JoVE Logo

登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

我们提出了一种相当简单和敏感的方法,用于准确定量小鼠肝脏中的胆管密度。该方法有助于确定遗传和环境修饰剂的影响,以及潜在疗法在胆汁疾病小鼠模型中的有效性。

摘要

老鼠被广泛用作研究胆汁疾病的模型。为了评估胆汁系统的发展和功能,使用了各种技术,包括血清化学、组织学分析和特定标记物的免疫染色。虽然这些技术可以提供有关胆汁系统的重要信息,但它们通常不能显示整个肝脏胆管 (BD) 发育缺陷的完整情况。部分原因在于小鼠肝脏能够强大的能力排出胆汁,即使在胆汁发育有显著损害的动物中也是如此。在这里,我们提出了一个简单的方法,以计算与每个门户静脉 (PV) 相关的 D 的平均数量,这些部分涵盖突变/转基因小鼠的所有叶。在这种方法中,肝脏以立体的方式安装和分割,以方便各种基因型和实验条件之间的比较。BD通过细胞角素染色胆汁的光学显微镜进行识别,然后除以肝脏部分的PV总数。例如,我们展示了这种方法如何能够清楚地区分野生型小鼠和Alagille综合征的小鼠模型。这里介绍的方法不能替代可视化胆汁树三维结构的技术。然而,它提供了一种简单而直接的方法,定量评估BD的发展和小鼠的导管反应形成程度。

引言

胆汁树是哺乳动物肝脏的关键部分,允许胆汁从肝细胞进入肠道。内肝胆管(BDs)是由胆囊形成,通过Notch和TGF+信号1,2与双电位肝细胞区分。正确规范和承诺胆汁及其组装成成熟的BD对肝胆内树的发展至关重要。随着肝脏在发育过程中或器官再生时生长,胆汁系统需要沿着肝脏发展,以确保适当的胆汁排水。此外,一些综合和非合成性疾病导致肝内3的缺乏。此外,一些急性和慢性肝病引起所谓的肝脏导管反应,这些反应被定义为存在大量细胞,这些细胞表示胆道标记,但不一定来自胆道细胞或形式专利BD4.在多系统紊乱阿拉吉勒综合征(ALGS),单体不全的诺奇配体锯齿1(JAG1)导致不良的BD形成和胆汁症5,6。我们的实验室最近证明,以前生成的Jag1杂物小鼠线7是ALGS 8中BD贫乏的动物模型。在这个ALGS的小鼠模型中,胆小板仍然存在。然而,他们未能承诺纳入成熟的专利BD8。因此,在BD缺乏模型中分析肝脏需要的不仅仅是胆汁的明显存在或缺乏。准确评估成熟性BD在肝脏中存在的程度非常重要。

在解剖病理学中,有公认的定量方法来评估BD是否存在9。例如,对人类患者ALGS的研究通常通过分析每个肝脏活检至少10个门户血管9,10来量化BD到门户静脉(PV)比率。分析形状和整体存在或缺乏专利的BD,结合血清化学,可以提供关于小鼠11,12,13的BD发展的宝贵信息。然而,小鼠可能失去大量的BD,只有血清胆红素水平8略有增加。因此,一种定量方法,评估每个PV存在的BD数量,可以提供更直接的测量在小鼠的BD不足程度。在最近的一份报告中,我们量化了所有肝瓣中每PV的BD数,并报告Jag1+/+动物8的BD与PV比显著下降。在分析过程中,我们注意到,尽管炎症反应和管道反应的程度有显著差异,但BD与PV比并没有表现出太大的变异性8。此外,对BD与PV比的量化使我们能够证明,在Jag1+/+动物中去除一个糖基转移酶基因Poglut1副本可以显著改善其BD不足8。在Jag1+/+背景下,血管平滑肌细胞中Poglut1的有条件损失会导致 BD 数量逐渐增加,这是适度的 (20-30%)在P7,但在成人8变得突出。再次,这项技术允许我们证明,即使在P7,这些动物的BD密度的增加是统计显著。值得注意的是,通过树脂铸造分析,也验证了4个月大时这种基因型的BD密度增加。8这些观察和其他报告测量了不同ALGS小鼠模型14、15的BD密度,这促使我们把这种方法纳入我们的整体策略,以分析各种突变体中的胆汁缺陷和转基因小鼠。

在这里,我们详细介绍了一个简单的技术,可用于检查小鼠肝脏疾病模型中的BD缺乏程度(图1)。在此方法中,与胆小球菌标记物 (CK) 8 和 CK19 (下到广谱 CK, wsCK) 共同染色用于可视化小鼠肝脏中的 BD 和未合并的胆汁。对α平滑肌活动蛋白(αSMA)的抗体被添加到染色中,以标记血管。系统分析涵盖所有肝叶的一节中的BD与PV比,确保对每种基因型分析大量的PV。由于我们的方法依赖于在二维图像中量化 BD 和 PV,因此它不适合研究给定突变对胆汁树的 3D 结构的影响或小胆管的完整性。然而,它为调查人员提供了一个简单而客观的策略,以评估小鼠的胆汁发育情况。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

研究方案

所有动物被安置在贝勒医学院的屏障动物设施,根据机构动物护理和使用委员会的指导方针和批准的动物协议。

1. 小鼠肝脏组织收集

  1. 为肝脏收获准备小鼠
    1. 使用胶然化小鼠安乐死。
    2. 执行小鼠的宫颈脱位,以确保死亡。
    3. 在肋骨笼下方约一英寸处进行横向切口。
    4. 露出肝脏的整个腹腔表面。
  2. 小鼠肝脏的收集
    1. 小心,用小剪刀,切开连接肝脏和腹部其他器官的韧带。
    2. 切穿普通BD,将肝脏从肠道中分离出来。
    3. 通过抓住胆囊小心地取出肝脏,并立即放入50 mL管中,填充至四分之三甲醛(PFA)。

2. 在石蜡中固定和嵌入肝脏

  1. 固定
    1. 将肝脏组织固定在 4%PFA 中 48 小时,温度为 4°C。
    2. 在4°C下用70%EtOH清洗组织1小时。
    3. 用95%EtOH洗涤组织两次,每次在4°C下洗涤1小时。
    4. 用100%EtOH洗涤组织两次,每次在4°C下洗涤1小时。
  2. 结算
    1. 在室温下,用清除剂(材料表)清洗肝组织三次,每次30分钟。
      注:第三次洗涤后,肝脏应感到僵硬。
  3. 嵌入石蜡
    1. 将组织盒放入石蜡中的组织模具中,进行3次涂片,每次30分钟。蜡应预热至 60°C。
    2. 将石蜡填充组织模具至四分之三高度,并保持在 60°C 的加热块上。
    3. 将肝脏放在模具中,腹腔面朝上。
    4. 小心地将模具从加热块中取出。
    5. 将盒顶放在模具上,用热液体石蜡顶放。
    6. 让模具和块冷却至室温过夜。
      注:组织块现在可以储存在室温下。

3. 分块肝组织

  1. 为切片准备块
    1. 将模具放在冰上 5 分钟,然后从模具中取出块。
    2. 用实验室纸巾在冰块和冰块之间放置冰块。
    3. 不切片时,将块保持在冰上,以获得最佳的组织切片效果。
  2. 分割肝块
    1. 使用微质元,首先从肝脏表面的背端分割开始。截面应为 5 μm。
    2. 检查解剖显微镜下的表层部分,以确保各部分没有被截层或折叠。
    3. 取一部分肝脏,包括牛叶。
      注:对于某些块,您将在同一组织切片上有左、中、右和牛叶。
    4. 对于同一幻灯片上不存在所有四个叶的块,继续切片,直到同一张幻灯片上出现左、中叶和右叶。

4. 用于 wsCK 和 _SMA 的免疫性基化学

  1. 免疫性化学的幻灯片处理
    1. 选择每个基因型的一张幻灯片进行分析。
    2. 在二甲苯中洗涤幻灯片 15 分钟,100% EtOH,95% EtOH,最后 70% EtOH(每个溶液 3 x 5 分钟)。
    3. 在去离子 H2O 中清洗幻灯片 5 分钟。
    4. 将幻灯片浸入抗原检索溶液中(基于Tris的高pH值)。
    5. 在压力锅中,在压力锅中加热 3 分钟,10 psi。
    6. 让幻灯片冷却至室温(约 35 分钟)。
  2. 阻塞组织部分
    1. 使用巴氏笔,勾勒幻灯片上的部分。
    2. 应用磷酸盐缓冲盐水(PBS)= 0.1%补间覆盖部分两次,每次5分钟。
    3. 通过在 PBS 中 1:50 混合正常山羊血清 (NGS) 进行阻塞缓冲液 = 0.3% Triton。为了有足够的缓冲液用于阻断和初级抗体的应用,每节100μL就足够了。
    4. 每节应用100μL的阻滞溶液。
    5. 在 4°C 下孵育堵塞溶液覆盖的幻灯片 1 小时。
  3. wsCK 和 _SMA 的染色
    1. 稀释抗CK8和抗CK19抗体16(发育研究杂交瘤库,TROMA-I和TROMA-III,分别)1:20在阻断缓冲液中染色的wsCK。在同一缓冲液中稀释抗βSMA抗体17(材料表)至1:200。
    2. 将含有所有三种抗体的稀释抗体溶液的100 μL涂抹到每个部分。
    3. 在4°C处孵育抗体溶液覆盖的幻灯片过夜。
    4. 用 PBS = 0.1% Triton 清洗幻灯片三次,每次 5 分钟。
    5. 稀释二级抗体(抗鼠-Alexa488和抗小鼠Cy5)1:200在PBS = 0.3%Triton。
    6. 将含有两种次级抗体的次级抗体的100μL涂在幻灯片上。
    7. 在室温下孵育1小时。
  4. DAPI 核染色和安装
    1. 洗幻灯片三次,每张5分钟。
    2. 在每个部分应用 100 μL DAPI (1:3000) 10 分钟。
    3. 将防褪色安装介质(材料表)涂抹到幻灯片上,并在组织部分顶部放置玻璃盖玻片。将幻灯片放在 4°C 过夜。第二天密封幻灯片。
    4. 将幻灯片存储在 4°C,并在安装后的 1 周内存储图像。

5. D的成像和定量

  1. 成像肝部分
    1. 在成像之前,在实验室成员的帮助下,自己看不到样本的基因型。确保所有成像文件没有基因型或其他特定的识别信息,除了动物/样本编号。
    2. 使用荧光显微镜,以每截面的 1 倍变焦拍摄 20 倍图像,并确保对肝脏的每个 PV 进行成像。包括左叶、中叶、右叶和牛叶。
      注:我们通常发现每个动物60-90个入口,这取决于肝脏的大小。
    3. 要识别 PV,请查看 _SMA 加 wsCK 染色。*SMA 阳性但缺少 wsCK 染色的结构不是门户结构。
  2. 身份证的识别和计数
    1. 创建包含以下列的电子表格:动物/样本编号、图像编号、PV 数和 BD 数。
    2. 遍历每个图像,识别并记录每个图像的 PV 数。
    3. 通过围绕可定义的流明存在的胆小子 (wsCK+) 来识别每个图像中的专利 BD。结构应该是不同的,并与其他wsCK®细胞的间质分离。
    4. 计算每个专利 BD 并放置在与图像编号相同的列中。
    5. 对 PV 拍摄的每个图像执行此操作。
    6. 计算肝脏样本中所有 PV 和所有 BD 的总和。
    7. 计算肝脏样本的 BD 与 PV 比率。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

结果

我们之前记录了Jag1+/+动物的胆汁缺陷,这是ALGS8的小鼠模型。为了确定BD与PV比,我们对P30小鼠肝脏进行切片,并将其与血管标记αSMA一起用于CK8和CK19(wsCK)。共染色。然后,我们拍摄了每个肝叶中的所有 PV。如图2A所示,我们将 PV 定义为具有相邻 wsCK 染色(箭头)的 _SMA 染色容器。没有 wsCK 的 _SMA 染色结构是中央静脉,不应包含在分析中(...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

讨论

小鼠BD发育与修复分析是研究胆囊性疾病发病机制和机理的重要工具。此外,新疗法的发展部分取决于建立可重复的,最好是可量化的表型。小鼠模型中的电流表示通常涉及血清化学、肝脏信息学和细胞类型特定标记物的免疫染色。虽然这些技术产生了关于胆管系统的结构和功能的宝贵信息,但它们不能直接测量给定基因操作对发育系统数量的影响。在解剖病理学中,通过分析活检第9...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

披露声明

提交人没有利益冲突。

致谢

作者感谢美国国家卫生研究院(R01 GM084135和R01 DK109982)的支持,来自德克萨斯州医疗中心消化疾病中心的试点/可行性奖,由NIH P30 DK56338颁发,阿拉吉勒综合征加速器奖来自医学基金会

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
Isothesia (Isoflurane)Henry Schein11695-6776-2
DesiccatorBel-Art16-800-552
10% PFAElectron Microscopy Sciences15712
50 mL tubeThermoScientific339653
70% EthanolDecon Laboratories2401
95% EthanolDecon Laboratories2801
100% EthanolDecon Laboratories2701
HistoChoiceVWR Life SciencesH103-4Lclearing agent
Omnisette Tissue CassetteFisher HealthCare15-197-710E
MacrosetteSimportM512
Paraplast X-TRAMcCormick Scientific39503002Parrafin
Tissue MoldFisher Scientific62528-32
MicrotomeMicromHM 325
Superfrost Plus Microscope SlidesFisher Scientific12-550-15
XyleneFisher ScientificC8H10
Tris-Based Antigen RetrievalVector LaboratoriesH-3301
Pressure CookerInstant PotLux Mini
Mini Pap PenLife Technologies8877
Polyoxyethylene 20 Sorbitan Monolaurate (Tween-20)J.T. BakerX251-07
Octyl Phenol Ethoxylate (Triton-X-100)J.T. BakerX198-07
Normal Goat SerumJackson Immunoresearch005-000-121
anti-CK8Developmental Studies Hybridoma BankTROMA-IAntibody Registry ID AB531826
anti-CK19Developmental Studies Hybridoma BankTROMA-IIIAntibody Registry ID AB2133570
anti-αSMASigma AldrichA2547, Clone 1A4
anti-rat-Alexa488ThermoFisherA21208
anti-mouse-Cy5Jackson Immunoresearch715-175-151
DAPIVector LaboratoriesH-1000
22 x 50 mm2 micro cover glassVWR Life Sciences48393 059
Fluorescence MicroscopeLeicaDMI6000 B
KimwipesKimtech Science05511
VECTASHIELDVector LaboratoriesH-1000Antifade Mounting Medium

参考文献

  1. Zong, Y., et al. Notch signaling controls liver development by regulating biliary differentiation. Development. 136 (10), 1727-1739 (2009).
  2. Clotman, F., et al. Control of liver cell fate decision by a gradient of TGFβ signaling modulated by Onecut transcription factors. Genes & Development. 19 (16), 1849-1854 (2005).
  3. Karpen, S. J. Update on the etiologies and management of neonatal cholestasis. Clin Perinatol. 29 (1), 159-180 (2002).
  4. Roskams, T. A., et al. Nomenclature of the finer branches of the biliary tree: canals, ductules, and ductular reactions in human livers. Hepatology. 39 (6), 1739-1745 (2004).
  5. Oda, T., et al. Mutations in the human Jagged1 gene are responsible for Alagille syndrome. Nature Genetics. 16 (3), 235(1997).
  6. Li, L., et al. Alagille syndrome is caused by mutations in human Jagged1, which encodes a ligand for Notch1. Nature Genetics. 16 (3), 243(1997).
  7. Xue, Y., et al. Embryonic lethality and vascular defects in mice lacking the Notch ligand Jagged1. Human Molecular Genetics. 8 (5), 723-730 (1999).
  8. Thakurdas, S. M., et al. Jagged1 heterozygosity in mice results in a congenital cholangiopathy which is reversed by concomitant deletion of one copy of Poglut1 (Rumi). Hepatology. 63 (2), 550-565 (2016).
  9. Hadchouel, M. Paucity of interlobular bile ducts. Seminars in Diagnostic Pathology. 9 (1), 24-30 (1992).
  10. Emerick, K. M., et al. Features of Alagille syndrome in 92 patients: frequency and relation to prognosis. Hepatology. 29 (3), 822-829 (1999).
  11. Poncy, A., et al. Transcription factors SOX4 and SOX9 cooperatively control development of bile ducts. Dev Biol. 404 (2), 136-148 (2015).
  12. Hofmann, J. J., et al. Jagged1 in the portal vein mesenchyme regulates intrahepatic bile duct development: insights into Alagille syndrome. Development. 137 (23), 4061-4072 (2010).
  13. McCright, B., Lozier, J., Gridley, T. A mouse model of Alagille syndrome: Notch2 as a genetic modifier of Jag1 haploinsufficiency. Development. 129 (4), 1075-1082 (2002).
  14. Andersson, E. R., et al. Mouse Model of Alagille Syndrome and Mechanisms of Jagged1 Missense Mutations. Gastroenterology. 154 (4), 1080-1095 (2018).
  15. Loomes, K. M., et al. Bile duct proliferation in liver-specific Jag1 conditional knockout mice: effects of gene dosage. Hepatology. 45 (2), 323-330 (2007).
  16. Brulet, P., Babinet, C., Kemler, R., Jacob, F. Monoclonal antibodies against trophectoderm-specific markers during mouse blastocyst formation. Proc Natl Acad Sci U S A. 77 (7), 4113-4117 (1980).
  17. Skalli, O., et al. A monoclonal antibody against alpha-smooth muscle actin: a new probe for smooth muscle differentiation. J Cell Biol. 103 (6 Pt 2), 2787-2796 (1986).
  18. Kamath, B. M., et al. A longitudinal study to identify laboratory predictors of liver disease outcome in Alagille syndrome. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition. 50 (5), 526(2010).
  19. Mouzaki, M., et al. Early life predictive markers of liver disease outcome in an International, Multicentre Cohort of children with Alagille syndrome. Liver International. 36 (5), 755-760 (2016).
  20. Shiojiri, N. Development and differentiation of bile ducts in the mammalian liver. Microsc Res Tech. 39 (4), 328-335 (1997).
  21. Crawford, J. M. Development of the intrahepatic biliary tree. Semin Liver Dis. 22 (3), 213-226 (2002).
  22. Kaneko, K., Kamimoto, K., Miyajima, A., Itoh, T. Adaptive remodeling of the biliary architecture underlies liver homeostasis. Hepatology. 61 (6), 2056-2066 (2015).
  23. Schaub, J. R., et al. De novo formation of the biliary system by TGFbeta-mediated hepatocyte transdifferentiation. Nature. 557 (7704), 247-251 (2018).
  24. Sparks, E. E., Huppert, K. A., Brown, M. A., Washington, M. K., Huppert, S. S. Notch signaling regulates formation of the three-dimensional architecture of intrahepatic bile ducts in mice. Hepatology. 51 (4), 1391-1400 (2010).
  25. Tanimizu, N., et al. Intrahepatic bile ducts are developed through formation of homogeneous continuous luminal network and its dynamic rearrangement in mice. Hepatology. 64 (1), 175-188 (2016).
  26. Walter, T. J., Sparks, E. E., Huppert, S. S. 3-dimensional resin casting and imaging of mouse portal vein or intrahepatic bile duct system. J Vis Exp. (68), e4272(2012).
  27. Popper, H., Kent, G., Stein, R. Ductular cell reaction in the liver in hepatic injury. J Mt Sinai Hosp N Y. 24 (5), 551-556 (1957).
  28. Yimlamai, D., et al. Hippo pathway activity influences liver cell fate. Cell. 157 (6), 1324-1338 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

转载和许可

请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

请求许可

探索更多文章

146NotchJag1

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

政策

使用条款

隐私

科研

教育

关于 JoVE

版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有,本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。