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  • 摘要
  • 摘要
  • 研究方案
  • 结果
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  • 致谢
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  • 参考文献
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摘要

我们演示了如何使用供给的RNAi技术敲除目标基因和分体尺寸型 C.线虫。这种方法可用于大规模的画面,以找出潜在的基因成分,如在车身尺寸上的DBL-1/TGF-β信号调节。

摘要

双链RNA介导的干扰(RNAi)是一种有效的策略,以击倒靶基因的表达1-3。它已被应用到许多模型系统,包括植物,无脊椎动物和脊椎动物。有各种各样的方法来实现RNAi 在体内 4,5。例如,可以与靶基因的RNAi载体转化,然后永久或瞬时转化的细胞系或初级细胞实现的基因敲除效果,或者从特定的靶基因(RNAi的寡核苷酸)的合成的双链寡核苷酸,可以是瞬时转化靶基因沉默的细胞系或原代细胞或合成的双链RNA分子可显微注射到生物体。由于线虫C.的利用细菌作为食物来源,饲养的动物与对靶基因的表达双链RNA的细菌提供了一个可行的策略。在这里,我们提出的RNAi输送机身尺寸表型的方法来得分。车身尺寸C.线虫主要受型TGF-β -等配位体DBL-1,所以该法是适合识别的TGF-β信号元件7。我们使用不同的菌株,其中包括两个RNA干扰过敏株重复供给的RNAi实验。我们的研究结果表明,RRF-3株给了我们最好的预期的RNAi表型。该方法易于操作,重现性好,易于量化。此外,我们的协议,最大限度地减少了使用专门的设备,所以它是适合于规模较小的实验室或主要是本科院校。

研究方案

1。准备携带目的基因序列的RNA干扰进料板

  1. 如果使用市售的RNAi库( 例如,从源生物科学生命科学),继续执行步骤1.4。另外,克隆到载体L4440,一种常用的蠕虫RNAi质粒8的靶基因序列,通过标准的克隆协议。
  2. 变换的菌株HT115(DE3)中,用25μg/ ml的羧苄青霉素的LB琼脂平板上培养和12.5微克/毫升四环素的重组质粒转化,并挑选单个克隆,以备将来使用。
  3. 同时,转换到菌株HT115使用的实验作为对照的空载体L4440。
  4. 文化重组和空L4440携带的细菌在1毫升LB肉汤与100μg/ ml氨苄青霉素过夜,在37°C。四环素还没有添加由于事实,即它减小RNAi效率。
  5. 添加另一5毫升隔夜丘尔到100μg/ ml氨苄青霉素的LB肉汤重,另一个孵育4-6小时,在37°C。
  6. 种子0.5毫升重组或空L4440携带细菌培养到的RNAi蠕虫板。标记所有板与克隆名称。
  7. 马克板孵育过夜,在37℃至生长细菌草坪;这些的RNAi靶基因序列的带或不带板。至少有2块板应为每个条件制备。

2。文化蠕虫的RNAi送料板

  1. 火焰消毒,铂丝的尖端蠕虫挑。使用WORM挑来挑去6-10第四幼虫期(L4)雌雄同体每个RNA干扰板,重组或空L4440的动物将使用细菌作为食物来源。
  2. 让雌雄同体的增长,在20°C(一个标准的文化条件线虫 )过夜,他们将成为年轻的成年人的第二天。
  3. 6-10青壮年转移到一个新的相应标记,并准备RNA干扰板。
  4. 让成人产卵4-6小时,然后取出所有的成年人板,这一步是同步的后代。一旦母亲被删除,开始计时。这是时间为零。
  5. 将培养板在20°C,让动物长到特定的发展阶段,在该协议中,我们选择了年轻的成年人表型分析。击倒在一个正常的速度发展,培养72小时是足够的动物成为年轻的成年人。然而,不同的基因影响动物的不同发展。如果RNAi技术使动物生长速度不同,年轻人可以被认定为不超过24小时过去L4完成外阴的发展和2-6胚胎在子宫内(育)。要确定其他发展阶段,研究人员应使用性腺及外阴的发展为导向。

3。分数车身尺寸表型的RNAi治疗的蠕虫

  1. 将两层颜色标签磁带在载玻片上。使两个本身载玻片上。然后,将一个新的载玻片上,在两者之间的幻灯片用胶带。熔体在水中的2%琼脂糖;应用一个下拉到中心的新的载玻片上,然后按下顶端的第二玻璃上滑动,使一层薄薄的2%琼脂糖如前所述9。
  2. 琼脂糖凝固后,取出顶部的载玻片上,,琼脂糖凝胶垫的幻灯片已经准备好加载蠕虫。标签幻灯片与克隆名字。
  3. 加入10微升25毫米NaN的3琼脂糖垫;选择30-40动物的NaN 3解决方案,以固定,然后把盖玻片的顶部,重复重组和空L4440携带的RNA干扰治疗的动物。
  4. 在解剖显微镜下的图像的蠕虫使用2.5倍的物镜,这里我们使用徕卡数码相机与支持软件Qcapture的,。
  5. 校准,第一次拍摄图像的标准千分尺尺。然后打开图像的Image-Pro软件中,点击“测量”,然后选择“校准”,然后选择“空间校准向导”。随着“校正活动图像”选中,单击“下一步”。输入的名称的校准和确保的空间参考单元被设置到微米。然后,检查“创建参考校准”按钮,然后单击“下一步”。点击“参考线”。会出现一个参考比例尺。重新放置比例尺的千分尺的端部相匹配,则表明参考表示1,000个单位。点击“确定”,“下一步”,“完成”。
  6. 一旦软件校准,打开一个蠕虫图像。然后,选择“测量”菜单下,选择“校准”,然后点击“选择空间”。在下拉菜单中,选择创建的文件名千分尺校准。然后,在“测量”菜单中,选择“测量”。在打开的窗口中,选择“自由绘制工具,并通过动物的身体,从头部到尾部与电脑鼠标( 图1)的中心跟踪线。将在窗口的长度。现在你有两组数据:体长,治疗靶基因的RNAi和处理空L4440矢量的控制动物的动物。
  7. 导出到Microsoft Excel文件,或其他合适的统计软件的长度测量。的数据进行分析,通过计算每个样本的平均值和标准偏差。然后比较学生的t检验的样品。

结果

在我们的研究中,我们专注上机身尺寸调节的DBL-1/TGF-β途径。 DBL-1途径体型小,更短的车身长度相比,与野生型动物7,10,11功能的损失。因此,屏幕为C.线虫的机身尺寸突变体能够确定TGF-β信号组件和改性剂。 DBL-1信号是介导的一个保守的TGF-β的信号转导途径,其中包括细胞表面受体与细胞内的Smad信号传感器12。要测试的有效性的RNAi通过喂养的车身尺寸突变体的识别,我们?...

讨论

在这个协议中,我们描述的车身尺寸有缺陷的突变体C.识别方法通过RNA干扰喂养的线虫 。此方法是适用于TGF-β信号分量的识别。由于这样的组件通过进化15是高度保守的,这样的屏幕是在所有后生动物阐明的分子机制的TGF-β信号有关。在这样的屏幕设计是一个重要的考虑出发菌株。我们已经证明,无论ERI-1,LIN-15bRRF-3更敏感的RNAi喂养比对照菌株,这与以往的研...

披露声明

没有利益冲突的声明。

致谢

我们感谢詹姆斯·C.克拉克为动物提供的数字,在不同的发育时间点。 菌株在这项研究中获得的秀丽隐杆线虫的遗传学中心,这是由美国国立卫生研究院国家研究资源中心(NCRR)的支持。这项工作是从纽约市立大学支持的CIRG 1817 JL和惩教署和美国国立卫生研究院1R15GM073678-01和1R15GM097692-01,惩教署,我们感谢William水稻博士,博士娜塔莉亚·霍尔茨曼,梅丽莎Silvestrini的手稿上的评论。这项工作是进行在部分履行一个博士学位研究生中心纽约市立大学(S.雄)“的要求。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
- RNA干扰蠕虫板
17.7克WORM介质混合
60克琼脂
H 2 O 3升。高压灭菌。
加入3毫升1M IPTG(无菌)和3毫升25毫克/毫升羧苄青霉素(无菌);然后倒入培养皿60毫米。

蠕虫板

17.7克WORM介质混合
0.6克硫酸链霉素
60克琼脂
H 2 O 3升。高压灭菌。倒成60毫米的培养皿中。

WORM介质混合
的55克Tris-CL
的24克Tris-OH
310克细菌蛋白胨
800毫克胆固醇
200克氯化钠
调匀,一定要避免大块,可以存放许多个月前使用这种粉状混合物。

2%琼脂糖
0.5 G琼脂糖
广告D 25毫升蒸馏水2 O。在微波加热,直至溶解。

1M异丙基β-D-1-硫代吡喃半乳糖苷(IPTG)诱导
2克IPTG
毫升蒸馏水溶解IN10 2 O

1M NaN的3
6.5克楠3
添加蒸馏水至100毫升2 O

25毫米楠3
2.5毫升1M南3
添加蒸馏水至100毫升2 O

秀丽隐杆线虫线虫遗传学中心
L4440质粒(携带氨苄青霉素抗性基因)
细菌菌株HT115(DE3)中(包含经IPTG诱导T7聚合酶; RNA酶III基因(dsRNAse)也携带四环素抗性基因的缺陷)16
60毫米陪替氏培养皿
100毫米培养皿
14毫升的园底猎鹰文化管
玻璃幻灯片
盖玻片
1-20微升移液器
20-200微升移液器
200-1000微升移液器
1-200μL枪头
200-1000微升枪头
1.5毫升的Eppendorf管
铂丝蠕虫挑

参考文献

  1. Melnyk, C. W., Molnar, A., Baulcombe, D. C. Intercellular and systemic movement of RNA silencing signals. Embo J. 30, 3553-3563 (2011).
  2. Wall, N. R., Shi, Y. Small RNA: can RNA interference be exploited for therapy. Lancet. 362, 1401-1403 (2003).
  3. Kalantidis, K., Schumacher, H. T., Alexiadis, T., Helm, J. M. RNA silencing movement in plants. Biol. Cell. 100, 13-26 (2008).
  4. Shim, M. S., Kwon, Y. J. Efficient and targeted delivery of siRNA in vivo. Febs. J. 277, 4814-4827 (2010).
  5. Amarzguioui, M., Rossi, J. J., Kim, D. Approaches for chemically synthesized siRNA and vector-mediated RNAi. FEBS Lett. 579, 5974-5981 (2005).
  6. Kamath, R. S., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods. 30, 313-321 (2003).
  7. Savage-Dunn, C., et al. Genetic screen for small body size mutants in C. elegans reveals many TGFb pathway components. Genesis. 35, 239-247 (2003).
  8. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395, 854 (1998).
  9. Sulston, J. E., Horvitz, H. R. Post-embryonic cell lineages of the nematode, Caenorhabditis elegans. Dev. Biol. 56, 110-156 (1977).
  10. Wang, J., Tokarz, R., Savage-Dunn, C. The expression of TGFβ signal transducers in the hypodermis regulates body size in C. elegans. Development. 129, 4989-4998 (2002).
  11. Liang, J., et al. The Caenorhabditis elegans schnurri homolog sma-9 mediates stage- and cell type-specific responses to DBL-1 BMP-related signaling. Development. 130, 6453-6464 (2003).
  12. Savage-Dunn, C. TGF-β signaling. WormBook. , 1-12 (2005).
  13. Simmer, F., et al. Loss of the putative RNA-directed RNA polymerase RRF-3 makes C. elegans hypersensitive to RNAi. Curr. Biol. 12, 1317-1319 (2002).
  14. Wang, D., et al. Somatic misexpression of germline P granules and enhanced RNA interference in retinoblastoma pathway mutants. Nature. 436, 593-597 (2005).
  15. De Robertis, E. M. Evo-devo: variations on ancestral themes. Cell. 132, 185-195 (2008).
  16. Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans. Gene. 263, 103-112 (2001).

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