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  • 摘要
  • 引言
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  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

Here we demonstrate the most efficient methods for freezing, embedding, cryosectioning, and staining of muscle biopsies to avoid freezing artifacts.

摘要

肌肉活检组织学评价曾担任在神经肌肉疾病的病理发展过程的理解不可或缺的工具。然而,为了这样做,适当的照料需要切除并保存组织,以达到最佳的染色时,必须考虑。组织保存的一种方法包括固定在甲醛组织,然后用石蜡包埋它们。此方法保留形态良好,并且允许长期储存于RT但是麻烦的,并且需要处理的有毒化学品。此外,甲醛固定导致抗原的交联,这需要抗原修复协议有效免疫染色。与此相反,冷冻切片不需要固定,如此保留生物抗原的构象。此方法还提供了一个明显的优势在周围时间快转,使得它在情况需要像intraopera快速组织学评估特别有用略去手术活检。这里,我们描述制备肌肉活检用于可视化具有不同的组织学和免疫染色的最有效的方法。

引言

检查肌肉组织学中起着不同类型神经肌肉疾病1-4中的认识至关重要的作用。当与其他技术相结合,它使研究人员能够更好地了解病理的表现和进展的,也可以是必需评估治疗干预5-10的功效。然而,要准确,组织需要以适当的方式被保留以便切除之前立即保持生理状态。这种去除,保存,切片,和染色过程中需要非常小心。

组织可以以两种不同的方式进行光学显微镜研究来制备。第一种方法,福尔马林固定的石蜡包埋(FFPE)的部分,需要组织到被嵌入石蜡11,12之前被固定在10%的天然缓冲甲醛。固定步骤,有助于更好地保存形态,而且交联内源性PRoteins因而需要复杂的抗原修复程序用于免疫染色和消除酶染色对这些部分12的可能性。冰冻切片,另一方面,不需要进行预固定或处理;因此,蛋白质能保留原生生物构13,14。此外,冷冻切片也允许快速的周转时间,这有时是必要的,例如在肉瘤和其他外科活组织检查15的术中诊断。但是,如果没有正确完成,该方法是容易冻结损坏,它引入了改变肌肉结构使得部分不适宜用于组织学检查。本文将概述准备肌肉活检,以达到正确检查最佳染色最有效的方法。

研究方案

1。组织收获和肌肉组织的冷冻

  1. 安乐死的小鼠用异氟烷(2-氯-2-(二氟甲氧基)-1,1,1-三氟乙烷)的过量。执行此步骤在通风橱中并利用一第二容器的方法,如干燥器或钟罩含有棉签浸泡在异氟醚。
  2. 用力挤压脚垫确认死亡。使用安乐死的辅助方法,如颈椎脱位。
  3. 湿用70%酒精的皮毛,以减少对肌肉松弛头发缕粘着。用细镊子,如#5剥离皮肤脱落的肢体。
  4. 小心地从骨骼中分离的兴趣()在这种情况下,胫骨前(TA)的肌肉的下面,从肌腱开始并移除。
  5. 切除的肌肉,它覆盖在华侨城(最佳切削温度化合物),并把它平放在一个标有一次性冻结模具。确保肌肉在其正常的生理方向(头至大l)在不拉伸。可替代地,冻结小发泡胶正方形肌肉和利用昆虫针以确保肌肉的正确长度针它。
  6. 寒意2-甲基丁烷(异戊烷)中采用液氮钢制烧杯中。这平均需要3 - 5分钟。不断搅拌间歇直至白色沉淀开始形成在烧杯的底部和壁上。
    注意:当这种情况发生时,异戊烷已达到最佳冷冻温度(-150℃)
  7. 浸含在冷冻2-甲基丁烷肌肉的模具。冷冻小肌肉,如隔膜和趾长伸肌(EDL)6 - 12秒,较大的肌肉如腓肠肌比目鱼(GS)和肱三头肌15 - 20秒。不要冷冻肌肉太久,因为这可能会导致开裂。
  8. 转让的冷冻组织干冰,让异戊烷蒸发(注意,此过程平均需要大约15 - 20分钟)。包裹组织中铝箔并将其存储在üLTRA低温(-70℃〜-80℃),直到切片。

2.嵌入组织在OCT准备组织块

  1. 干冰运输组织,以cyrostat防止解冻。转移组织到低温恒温室(设定为-20至-24℃,以避免组织的充分解冻),并让他们平衡30分钟。
  2. 打开珀耳帖冷却海湾上。如果低温恒温器不具备这种冷却,使用喷雾冷却喷雾快速冻结十月不要让肌肉解冻的任何一点的嵌入,因为这可能会导致冻害期间。
  3. 添加均匀的薄层华侨城在试样上盘,让它冷却。当大多数的OCT被冻结在底部,同时仍然液体在顶部,插入在正确的方向的组织(垂直华侨城为横截面和平行华侨城为纵向部分)。使用喷雾冷却喷雾迅速冷冻十月触摸组织unembeded部分热转ractor并等待45秒。
  4. 添加另一个薄层OCT的周围的肌肉,喷洒气溶胶冷却喷雾和提取的热量作为在上一步。
  5. 在保持小幅度增加OCT和快速使用气溶胶喷雾冷却和加热萃取的结合冻结华侨城,直到整个肌肉被覆盖。
  6. 放的热量提取的组织块的顶部,等待5分钟。

3.准备部分和肌肉半山区肚识别章节

  1. 安装试样到样品头。拧紧旋钮固定盘。确保在试样圆盘与所述样品头良好的接触。
  2. 调节室内温度°之间-21和-24℃,等到设定温度达到。
  3. 其厚度调节设置(7微米);修剪通过推进或使用粗,细设置缩回块的块。
  4. 收集部分通过按滑动的顶部上的部分中,使用相反电荷之间的吸引力,以方便切割部分以滑动的粘附预热带正电的显微镜载玻片。
  5. 通过测定各部分的横截面面积(CSA)识别中期腹部分。连接到显微镜的计算机上执行此操作使用图像处理软件。
    注:相衬图像的拍摄和整个肌肉的圆周经由上的软件程序跟踪功能测定。这将产生两个CSA以及最小鼬直径(测量纤维横截面尺寸的被表示为对一个粒子相反两侧的两个平行切线之间的最小距离)的测量。注意:当CSA和鼬最小直径测量开始高原,肚皮中旬已经达到。
  6. 库存和归档的幻灯片在-80℃的未来染色。
    注意:OCT不需要之前被除去以stainin摹程序​​。一旦载玻片盖上盖玻片,他们准备立即染色。

4.染色

注:虽然详细的一步一步的程序,可以在产品数据表中找到,并应遵循染色程序,个人优化可能需要以获得最佳的染色。

  1. 因为安装介质(见表)是不与水混溶的,通过分级醇增加脱水载玻片(每次2分钟,70%,95%和100%的乙醇),并清除它们用二甲苯(100%,5分钟),以确保幻灯片不会成为不透明随着时间的推移。
  2. 盖玻片部分,并让他们干。图片显微镜配备图像处理软件。

结果

该组向上收获和组织冷冻可以看出,在图1中 。切下的组织应存储在浸泡在PBS中,以避免在干燥( 图1A)纱布。当组织被选择以用于组织学分析,他们应该被浸入OCT和布置在低温模具的正确方向,并尽可能接近生理长度尽可能以确保准确的形态( 图1B)。异戊烷适于组织冷冻的浆液可以通过冷却的异戊烷在液氮中,并搅拌,直到小白色沉淀出现在底部来实现?...

讨论

组织学和免疫组化已被用作主要的工具在理解表现和病理的进展在各种神经肌肉疾病。经典地,肌肉活检第一固定在甲醛,然后用石蜡包埋蜡。虽然甲醛固定保持组织结构,并允许组织存储和运输,在RT,这也灭活酶和蛋白质交联迫使进一步措施,以实现精确的免疫染色。这个问题与使用冰冻切片消除,但这种方法提出了获得最佳的染色效果和准确的诠释14,15独特的技术挑战。

披露声明

The authors have nothing to disclose.

致谢

We would like to thank Alex Miller for manuscript revisions. This work was supported with the research grants awarded to M.G. from Cure CMD, Struggle Against Muscular Dystrophy (SAM) and Muscular Dystrophy Association (218938).

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
CryostatLeica CM 1850Leica Microsystems Inc.Buffalo Grove, IL 60089 U.S.A., office phone 1-800-248-0123
Alternative: Richard Allen Scientific
MicroscopeNikon Eclipse 50iNikon Instruments Inc.1300 Walt Whitman Road, Melville, N.Y. 11747-3064 U.S.A., Phone: 1-631-547-8500
Alternative: Olympus
Image analysis softwareNikon Imaging Software Basic ResearchNikon Instruments Inc.1300 Walt Whitman Road, Melville, N.Y. 11747-3064, U.S.A., Phone: 1-631-547-8500
Alternatives: Image J, Metamorph
Isoflurane14043-220-05JD Medical Dist. Co., Inc.1923 West Peoria Avenue, Phoenix, AZ 85029 U.S.A.
OCT4583Sakura Inc.Torrence, CA 90501 U.S.A.
Alternative source: Leica Microsystem
Freeze It23-022524Thermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA, 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
Disposable tissue mold22-363-554Thermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
Colorfrost plus slides9991001Thermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
Acetone650501-4LSigma-Aldrich3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
Ethyl alcoholHC-1300-1GLThermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
2-methyl butaneM 32631-SLSigma-Aldrich3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
XyleneHC-7001GAThermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
Cytoseal 2808311-4Thermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
Hematoxylin Gill #3CS402-1DThermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific
Eosin6766007Thermofisher790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A.
Alternative source: VWR Scientific

参考文献

  1. Bonnemann, C. G., et al. Diagnostic approach to the congenital muscular dystrophies. Neuromuscular disorders : NMD. 24, 289-311 (2014).
  2. Caughey, J. E., Pachomov, N. The diaphragm in dystrophia myotonica. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 22, 311-313 (1959).
  3. Fetterman, G. H., Wratney, M. J., Donaldson, J. S., Danowski, T. S. Muscular dystrophy. I. History, clinical status, muscle strength, and biopsy findings. AMA J Dis Child. 91, 326-338 (1956).
  4. Platzer, A. C., Chase, W. H. Histologic Alterations in Preclinical Mouse Muscular Dystrophy. The American journal of pathology. 44, 931-946 (1964).
  5. Mercuri, E., et al. Muscle magnetic resonance imaging involvement in muscular dystrophies with rigidity of the spine. Ann Neurol. 67, 201-208 (2010).
  6. Tasca, G., et al. Different molecular signatures in magnetic resonance imaging-staged facioscapulohumeral muscular dystrophy muscles. PloS one. 7, e38779 (2012).
  7. Girgenrath, M., Dominov, J. A., Kostek, C. A., Miller, J. B. Inhibition of apoptosis improves outcome in a model of congenital muscular dystrophy. The Journal of clinical investigation. 114, 1635-1639 (2004).
  8. Kumar, A., Yamauchi, J., Girgenrath, T., Girgenrath, M. Muscle-specific expression of insulin-like growth factor 1 improves outcome in Lama2Dy-w mice, a model for congenital muscular dystrophy type 1A. Human molecular genetics. 20, 2333-2343 (2011).
  9. Mehuron, T., et al. Dysregulation of matricellular proteins is an early signature of pathology in laminin-deficient muscular dystrophy. Skeletal muscle. 4, 14 (2014).
  10. Yamauchi, J., Kumar, A., Duarte, L., Mehuron, T., Girgenrath, M. Triggering regeneration and tackling apoptosis: a combinatorial approach to treating congenital muscular dystrophy type 1 A. Human molecular genetics. 22, 4306-4317 (2013).
  11. Sheriffs, I. N., Rampling, D., Smith, V. V. Paraffin wax embedded muscle is suitable for the diagnosis of muscular dystrophy. Journal of clinical pathology. 54, 517-520 (2001).
  12. Fox, C. H., Johnson, F. B., Whiting, J., Roller, P. P. Formaldehyde fixation. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 33, 845-853 (1985).
  13. Maccarty, W. C. The Diagnostic Reliability of Frozen Sections. The American journal of pathology. 5, 377-380 (1929).
  14. Shi, S. R., et al. Evaluation of the value of frozen tissue section used as 'gold standard' for immunohistochemistry. Am J Clin Pathol. 129, 358-366 (2008).
  15. Turan, T., et al. Accuracy of frozen sections for intraoperative diagnosis of complex atypical endometrial hyperplasia. Asian Pacific journal of cancer prevention : APJCP. 13, 1953-1956 (2012).

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