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摘要

清除剂具有潜在的易位感染传染性海绵状脑病朊病毒在其粪便到无病的区域。我们用来确定是否通路虽然美国乌鸦的消化道( 乌鸦brachyrhynchos),死亡动物的共同消费后小鼠适应痒病朊病毒保持传染性细节的方法。

摘要

传染性朊病毒(PrP的住宅 )的材料很可能是致命的,神经退行性传染性海绵状脑病(TSE)的疾病病因1。谢性疾病,如慢性消耗性疾病(CWD)的传输,被假定为从动物到动物2,3以及从环境来源4-6。清除剂和食肉动物有潜力通过消费和CWD污染腐肉的排泄,转运的PrP 住宅材料。最近的工作已经通过美国乌鸦的消化系统( 乌鸦座brachyrhynchos),一个共同的北美清道夫7记载的PrP的住宅的材料通过。

我们描述的程序用于通过美国乌鸦记录的PrP的住宅的材料通过。乌鸦被灌服RML株小鼠适应痒病和他们的粪便收集4小时后灌服。乌鸦粪便,然后汇集和腹腔注射进C57BL / 6小鼠。小鼠每天监测,直到他们表示鼠标瘙痒病的临床症状,并随后实施安乐死。无症状的小鼠进行了监测,直到接种365天岗位。 Western blot分析进行确认疾病状态。结果表明,朊病毒通过乌鸦消化系统行驶后保持感染性和存在于粪便中,引起疾病中测试小鼠。

引言

传染性海绵状脑病(TSE)是致命的感染性神经退行性疾病,影响野生动物,家养动物和人类。谢疾病的传染性病原体似乎是朊蛋白1的错误折叠或致病亚型(PRP 住宅 )。动物TSE疾病包括慢性消耗性疾病(CWD)的黑尾鹿( 白尾野驴 ),白尾鹿( 白尾virginianus)来说 ,麋鹿( 马鹿 ),和驼鹿( 驼鹿 );痒病的绵羊和山羊,牛海绵状脑病( BSE)在国内的牛,在养殖水貂传染性水貂脑病;猫猫海绵状脑病,在异国情调的异国情调的动物园有蹄类动物海绵状脑病反刍的牛科家族;及海绵状脑病在非人灵长类动物8。单人谢氏病,变异型克雅氏病,是罕见的,认为通过消耗PrP的住宅 -康泰明收购ATED食物9。同样,疯牛病可以感染人类,如果被污染的牛肉消耗10。所有TSE疾病,痒病和CWD是仅有的两个具有自我维持的流行病和源感染被假定为从动物到动物2,3,11以及从环境源4-6。研究表明,大多数TSE疾病需要从PrP的住宅的材料自然暴露事件显着延长潜伏期的临床症状表现2-4,6,8和表观物种界限减少,但不排除对,种间传播12-14的潜力。

识别机制传染性朊病毒(PrP的住宅 )物质的扩散是回答有关TSE疾病在景观是如何移动的问题极为重要。实验研究表明,昆虫15,16,家禽和猪17日 ,美国和乌鸦( 乌鸦座曼布拉克hyrhynchos)7,18是PrP的住宅材料的被动载体或传播者。通过乌鸦的消化系统通道的PrP的住宅的材料最近被记录在案,这表明他们在谢病7分散可能发挥的作用。这些结果使得合理的,乌鸦,一个清道夫,可能会遇到,消费,并通过粪便沉积运输传染性物质,对无病的地区。

我们在这里展示的程序是用来通过乌鸦的消解系统记录的PrP的住宅的材料通道,将极大地促进这些方法应用到其他净化剂和食肉动物物种特异性的车型在今后的相关研究。在这项研究中传统的方法被用来研究人口贩运的PrP 住宅材料,这可能有助于PrP的住宅材料的扩散和总体负担的非常规手段。

研究方案

我们的协议是改编自一个大家此前公布的7。所有涉及动物的程序已获农业部美国农业部(USDA),动植物健康检验局(APHIS),野生动物服务(WS),国家野生动物研究中心(NWRC)的机构动物护理和使用委员会。

1。乌鸦Gavaging

  1. 通过美国乌鸦的消化道估计的“伪大脑物质”通过时间。
    1. 将5毫升煮和炒鸡蛋全用蓝色染料和灌胃1乌鸦用灌胃针2( 图1)。
    2. 检查乌鸦每隔30分钟,直至蓝色/绿色染色的粪便不再被排出体外。
  2. 获得感染和患绝症的RML(钱德勒株)感染的C57BL / 6小鼠的大脑。
  3. 产生20%的重量/体积正常和受感染的小鼠脑匀浆中的子弹搅拌器匀浆用1X磷酸盐缓冲盐水(PBS)和玻璃珠,然后离心以3,000×g离心1分钟,以除去较大的颗粒物质。除去上清,用1×PBS等体积的稀释以产生10%重量/体积的无菌PBS中。直到需要冻结在-80°C。
  4. 17前灌胃小时取出食物,但不能积水,从乌鸦笔。
  5. 随机分配乌鸦到治疗组和在管饲针以2口服灌胃各乌鸦用5ml正常或感染的小鼠脑匀浆。
  6. 乌鸦转移到单独的笼子,并收集和集中每个笼子内的所有粪便4小时后灌服( 图2)。
  7. 均质粪便汇集每个乌鸦在子弹搅拌器匀浆与玻璃珠直至均匀质地的实现。 *乌鸦粪便大多是液体,并且可以很容易被混淆。
  8. 对于每个乌鸦,稀500μl的粪便匀浆成9.5毫升的1×PBS的10毫升的总体积。
  9. 离心粪便homogenaTE 15分钟,1400×g离心并提取上清液。
  10. 为了尽量减少二次微生物感染的威胁,治疗上清液用1微升100单位/毫升青霉素和100微克/毫升链霉素(Invitrogen公司,NY)中,每100微升匀浆,然后在UV光下放置在室温下20分钟,以减少病毒和细菌污染的风险。紫外线照射后,在3000万像素超声波仪在设置70下30秒以破坏任何剩余微生物膜的声处理样品。

2。小鼠接种

  1. 随机分配小鼠到以下治疗组( 表1):
    1. 第1组 - 积极的治疗的小鼠腹腔接种(IP)用1毫升粪便匀浆从乌鸦喂饲用5ml感染小鼠的大脑。
    2. 第2组 - 负治疗小鼠知识产权接种1毫升粪便匀浆从乌鸦喂饲用5ml正常小鼠的大脑。
    3. 稀infecteD与正常小鼠脑匀浆组3和4至1:100 w / v的在1X PBS。
    4. 组3 - 正对照小鼠接种IP用1ml的感染的小鼠脑匀浆。
    5. 第4组 - 阴性对照小鼠接种IP用1毫升的正常小鼠脑匀浆。
治疗组动物的数目
第1组痒病+乌鸦屎 100
第2组痒病 - 乌鸦屎 25
第3组痒病+小鼠脑 10
第4组痒病 - 小鼠脑 5

接种表1痒病状态(阳性+,负- )和动物的使用数量7。

  1. 腹腔接种小鼠:
    1. 颈背通过鼠标背部颈部的皮毛用拇指和食指轻轻转动,露出腹侧。
    2. 提升鼠标后端所以头略低。
    3. 将25号针头1厘米通过皮肤,中线为1厘米的横向,和1-2厘米用针锁式注射器前到骶髂关节。
    4. 注入1毫升慢慢接种到小鼠体腔。

3。鼠标监测

  1. 每天监测小鼠,直到他们表达小鼠瘙痒病的​​临床症状。临床症状包括:驼背,走路不稳,僵硬的尾巴,缺乏疏导,形体消瘦,嗜睡。
  2. 得分老鼠各6临床体征时明显迹象是明显的,其中0 =没有可见的,1 =温和,2 =严重。
  3. 安乐死在小鼠每日总成绩为每个符号1天达到≥8≥6连续3天,或在365天后接种(DPI)。
  4. 收获的大脑紧随euthan亚洲并储存于-70℃。
  5. 以确认诊断痒病,消化脑样品用3微升的蛋白酶K溶液(PK)50微克/毫升稀释如下:3.1。微升PK,12.5微升的500mM EDTA,pH为8,109.39微升1×PBS中的30分钟,在45℃,然后通过添加8微升加样缓冲液,并温育的样品在95℃下5分钟灭活的PK。负载样品到12%SDS-PAGE凝胶,electrophorese和转移到Immobilon PVDF膜,并用5%脱脂牛奶块中的0.2%吐温20的PBS溶液1小时,在室温下进行。然后探测与Bar224抗PrP的单克隆抗体缀合到辣根过氧化物酶,稀释于Superblock中,1小时在室温下。漂洗膜1小时,用PBS-0.2%吐温20。为了形象化,培养印迹5分钟,化学发光底物和图像上的G-box凝胶成像系统。

结果

所使用的程序表明,乌鸦的消化系统并不之后的痒病脑匀浆7口灌胃消除朊病毒住宅感染4小时。这是灌服PrP的住宅的材料全部20只乌鸦随后通过粪便传播的PrP 住宅材料老鼠。病鼠均经临床鼠标痒病体征和疾病的确认通过Western blot分析完成的体现。

通过消化道的灌胃乌鸦为4小时,根据染料的粪便中存在( 图1)的材料由乌鸦摄入的?...

讨论

我们展示了一个过程,通过乌鸦的消化系统记录的PrP的住宅的材料通过。我们所用的常规方法,以确定是否有乌鸦易位的PrP 住宅材料到无病的地理区域的能力。他人已经评估的PrP 分辨率的电阻给反刍19-21和啮齿类22,23消化液,两者不能消除它。这些技术未来的应用应该可以应用到其他食肉动物24,因为他们也有可能遇到的PrP 住宅材料腐肉?...

披露声明

没有利益冲突的声明。

致谢

我们要感谢S.沃纳提供在这项研究中,并使用美国农业部的乌鸦,美国动植物检疫局,WS,NWRC照顾动物的工作人员对动物的照顾和监控。提及或使用产品并不意味着美国农业部认可。资助这项研究是由美国农业部动植物检疫局,兽医服务提供。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
RML Chandler strain mouse-adapted scrapieRocky Mountain Laboratories
RC57BL/6 miceHilltop Lab Animals
American crowswild captured
Pen/StrepInvitrogen15140-122
Phosphate buffered SalineInvitrogen70011-044
SonicatorMisonix
Proteinase-K solutionRoche3115887001
Loading bufferInvitrogenNP0007 and 0009
Bis-tris SDS PAGE 12% gelInvitrogenNP0342
Immobilon PVDF membraneMillipore1SEQ00010
Tween 20Sigma AldrichP2287
Bullet blender homogenizerBraintree ScientificBBX24B
2.3 mm Zirconia/silica beadsBioSpec Products11079125Z
Bar224 anti-PrP monoclonal antibodyCayman Chemical10009035
SuperblockThermo Scientific37517
chemiluminescent substrateMilliporeWBKLS0500
G-box gel documentation systemSyngene

参考文献

  1. Prusiner, S. B. Novel proteinaceous infectious particles cause scrapie. Science. 216 (4542), 136-144 (1982).
  2. Miller, M. W., Williams, E. S., et al. Epizootiology of chronic wasting disease in free-ranging cervids in Colorado and Wyoming. Journal of Wildlife Diseases. 36 (4), 676-690 (2000).
  3. Miller, M. W., Williams, E. S. Horizontal prion transmission in mule deer. Nature. 425 (6953), 35-36 (2003).
  4. Sigurdson, C. J., Adriano, A. Chronic Wasting Disease. Biochimica et Biophysica Acta. 1772 (6), 610-618 (2007).
  5. Miller, M. W., Williams, E. S., Hobbs, N. T., Wolfe, L. L. Environmental sources of prion transmission in mule deer. Emerging Infectious Diseases. 10 (6), 1003-1006 (2004).
  6. Mathiason, C. K., Hays, S. A., et al. Infectious prions in pre-clinical deer and transmission of chronic wasting disease solely by environmental exposure. PLoS ONE. 4 (6), e5916 (2009).
  7. VerCauteren, K. C., Pilon, J. L., Nash, P. B., Phillips, G. E., Fischer, J. W. Prion remains infectious after passage through digestive system of American crows (Corvus crachyrhunchos). PLoS ONE. 7 (10), e45774 (2012).
  8. Imran, M., Mahmood, S. An overview of animal prion diseases. Virology Journal. 8 (493), (2011).
  9. Watts, J. C., Balachandran, A., Westaway, D. The expanding universe of prion disease. PLoS PATHOGENS. 2 (3), e26 (2006).
  10. Bruce, M. E., et al. Transmissions to mice indicate that 'new variant' CJD is caused by the BSE agent. Nature. 389 (6650), 498-501 (1997).
  11. Ryder, S., Dexter, G., Bellworty, S., Tongue, S. Demonstration of lateral transmission of scrapie between sheep kept under natural conditions using lymphoid tissue biopsy. Research in Veterinary Science. 76 (2004), 211-217 (2004).
  12. Collinge, J. The risk of prion zoonoses. Science. 335 (6067), 411-413 (2012).
  13. Beringue, V., Vilotte, J. L., Laude, H. Prion agent diversity and species barrier. Veterinary Research. 39 (47), (2008).
  14. Harrington, R. D., Baszler, T., et al. A species barrier limits transmission of chronic wasting disease to mink (Mustela vison). The Journal of General Virology. 89 (4), 1086-1096 (2008).
  15. Wisniewski, H. M., Sigurdarson, S., Rubenstein, R., Kascsak, R. J., Carp, R. I. Mites as vectors for scrapie. Lancet. 347 (9008), 1114 (1996).
  16. Post, K., Riesner, D., Walldorf, V., Mehlhorn, H. Fly larvae and pupae as vectors for scrapie. Lancet. 354 (9194), 1969-1970 (1999).
  17. Matthews, D., Cooke, B. C. The potential for transmissible spongiform encephalopathies in non-ruminant livestock and fish. Revue Scientifique Et Technique-Office International Des Epizooties. 22 (1), 283-296 (2003).
  18. Jennelle, C. S., Samuel, M. D., Nolden, C. A., Berkley EA, . Deer carcass decomposition and potential scavenger exposure to chronic wasting disease. Journal of Wildlife Management. 73 (5), 655-662 (2009).
  19. Scherbel, C., Pichner, R., et al. Degradation of scrapie associated prion protein (PrPSc) by the gastrointestinal microbiota of cattle. Veterinary Research. 37 (5), 695-703 (2006).
  20. Jeffrey, M., Gonzaález, L., et al. Transportation of prion protein across the intestinal mucosa of scrapie susceptible and scrapie-resistant sheep. Journal of Pathology. 209 (1), 4-14 (2006).
  21. Nicholson, E. M., Richt, J. A., Rasmussen, M. A., Hamir, A. N., Lebepe-Mazur, S., Horst, R. L. Exposure of sheep scrapie brain homogenate to rumen-simulating conditions does not result in a reduction of PrP(Sc) levels. Letters in Applied Microbiology. 44 (6), 631-636 (2007).
  22. Motes C, M. a. l. u. q. u. e. r. d. e., Grassi, J., et al. Excretion of BSE and scrapie prions in stools from murine models. Veterinary Microbiology. 131 (1-2), 205-211 (2008).
  23. Kruger, D., Thomzig, A., Lenz, G., Kampf, K., McBride, P., Beekes, M. Faecal shedding, alimentary clearance and intestinal spread of prions in hamsters fed with scrapie. Veterinary Research. 40 (1), 4 (2009).
  24. Mathiason, C. K., Nalls, A. V., et al. Susceptibility of domestic cats to chronic wasting disease. Journal of Virology. 87 (4), 1947-1956 (2013).
  25. Bjorndal, K. A. Flexibility of digestive responses in two generalist herbivores, the tortoises Geochelone carbonaria and Geochelone denticulate. Oecologia. 78 (3), 317-321 (1989).
  26. Clark, R. G., Gentle, G. C. Estimates of grain passage time in captive mallards. Canadian Journal of Zoology. 68 (11), 2275-2279 (1990).
  27. Dierenfeld, E. S., Koontz, F. W. Feed intake, digestion and passage of proboscis monkey (Nasalis larvatus) in captivity. Primates. 33 (3), 399-405 (1992).
  28. Thompson, A. K., Samuel, M. D., Van Deelen, T. R. Alternative feeding strategies and potential disease transmission in Wisconsin white-tailed deer. Journal of Wildlife Management. 72 (2), 416-421 (2008).
  29. Pulford, B., Spraker, T. A., et al. Detection of PrPCWD in feces from naturally exposed Rocky Mountain elk (Cervus elaphus nelsoni) using protein misfolding cyclic amplification. Journal of Wildlife Diseases. 48 (2), 425-433 (2012).
  30. Hicks, R. E. Guano deposition in an Oklahoma crow roost. Condor. 81 (3), 247-250 (1979).
  31. Aldous, S. E. Winter habits of crows in Oklahoma. Journal of Wildlife Management. 73 (4), 290-295 (1944).

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