق الناجح لرني البيانات الوظيفية للدراسات الزخرفة في مرحلة التطور الجنيني المبكر (الأمامي الخلفي محور 32، الظهري البطني محور 28، وتجزئة 26،38)، تحديد الجنس 39،40، كيتين / بشرة الحيوي 41، إكديسون إشارات 42، السلوك الاجتماعي 43، وأكثر من ذلك. طرق رني تطويرها لأنواع الحشرات المختلفة قد تكون ذات فائدة إضافية في أنها من المحتمل أن تكون مفيدة لمكافحة الآفات (إعادة النظر في 44-46). آثار رني سيكون الجينات المحددة، فضلا عن الأنواع الخاصة، طالما يتم اختيار المناطق غير المحفوظة للاستهداف. لأنواع الحشرات النافعة مثل النحل ودودة القز، واستهداف الجينات الحيوية للبقاءالفيروسات أو الطفيليات للسيطرة على العدوى قد توفر استراتيجية جديدة لحماية هذه الأنواع 47،48. Dermestes المبقعة (د المبقعة)، والاسم الشائع اخفاء خنفساء، وتوزع في جميع أنحاء العالم باستثناء القارة القطبية الجنوبية. كما حشرة كاملة الانسلاخ، وتشمل دورة حياة د. المبقعة الجنينية، اليرقات، العذراء، ومراحل الكبار (الشكل 1). لأنها تتغذى على اللحم، ويستخدم د. المبقعة في المتاحف لأصبح هيكل الحيوانات النافقة، ويمكن أن علماء الحشرات في الطب الشرعي استخدامها لتقدير وقت الوفاة 49،50. د. المبقعة يتغذى على المنتجات الحيوانية بما في ذلك الجثث واللحوم المجففة، والجبن، والشرانق / شرانق من الحشرات الأخرى، وبالتالي يسبب ضررا للأسر، المواد الغذائية المخزنة، والحرير، والجبن، وصناعات اللحوم 51،52. يمكن تطبيق رني في هذا خنفساء توفير وسيلة فعالة وصديقة للبيئة لتقليل أثرها الاقتصادي. وقد استخدمت لدينا مختبر د. المبقعة باعتباره م جديدمركز Odel الحشرات لدراسة تجزئة 53. بالإضافة إلى كونها قابلة للتربية مختبر، D. المبقعة هو من مصلحة للبحوث الأساسية كما هو مطور المتوسطة الجرثومية، مما يجعل من الأنواع المفيدة لدراسة الانتقال بين القصير والتنمية الجرثومية منذ فترة طويلة. <img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/54976/54976fig1.jpg" /> الشكل 1: دورة الحياة من د. المبقعة. الصور دال المبقعة في مراحل الحياة المختلفة، كما هو محدد. دورة الحياة من البيض إلى الكبار يأخذ ثلاثة أسابيع عند 30 درجة مئوية لكن أطول في درجات حرارة منخفضة. (A، F) الأجنة وضعت حديثا هي بيضاء للضوء الأصفر والبيضاوي، وحوالي 1.5 ملم في الطول. التخلق يأخذ ~ 55 ساعة على 30 درجة مئوية. (B، C و G) يرقات ديك المشارب اللون الغامق ومغطاة setae. اليرقات تذهب من خلال عدة أطوار اعتمادا على البيئة وطولها يمكن أن تمتد إلى أكثر من 1 سم. (D، H) </strأونج&gt; الشرانق الشباب هم الأصفر الفاتح. التشرنق يأخذ ~ 5-7 أيام عند 30 درجة مئوية. (E، I) بعد فترة وجيزة من eclosion، يظهر تصبغ الظلام على الجسم خنفساء الكبار. يمكن للبالغين ترقى إلى عدة أشهر، واحدة من الإناث يمكن أن تضع مئات من الأجنة خلال حياتها. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54976/54976fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> في وقت سابق، وأظهرت لنا أن رني فعالة فى اسقاط وظيفة الجين في D. المبقعة 53. هنا يتم تقاسم خبرتنا تربية المستعمرات D. المبقعة في المختبر جنبا إلى جنب مع بروتوكولات خطوة بخطوة لكلا الجنينية أبوي ورني انشاء والحقن، والرعاية بعد الحقن، وتحليل المظهري. ضربة قاضية وتحليل أساليب الجينات بوساطة الرنا المزدوج الجديلة قدم هنا لا توفر فقط معلومات مفصلة عن معالجة المسائل في D. المبقعة، ولكن أيضا لها أهمية المحتملة FOص تطبيق رني في غير النموذجية خنفساء / أنواع الحشرات الأخرى.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Dermestes maculatus&lt;/em&gt; live beetles</td><td>Our lab or Carolina Biological Supply</td><td>#144168</td><td>Our lab strain was verified by COI barcoding; strain variation from Carolina cannot be ruled out</td></tr><tr><td>Wet cat food</td><td>Fancy Feast</td><td></td><td>Chunks of meat with gravy. Can buy at most pet food and grocery stores</td></tr><tr><td>Dry dog food</td><td>Purina Puppy Chow</td><td></td><td>Can buy at most pet food and grocery stores</td></tr><tr><td>Insect cage (size medium, 30.5 x 19 x 20.3 cm)</td><td>Exo Terra</td><td>PT2260</td><td>For colony maintenance. Can use larger cage if needed</td></tr><tr><td>Insect cage (size mini, 17.8 x 10.2 x 12.7 cm)</td><td>Exo Terra</td><td>PT2250</td><td>For embryo collection</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>VWR</td><td>89038-968</td><td></td></tr><tr><td>Cotton ball</td><td>Fisher</td><td>22-456-883</td><td></td></tr><tr><td>Megascript T7 transcription kit</td><td>Fisher</td><td>AM1334</td><td>For 40 reactions</td></tr><tr><td>Pneumatic pump</td><td>WPI</td><td>PV830</td><td></td></tr><tr><td>Capillary holder</td><td>WPI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>NARISHIGE</td><td>MN-151</td><td></td></tr><tr><td>Black filter paper (90&amp;nbsp;mm)</td><td>VWR</td><td>28342-010</td><td></td></tr><tr><td>Food coloring (green)</td><td>McCormick</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillary</td><td>Hilgenberg</td><td>1406119</td><td></td></tr><tr><td>Needle puller (micropipette puller)</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Microscope glass slide</td><td>WorldWide Life Sciences Division</td><td>41351157</td><td></td></tr><tr><td>Sealing film (Parafilm M)</td><td>Fisher</td><td>13-374-12</td><td></td></tr><tr><td>Model 801 Syringe (10&amp;nbsp;&amp;micro;l)</td><td>Hamilton</td><td>7642-01</td><td></td></tr><tr><td>Needle (32-gauge)&amp;nbsp;</td><td>Hamilton</td><td>7762-05</td><td></td></tr><tr><td>Fixation Solution (Pampel&#039;s)</td><td>BioQuip Products, Inc.</td><td>1184C</td><td>Toxic, needs to be handled in fume hood</td></tr><tr><td>Forcep (DUMONT #5)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-30</td><td></td></tr><tr><td>Cover slip (24 x 50 mm, No. 1.5)</td><td>Globe Scientific</td><td>1415-15</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Femtotips Microloader pipette tip</td><td>Fisher</td><td>E5242956003</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscopy for embryo injection</td><td>Leica</td><td>M420</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscopy for larval phenotypic visualization</td><td>Zeiss</td><td>SteREO Discover. V12</td><td></td></tr><tr><td>DIC microscopy</td><td>Zeiss</td><td>AXIO Imager. M1</td><td></td></tr></tbody></table>

rearing and double-stranded rna-mediated gene knockdown in the hide beetle, dermestes maculatus

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.

وقد استخدم مختبر المؤلفين تكنولوجيا رني لدراسة تطور وظيفي من الجينات التي تنظم تجزئة في الحشرات 53،55. في حين تتم تجزئة كل الحشرات، ويبدو أن الجينات التي تنظم هذه العملية قد اختلفت خلال الإشعاعات الحشرات 26،38،56-63. حددت شاشات الوراثية في ?...

Watch this Scientific Journal Video about Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus at JoVE.com

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

هنا، نقدم بروتوكولات للتربية وخنفساء المتوسطة الجرثومية، Dermestes المبقعة (د المبقعة) في المختبر. نحن أيضا مشاركة بروتوكولات لرني الجنينية والوالدين وطرق تحليل الظواهر الجنينية لدراسة وظيفة الجينات في هذه الأنواع.

تربية ومزدوجة الذين تقطعت بهم السبل بوساطة الحمض النووي الريبي الجينات ضربة قاضية في إخفاء بيتل،<em&gt; Dermestes المبقعة</em

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative ...

rearing-double-stranded-rna-mediated-gene-knockdown-hide-beetle

Research

JoVE Journal

Genetics

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

10.6K Views.  University of Maryland.  هنا، نقدم بروتوكولات للتربية وخنفساء المتوسطة الجرثومية، Dermestes المبقعة (د المبقعة) في المختبر. نحن أيضا مشاركة بروتوكولات لرني الجنينية والوالدين وطرق تحليل الظواهر الجنينية لدراسة وظيفة الجينات في هذه الأنواع. 

Video: Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

RNA Interference in Aquatic Beetles as a Powerful Tool for Manipulating Gene Expression at Specific Developmental Time Points

RNA interference (RNAi) remains a powerful technique that allows for the targeted reduction of gene expression through mRNA degradation. This technique is applicable to a wide variety of organisms and is highly efficient in the species-rich order Coleoptera (beetles). Here, we summarize the necessary steps for developing this technique in a novel organism and illustrate its application to the different developmental stages of the aquatic diving beetle Thermonectus marmoratus. Target gene sequences can be obtained cost-effectively through the assembly of transcriptomes against a close relative with known genomics or de novo. Candidate gene cloning utilizes a specific cloning vector (the pCR4-TOPO plasmid), which allows the synthesis of double-stranded RNA (dsRNA) for any gene with the use of a single common primer. The synthesized dsRNA can be injected into either embryos for early developmental processes or larvae for later developmental processes. We then illustrate how RNAi can be injected into aquatic larvae using immobilization in agarose. To demonstrate the technique, we provide several examples of RNAi experiments, generating specific knockdowns with predicted phenotypes. Specifically, RNAi for the tanning gene laccase2 leads to cuticle lightening in both larvae and adults, and RNAi for the eye pigmentation gene white produces a lightening/lack of pigmentation in eye tubes. In addition, the knockdown of a key lens protein leads to larvae with optical deficiencies and a reduced ability to hunt prey. Combined, these results exemplify the power of RNAi as a tool for investigating both morphological patterning and behavioral traits in organisms with only transcriptomic databases.

RNA interference is a widely applicable, powerful technique for manipulating gene expression at specific developmental stages. Here, we describe the necessary steps for implementing this technique in the aquatic diving beetle Thermonectus marmoratus, from the acquisition of gene sequences to the knockdown of genes that affect structure or behavior.

تدخل الحمض النووي الريبي في الخنافس المائية كأداة قوية للتلاعب التعبير الجيني في نقاط زمنية تنموية محددة

RNA interference (RNAi) remains a powerful technique that allows for the targeted reduction of gene expression through mRNA degradation. This technique is ...

Environment

RNAi-mediated Double Gene Knockdown and Gustatory Perception Measurement in Honey Bees (Apis mellifera)

This video demonstrates novel techniques of RNA interference (RNAi) which downregulate two genes simultaneously in honey bees using double-stranded RNA (dsRNA) injections. It also presents a protocol of proboscis extension response (PER) assay for measuring gustatory perception.	
	RNAi-mediated gene knockdown is an effective technique downregulating target gene expression. This technique is usually used for single gene manipulation, but it has limitations to detect interactions and joint effects between genes. In the first part of this video, we present two strategies to simultaneously knock down two genes (called double gene knockdown). We show both strategies are able to effectively suppress two genes, vitellogenin (vg) and ultraspiracle (usp), which are in a regulatory feedback loop. This double gene knockdown approach can be used to dissect interrelationships between genes and can be readily applied in different insect species.	
	The second part of this video is a demonstration of proboscis extension response (PER) assay in honey bees after the treatment of double gene knockdown. The PER assay is a standard test for measuring gustatory perception in honey bees, which is a key predictor for how fast a honey bee's behavioral maturation is. Greater gustatory perception of nest bees indicates increased behavioral development which is often associated with an earlier age at onset of foraging and foraging specialization in pollen. In addition, PER assay can be applied to identify metabolic states of satiation or hunger in honey bees. Finally, PER assay combined with pairing different odor stimuli for conditioning the bees is also widely used for learning and memory studies in honey bees.

RNAi-mediated Double Gene Knockdown and Gustatory Perception Measurement in Honey Bees Apis mellifera

In this protocol, we describe two strategies that simultaneously suppress two genes (double gene knockdown) in honey bees. Then we present how to use the proboscis extension response (PER) assay to study the effect of double gene knockdown on honey bee gustatory perception.

رني بوساطة ضربة قاضية جين مزدوجة وذوقي قياس مدركات في عسل النحل (<em&gt; mellifera أبيس</em&gt;)

This video demonstrates novel techniques of RNA  interference (RNAi) which downregulate two genes simultaneously in honey bees  using double-stranded RNA ...

Neuroscience

Electroporation-mediated RNA Interference Method in Odonata

Dragonflies and damselflies (order Odonata) represent one of the most ancestral insects with metamorphosis, in which they change their habitat, morphology, and behavior drastically from aquatic larvae to terrestrial/aerial adults without pupal stage. Odonata adults have a well-developed color vision and show a remarkable diversity in body colors and patterns across sexes, stages, and species. While many ecological and behavioral studies on Odonata have been conducted, molecular genetic studies have been scarce mainly due to the difficulty in applying gene functional analysis to Odonata. For instance, RNA interference (RNAi) is less effective in the Odonata, as reported in the Lepidoptera. To overcome this problem, we successfully established an RNAi method combined with in vivo electroporation. Here we provide a detailed protocol including a video of the electroporation-mediated RNAi method as follows: preparation of larvae, species identification, preparation of dsRNA/siRNA solution and injection needles, ice-cold anesthesia of larvae, dsRNA/siRNA injection, in vivo electroporation, and individual rearing until adult emergence. The electroporation-mediated RNAi method is applicable to both damselflies (suborder Zygoptera) and dragonflies (suborder Anisoptera). In this protocol, we present the methods for the blue-tailed damselfly Ischnura senegalensis (Coenagrionidae) as an example of damselfly species and the pied skimmer dragonfly Pseudothemis zonata (Libellulidae) as another example of dragonfly species. As representative examples, we show the results of RNAi targeting the melanin synthesis gene multicopper oxidase 2. This RNAi method will facilitate understanding of various gene functions involved in metamorphosis, morphogenesis, color pattern formation, and other biological features of Odonata. Moreover, this protocol may be generally applicable to non-model organisms in which RNAi is less effective in gene suppression due to the inefficiency and low penetrance.

We provide a detailed protocol for electroporation-mediated RNA interference in insects of the order Odonata (dragonflies and damselflies) using the blue-tailed damselfly (Ischnura senegalensis: Coenagironidae: Zygoptera) and the pied skimmer dragonfly (Pseudothemis zonata: Libellulidae: Anisoptera).

طريقة تدخل الحمض النووي الريبي بوساطة كهربائية في أودوناتا

Dragonflies and damselflies (order Odonata) represent one of the most ancestral insects with metamorphosis, in which they change their habitat, ...

Developmental Biology

Applications of RNA Interference in American Cockroach

Cockroaches, a sanitary pest, are essential species in insect developmental and metamorphic studies due to their easy feeding and hemimetabolous characteristics. Altogether with well-annotated genome sequences, these advantages have made American cockroach, Periplaneta americana, an important hemimetabolous insect model. Limited by the shortage of knockout strategy, effective RNA interference (RNAi)-based gene knockdown becomes an indispensable technique in functional gene research of P. americana. The present protocol describes the RNAi operation techniques in P. americana. The protocol includes (1) selection of the P. americana at proper developmental stages, (2) preparation for the injection setting, (3) dsRNA injection, and (4) gene knockdown efficiency detection. RNAi is a powerful reverse genetic tool in P. americana. The majority of P. americana tissues are sensitive to extracellular dsRNA. Its simplicity allows researchers to quickly obtain dysfunctional phenotypes under one or multiple targeting dsRNA injections, enabling researchers to better use the P. americana for developmental and metamorphic studies.

The present protocol describes step-by-step guidelines for the RNAi operation techniques in P. americana.

تطبيقات تدخل الحمض النووي الريبي في الصرصور الأمريكي

Cockroaches, a sanitary pest, are essential species in insect developmental and metamorphic studies due to their easy feeding and hemimetabolous ...

RNAi Interference by dsRNA Injection into Drosophila Embryos

Genetic screening is one of the most powerful methods available for gaining insights into complex biological process 1. Over the years many improvements and tools for genetic manipulation have become available in Drosophila 2. Soon after the initial discovery by Frie and Mello 3 that double stranded RNA can be used to knockdown the activity of individual genes in Caenorhabditis elegans, RNA interference (RNAi) was shown to provide a powerful reverse genetic approach to analyze gene functions in Drosophila organ development 4, 5.
Many organs, including lung, kidney, liver, and vascular system, are composed of branched tubular networks that transport vital fluids or gases 6, 7. The analysis of Drosophila tracheal formation provides an excellent model system to study the morphogenesis of other tubular organs 8. The Berkeley Drosophila genome project has revealed hundreds of genes that are expressed in the tracheal system. To study the molecular and cellular mechanism of tube formation, the challenge is to understand the roles of these genes in tracheal development. Here, we described a detailed method of dsRNA injection into Drosophila embryo to knockdown individual gene expression. We successfully knocked down endogenous dysfusion(dys) gene expression by dsRNA injection. Dys is a bHLH-PAS protein expressed in tracheal fusion cells, and it is required for tracheal branch fusion 9, 10. dys-RNAi completely eliminated dys expression and resulted in tracheal fusion defect. This relatively simple method provides a tool to identify genes requried for tissure and organ development in Drosophila.

RNAi Interference by dsRNA Injection into Drosophila Embryos

RNA interference has been proven very effective to analyze gene function in Drosophila tracheal development. A detailed protocol used by Jiang lab to inject dsRNA into fly embryos to knockdown gene expression is illustrated. This technique has the potential for screening genes required for tissue and organ development in Drosophila.

رني التدخل عن طريق الحقن في الرنا المزدوج الجديلة ذبابة الفاكهة الأجنة

Genetic screening is one of the most powerful methods available for gaining insights into complex biological process 1. Over the years many improvements ...

Biology

RNAi Mediated Gene Knockdown and Transgenesis by Microinjection in the Necromenic Nematode Pristionchus pacificus

Although it is increasingly affordable for emerging model organisms to obtain completely sequenced genomes, further in-depth gene function and expression analyses by RNA interference and stable transgenesis remain limited in many species due to the particular anatomy and molecular cellular biology of the organism. For example, outside of the crown group Caenorhabditis that includes Caenorhabditis elegans3, stably transmitted transgenic lines in non-Caenorhabditis species have not been reported in this specious phylum (Nematoda), with the exception of Strongyloides stercoralis4 and Pristionchus pacificus5. To facilitate the expanding role of P. pacificus in the study of development, evolution, and behavior6-7, we describe here the current methods to use microinjection for making transgenic animals and gene knock down by RNAi. Like the gonads of C. elegans and most other nematodes, the gonads of P. pacificus is syncitial and capable of incorporating DNA and RNA into the oocytes when delivered by direct microinjection. Unlike C. elegans however, stable transgene inheritance and somatic expression in P. pacificus requires the addition of self genomic DNA digested with endonucleases complementary to the ends of target transgenes and coinjection markers5. The addition of carrier genomic DNA is similar to the requirement for transgene expression in Strongyloides stercoralis4 and in the germ cells of C. elegans. However, it is not clear if the specific requirement for the animals' own genomic DNA is because P. pacificus soma is very efficient at silencing non-complex multi-copy genes or that extrachromosomal arrays in P. pacificus require genomic sequences for proper kinetochore assembly during mitosis. The ventral migration of the two-armed (didelphic) gonads in hermaphrodites further complicates the ability to inject both gonads in individual worms8. We also demonstrate the use of microinjection to knockdown a dominant mutant (roller,tu92) by injecting double-stranded RNA (dsRNA) into the gonads to obtain non-rolling F1 progeny. Unlike C. elegans, but like most other nematodes, P. pacificus PS312 is not receptive to systemic RNAi via feeding and soaking and therefore dsRNA must be administered by microinjection into the syncitial gonads. In this current study, we hope to describe the microinjection process needed to transform a Ppa-egl-4 promoter::GFP fusion reporter and knockdown a dominant roller prl-1 (tu92) mutant in a visually informative protocol.

RNAi Mediated Gene Knockdown and Transgenesis by Microinjection in the Necromenic Nematode Pristionchus pacificus

In model organisms, transgenesis can manipulate gene functions while RNAi can knockdown specific mRNA transcripts 1-2. This protocol aims to illustrate the techniques needed to introduce stably transmitted DNA and transient double stranded RNA into the necromenic nematode Pristionchus pacificus for studies in evolutionary, developmental, and behavioral biology.

وساطة رني ضربة قاضية بواسطة الجينات وTransgenesis Microinjection في نيماتودا Necromenic Pristionchus pacificus</em

Although it is increasingly affordable for emerging model organisms to obtain completely sequenced genomes, further in-depth gene function and expression ...

Large-scale Gene Knockdown in C. elegans Using dsRNA Feeding Libraries to Generate Robust Loss-of-function Phenotypes

RNA interference by feeding worms bacteria expressing dsRNAs has been a useful tool to assess gene function in C. elegans. While this strategy works well when a small number of genes are targeted for knockdown, large scale feeding screens show variable knockdown efficiencies, which limits their utility. We have deconstructed previously published RNAi knockdown protocols and found that the primary source of the reduced knockdown can be attributed to the loss of dsRNA-encoding plasmids from the bacteria fed to the animals. Based on these observations, we have developed a dsRNA feeding protocol that greatly reduces or eliminates plasmid loss to achieve efficient, high throughput knockdown. We demonstrate that this protocol will produce robust, reproducible knock down of C. elegans genes in multiple tissue types, including neurons, and will permit efficient knockdown in large scale screens. This protocol uses a commercially available dsRNA feeding library and describes all steps needed to duplicate the library and perform dsRNA screens. The protocol does not require the use of any sophisticated equipment, and can therefore be performed by any C. elegans lab.

Large-scale Gene Knockdown in C. elegans Using dsRNA Feeding Libraries to Generate Robust Loss-of-function Phenotypes

While dsRNA feeding in C. elegans is a powerful tool to assess gene function, current protocols for large scale feeding screens result in variable knockdown efficiencies. We describe an improved protocol for performing large scale RNAi feeding screens that results in highly efficacious and reproducible knockdown of gene expression.

ضربة قاضية الجينات على نطاق واسع في<em&gt; C. ايليجانس</em&gt; استخدام المكتبات تغذية الرنا المزدوج الجديلة لتوليد قوية لتخفيف من وظيفة الظواهر

RNA interference by feeding worms bacteria expressing dsRNAs has been a useful tool to assess gene function in C. elegans. While this strategy works well ...

Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

The red flour beetle, Tribolium&#160;castaneum, offers a repertoire of experimental tools for genetic and developmental studies, including a fully annotated genome sequence, transposon-based transgenesis, and effective RNA interference (RNAi). Among these advantages, RNAi-based gene knockdown techniques are at the core of Tribolium research. T. castaneum show a robust systemic RNAi response, making it possible to perform RNAi at any life stage by simply injecting double-stranded RNA (dsRNA) into the beetle&#8217;s body cavity.
In this report, we provide an overview of our larval RNAi technique in T. castaneum. The protocol includes (i) isolation of the proper stage of T. castaneum larvae for injection, (ii) preparation for the injection setting, and (iii) dsRNA injection. Larval RNAi is a simple, but powerful technique that provides us with quick access to loss-of-function phenotypes, including multiple gene knockdown phenotypes as well as a series of hypomorphic phenotypes. Since virtually all T. castaneum tissues are susceptible to extracellular dsRNA, the larval RNAi technique allows researchers to study a wide variety of tissues in diverse contexts, including the genetic basis of organismal responses to the outside environment. In addition, the simplicity of this technique stimulates more student involvement in research, making T. castaneum an ideal genetic system for use in a classroom setting.

Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

RNA interference (RNAi)-based gene knockdown techniques are at the core of Tribolium research. Here, we provide an overview of our larval RNAi technique in Tribolium castaneum. Larval RNAi is a simple, but powerful technique that provides quick access to loss-of-function phenotypes, allowing researchers to study gene functions in diverse contexts.

التدخل RNA اليرقات في الأحمر خنفساء الدقيق،<em&gt; كونفيوسم كاستانيم</em

The red flour beetle, Tribolium&#160;castaneum, offers a repertoire of experimental tools for genetic and developmental studies, including a fully ...

Chitosan/Interfering RNA Nanoparticle Mediated Gene Silencing in Disease Vector Mosquito Larvae

Vector mosquitoes inflict more human suffering than any other organism&#8212;and kill more than one million people each year. The mosquito genome projects facilitated research in new facets of mosquito biology, including functional genetic studies in the primary African malaria vector Anopheles gambiae and the dengue and yellow fever vector Aedes aegypti. RNA interference- (RNAi-) mediated gene silencing has been used to target genes of interest in both of these disease vector mosquito species. Here, we describe a procedure for preparation of chitosan/interfering RNA nanoparticles that are combined with food and ingested by larvae. This technically straightforward, high-throughput, and relatively inexpensive methodology, which is compatible with long double stranded RNA (dsRNA) or small interfering RNA (siRNA) molecules, has been used for the successful knockdown of a number of different genes in A. gambiae and A. aegypti larvae. Following larval feedings, knockdown, which is verified through qRT-PCR or in situ hybridization, can persist at least through the late pupal stage. This methodology may be applicable to a wide variety of mosquito and other insect species, including agricultural pests, as well as other non-model organisms. In addition to its utility in the research laboratory, in the future, chitosan, an inexpensive, non-toxic and biodegradable polymer, could potentially be utilized in the field.

Here we describe a procedure for inhibiting gene function in disease vector mosquitoes through the use of chitosan/interfering RNA nanoparticles that are ingested by larvae.

الشيتوزان / التدخل RNA الجسيمات النانوية وساطة جين إسكات في الأمراض ناقل يرقات البعوض

Vector mosquitoes inflict more human suffering than any other organism&#8212;and kill more than one million people each year. The mosquito genome projects ...

RNAi Trigger Delivery into Anopheles gambiae Pupae

RNA interference (RNAi), a naturally occurring phenomenon in eukaryotic organisms, is an extremely valuable tool that can be utilized in the laboratory for functional genomic studies. The ability to knockdown individual genes selectively via this reverse genetic technique has allowed many researchers to rapidly uncover the biological roles of numerous genes within many organisms, by evaluation of loss-of-function phenotypes. In the major human malaria vector Anopheles gambiae, the predominant method used to reduce the function of targeted genes involves injection of double-stranded (dsRNA) into the hemocoel of the adult mosquito. While this method has been successful, gene knockdown in adults excludes the functional assessment of genes that are expressed and potentially play roles during pre-adult stages, as well as genes that are expressed in limited numbers of cells in adult mosquitoes. We describe a method for the injection of Serine Protease Inhibitor 2 (SRPN2) dsRNA during the early pupal stage and validate SRPN2 protein knockdown by observing decreased target protein levels and the formation of melanotic pseudo-tumors in SRPN2 knockdown adult mosquitoes. This evident phenotype has been described previously for adult stage knockdown of SRPN2 function, and we have recapitulated this adult phenotype by SRPN2 knockdown initiated during pupal development. When used in conjunction with a dye-labeled dsRNA solution, this technique enables easy visualization by simple light microscopy of injection quality and distribution of dsRNA in the hemocoel.

RNAi Trigger Delivery into Anopheles gambiae Pupae

RNA interference (RNAi) is an extremely valuable tool for uncovering gene function. However, the ability to target genes using RNAi during pre-adult stages is limited in the major human malaria vector Anopheles gambiae. We describe an RNAi protocol to reduce gene function via direct injection during pupal development.

رني الزناد تسليم إلى<em&gt; بعوض الملاريا</em&gt; شرانق

RNA interference (RNAi), a naturally occurring phenomenon in eukaryotic organisms, is an extremely valuable tool that can be utilized in the laboratory ...

تربية ومزدوجة الذين تقطعت بهم السبل بوساطة الحمض النووي الريبي الجينات ضربة قاضية في إخفاء بيتل،

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

تدخل الحمض النووي الريبي في الخنافس المائية كأداة قوية للتلاعب التعبير الجيني في نقاط زمنية تنموية محددة

رني بوساطة ضربة قاضية جين مزدوجة وذوقي قياس مدركات في عسل النحل (

طريقة تدخل الحمض النووي الريبي بوساطة كهربائية في أودوناتا

تطبيقات تدخل الحمض النووي الريبي في الصرصور الأمريكي

رني التدخل عن طريق الحقن في الرنا المزدوج الجديلة ذبابة الفاكهة الأجنة

وساطة رني ضربة قاضية بواسطة الجينات وTransgenesis Microinjection في نيماتودا Necromenic Pristionchus pacificus

ضربة قاضية الجينات على نطاق واسع في

التدخل RNA اليرقات في الأحمر خنفساء الدقيق،

الشيتوزان / التدخل RNA الجسيمات النانوية وساطة جين إسكات في الأمراض ناقل يرقات البعوض

رني الزناد تسليم إلى