يمكن استخدام هذا البروتوكول لقياس إمكانات الغشاء للأوعية الدموية العادية والمُرَضَّة وتقييم العوامل الدوائية التي تعدل إمكانات الغشاء، ونبرة الأوعية الدموية، وتدفق الدم. الغشاء المحتملة المتولدة عن هذه التقنية هي قريبة من مجموعة الفسيولوجية منذ العضلات السلسة الأوعية الدموية داخل السفينة في syncytium. قبل البدء في الإجراء، ضع مكبر كهربية تفاضلي مزدوج القناة بالقرب من غرفة السفينة في الموقع المطلوب.
استخدم كابل BNC-BNC لتوصيل إخراج قناة مكبر الصوت A أو B بمدخل القناة في جهاز الالتقاط الرقمي. جبل المسبار في micromanipulator، وتحويل micromanipulator نحو المجهر وميوغراف على طاولة خالية من الاهتزاز. ضع المقابض ومفاتيح على الجزء الأمامي من مكبر للصوت في المواضع المناسبة للتجربة ، كما هو موضح في الدليل.
ثم قم بتوصيل الأرض حمام إلى أرضية الدائرة من مكبر للصوت مع القطب المناسب، وضمان أن يكون على أساس القفص إلى هيكل مكبر للصوت. لإعداد البوروزيليكات الزجاج microelectrodes, استخدام سحب القياسية لتحقيق قصيرة, تدريجية, ثمانية إلى 10 ملليمتر تفتق مع أقل من واحد ميكرومتر القطر, حلقات مرتين لأعلى المقاومة ونصائح أصغر. استخدام حقنة microfiber لملء microelectrode مع كلوريد البوتاسيوم ثلاثة المولار، والسحب ببطء المكبس أثناء الحقن للسماح الفضاء للسوائل لملء ومنع تشكيل فقاعات داخل microelectrode.
وضع microelectrode محملة بالكامل على حامل microelectrode، وبعناية ولكن بقوة دفع ساق القطب في حامل من خلال ثقب بالملل. إزالة أي السوائل الزائدة مع نسيج المختبر، وربط تجمع حامل القطب بمسبار مكبر للصوت. إجراء اختبار القطب لقياس مقاومة القطب.
ثم افتح برنامج التسجيل، وقم بتعيين اسم للملف، ثم احفظ الملف لتحليله في المستقبل. المقبل، شطف غرفة myograph بالماء المقطر عدة مرات قبل تحميل الغرفة مع خمسة ملليلتر من محلول الملح الفسيولوجية الطبيعية، أو PSS. باستخدام حقنة خمسة أو 10 ملليلتر ، وملء كل من الزجاج وقنان تعلق مع PSS العادية المصفاة دون إدخال أي فقاعات الهواء ، واستخدام ملقط حادة لجعل نصف عقدة في اثنين من خياطة النايلون أحادية 10-0.
ثم، وذلك باستخدام ملقط تشريح تحت مجهر تشريح، ووضع عقدة خياطة مغلقة جزئيا على كل من القناء بعيدا قليلا عن النصائح. لعزل الشريان الدماغي الأوسط، استخدم مقص الربيع واللقط لتحديد وتشريح جزء غير مفحّل من الشريان الدماغي الأوسط، بقطر داخلي من 100 إلى 200 ميكرومتر، من دماغ الفئران. استخدام ملقط غرامة لتركيب الشريان الدماغي الأوسط على قنيات الزجاج، وتشديد الغرز لتأمين الشريان إلى القنية.
إغلاق قبالة cannula القاصي بحيث لن يكون هناك أي تدفق داخل الشريان، وربط ماصة تدفق إلى خزان PSS. تصور الشريان الدماغي الأوسط المُكبل باستخدام كاميرا جهاز مقرونة بالشحن مثبتة على مجهر مقلوب وبرنامج تصوير. تعيين طول محوري MCA إلى طول تقريبي بحيث يبدو لا جامدة ولا مترهل.
اكويريبرات محلول الحمام مع 95٪ من الأكسجين و 5٪ ثاني أكسيد الكربون في 37 درجة مئوية. غمر الأرض من مكبر للصوت في PSS من myograph. تضيء غرفة السفينة، وتصور غيض من microelectrode في محلول الحمام من خلال المجهر.
باستخدام ميكرومانيبولاتور، نقل غيض من microelectrode على مقربة من الجدار الخارجي للأوعية الدموية، والبدء في التسجيل. تحرك ببطء غيض من microelectrode نحو السفينة ، وتهدف إلى مركز السفينة. عندما يأتي طرف على مقربة من السفينة، تقدم القطب إلى الأمام في حركة سريعة واحدة ل impale غشاء العضلات.
بمجرد اختراق الغشاء ، يمكن ملاحظة التغيرات في إمكانات الغشاء. لا تلمس المايكرومانيبولاتر مرة واحدة وقد تم مطعن الغشاء. عندما تم تسجيل التغييرات المحتملة الغشاء، استخدم المتلاعب لإزالة microelectrode في حركة واحدة سريعة، ووقف التسجيل قبل حفظ ملفات البيانات.
يعتبر Impalement ناجحة عندما يكون هناك انحراف سريع إلى القيم السلبية ، وإمكانية الغشاء مستقر لمدة لا تقل عن 30 ثانية ، ويعود الجهد فجأة إلى صفر ملليفولت عند إزالة القطب الكهربائي. بعد نجاح الطعاش والاستقرار غشاء المحتملة, يمكن أن تكون المخدرات ذات الاهتمام من غرس في الحمام ويمكن تسجيل التغيرات في إمكانية الغشاء. في هذه التجربة التمثيلية، القذف مع كلوريد البوتاسيوم depolarized الغشاء بنحو ستة ملليفولت، في حين أن ضخ مع المنشط المعتمدة على الكالسيوم من قنوات البوتاسيوم المنشطة بالكالسيوم الكبيرة hyperpolarized الغشاء بنحو أربعة ملليفولت.
أهم شيء يجب تذكره هو سحب ميكروكيلتروديس شديدة المقاومة التي لها تفتق قصير وتدريجي بقطر أقل من ميكرومتر واحد.
