确定肥胖小鼠的基础能量消耗和产热脂肪细胞消耗能量的能力

摘要

该手稿描述了一种方案，用于测量肥胖小鼠中产热脂肪细胞的基础代谢率和氧化能力。

摘要

能量消耗测量对于了解新陈代谢的变化如何导致肥胖是必要的。通过使用代谢笼测量全身氧气消耗，_CO2 产生和身体活动，可以确定小鼠的基础能量消耗。产热棕色/米色脂肪细胞（BA）对啮齿动物的能量消耗有显着贡献，特别是在低环境温度下。在这里，肥胖小鼠的基础能量消耗和总BA能量消耗能力的测量在两个详细的方案中描述:第一个解释如何使用协方差分析（ANCOVA）设置测定来测量基础能量消耗，这是一项必要的分析，因为能量消耗与体重共同变化。第二种方案描述了如何测量小鼠 体内 BA能量消耗能力。该过程涉及麻醉，需要限制由身体活动引起的支出，然后注射β3-肾上腺素能激动剂CL-316，243，其激活BA中的能量消耗。这两种方案及其局限性进行了足够详细的描述，以允许成功的首次实验。

引言

代谢可以被定义为负责营养吸收，储存，转化和分解的生化反应的整合，细胞用于生长和执行其功能。代谢反应将营养物质中含有的能量转化为一种可以被细胞用来合成新分子和执行工作的形式。这些生化反应在将这种能量转化为维持生命的可用形式方面本质上是低效^的1。这种低效率导致热量形式的能量耗散，这种热量产生用于量化生物体的标准代谢率（SMR）¹。标准条件通常被定义为在清醒但休息的成年人中产生的热量，不摄入或消化食物，在热中性且没有任何压力^{的情况下1}。小鼠的基础代谢率（BMR）或基础能量消耗被称为SMR，但在轻度热应激（环境温度21-22°^C）下摄入和消化食物的个体中1。直接测量产热的挑战和困难使得间接量热法（即通过氧气消耗测量计算产热量）成为确定BMR的最流行的方法。从氧气消耗量计算BMR是可能的，因为线粒体氧化营养物质以合成ATP占生物体消耗总氧气的72%，其中8%的总氧气消耗量也发生在线粒体中，但不产生ATP（非耦合呼吸）¹。其余20%的氧气消耗大部分可归因于其他亚细胞位置的营养氧化（过氧化物酶体脂肪酸氧化），合成代谢过程和活性氧的形成¹。因此，在1907年，Lusk建立了一个基于经验测量的方程，广泛用于将氧气消耗和_CO2 产生转化为热量的能量耗散。在人类中，大脑约占BMR的25%，肌肉骨骼系统约占18.4%，肝脏约占20%，心脏约占10%，脂肪组织约占3-7%²。在小鼠中，组织对BMR的贡献略有不同，大脑代表约6.5%，骨骼肌约13%，肝脏约52%，心脏约3.7%，脂肪组织约占5%³。

值得注意的是，定义BMR的生化反应不是固定的，并且会根据不同的需求而变化，例如外部工作（体力活动），发育（组织生长），内部应力（抵消感染，损伤，组织周转）和环境温度的变化（防寒）¹。一些生物体在冷暴露中积极地招募过程以产生热量，这意味着新陈代谢产生的热量不仅仅是偶然的副产品。相反，进化选择了可以通过改变代谢反应速率来特异性上调热量的调节机制¹。因此，这些相同的耗氧量测量可用于确定生物体响应寒冷产生热量的能力。

两个主要过程有助于在冷暴露时产生热量。第一种是颤抖，它通过增加肌肉中的线粒体氧化磷酸化和糖酵解来产生热量，以覆盖不自主肌肉收缩所做的体力劳动。因此，冷暴露会增加肌肉的氧气消耗¹。第二种是非颤抖产热，这是通过增加棕色和米色脂肪细胞（BA）的氧气消耗而发生的。BA中能量散发到热量中是由线粒体解偶联蛋白1（UCP1）介导的，它允许质子重新进入线粒体基质，降低线粒体质子梯度。UCP1对线粒体质子梯度的耗散通过电子转移和氧气消耗的升高以及质子耗散 本身 释放的能量增加热量产生，而不会产生ATP（解耦）。此外，产热BA可以通过激活无效的氧化ATP合成和消耗循环来招募额外的机制，这些机制可以提高氧气消耗量而不会导致质子梯度中的大耗散。这里描述的代谢笼，即哥伦布仪器的CLAMS-Oxymax系统，提供了在不同环境温度下测量能量消耗的可能性。然而，要使用全身耗氧量测量来确定BA产热能力，需要:（1）消除颤抖和其他非BA代谢过程对能量消耗的贡献，以及（2）特异性激活 体内BA产热活性。因此，第二种方案描述了如何在热中性（30°C）下使用麻醉小鼠的药理学选择性地激活 体内 BA，麻醉和热中性限制其他非BA产热过程（即体力活动）。激活BA的药理策略是用β3-肾上腺素能受体激动剂CL-316，246治疗小鼠。原因是冷暴露促进交感神经反应释放去甲肾上腺素以激活BA中的β肾上腺素能受体，从而激活UCP1和脂肪氧化。此外，β3-肾上腺素能受体表达在小鼠脂肪组织中高度富集。

研究方案

所有实验均获得加州大学洛杉矶分校（UCLA）机构动物护理和使用委员会的批准。将小鼠在代谢笼中 随意 施用其饮食和水，将其置于温度受控环境（〜21-22或30°C）中，具有12小时的光/暗循环。本研究使用8周龄的雌性小鼠喂食高脂肪饮食或chow饮食8周。

1. 基础代谢率（BMR）的测量

1. 使用重量秤测量鼠标的总重量，精度在0.1g范围内。
   注意:这必须在将小鼠安置在代谢笼中之前以及在适应代谢笼的2-3天之后完成。
2. 使用适当的身体成分分析系统测量身体成分，包括未麻醉小鼠的脂肪和瘦体重（见 材料表）。
   注意:这些测量是确定能量消耗所必需的，并且与总体重测量并行执行（步骤1.1）。
3. 设置代谢笼并开始适应期。
   注:代谢笼系统包括一个外壳，允许用户控制12个笼子的外壳温度和光线（图1A，B）。每个笼子都有一个水瓶，一个喂料器和一个网格（图1C）。网格将鼠标与笼子的底部分开，允许粪便收集。一旦将保持架安装在每个预定的空间上，密封笼子的盖子包括水瓶槽，管道采样空气，气流系统和体力活动传感器（图1D）。
   1. 在开始测定前2小时打开温度外壳，气流系统和计算机。
   2. 2小时后，打开控制外壳（见 材料表）和气流的软件，让软件测试计算机与设备的通信。
      注:本工作使用了Oxymax软件。
   3. 建立通信后，单击 "文件"，然后单击" 打开实验配置" （图2A），然后选择供应商预先设计的实验配置（或从以前的分析中设置的实验配置）。
   4. 单击" 试验"，然后单击" 属性"，这将打开"试验属性"窗口（图 2B）。
   5. 在"属性"窗口中，设置环境存储模块的参数，包括环境温度 （21 °C） 和 12 小时光照周期。
      注:保持软件打开并运行可让空气流入保持架和外壳，以保持选定的温度和光照周期。因此，整个系统可以在笼子内与小鼠一起运行数天，即使不测量氧气和_CO2。
   6. 单击" 实验"，然后单击" 设置"，将打开 "实验设置" 窗口，其中定义了每个代谢笼的参数。
   7. 将每个鼠标ID分配给存放鼠标的单个笼子（图2C）。
   8. 仅当组间未观察到体重差异时，才包括每只小鼠的瘦体重或总体重。
      注意:获取氧气消耗和能量消耗的原始值有助于ANCOVA分析。
   9. 将代谢笼的气流速率设置为0.5-0.6 L/min。
   10. 在"实验设置"窗口中，选择文件保存路径和名称。选择备份目录（图2D）。
   11. 向喂食器添加预先加权的食物量，至少覆盖1天的食物摄入量。
       注意:如果笼子有集成的秤，则可以直接添加食物，软件将记录下来。
   12. 加入水瓶。检查瓶子是否正确密封且未泄漏。
   13. 加入食物24小时后，称量留在笼子上的食物。
       注意:添加的食物克数减去剩余食物的克数将测量食物摄入量。
   14. 一旦食物摄入量值与常规笼子中的小鼠相同，就开始氧气，_CO2和活动测量（步骤1.4.10）。
       注意:在这里，适应期（通常为2-3天）完成，能量消耗测量可以开始。
4. 间接量热和活动测量，以评估能量消耗
   1. 在开始测量之前，测量所有小鼠的体重，脂肪和瘦体重。
      注意:这些是用于执行ANCOVA分析的体重和瘦体重值。
   2. 校准CLAMS系统的_O2 和_CO2 氧化锆基检测器（见 材料表）与推荐的氧浓度;在开始新的实验之前，始终重新校准检测器。
   3. 使用已知成分的校准气体（20.50%氧气和0.50%_CO2）。
      注:气体供应商通常将这种气体称为"初级标准等级"。
   4. 打开并确保油箱输出压力为5-10 psi。
   5. 打开校准实用程序软件，用于校准和测试气体传感器（图2E）。单击 实验，然后单击 校准。
   6. 按开始。然后，等待测试传感器，等待软件要求用户转动气体传感器的旋钮（图2F），直到_O2标识的值为1（图2G-H）。步骤完成后单击"下一步"。
      注:如果校准实用程序执行所有当前步骤，则在填充进度条时，校准将自动进入下一步。
   7. 完成所有步骤后验证校准结果，并显示结果。
   8. 关闭校准气体。
   9. 更换食物并添加足够的食物48-72小时。
      注意:虽然在能量消耗测量期间可以打开笼子以监测体重并每天更换食物，但这些操作可能会给小鼠施加压力，并且当打开笼子时，测量值会丢失。因此，建议在测量期间避免任何操作。
   10. 在软件中，单击" 实验 "，然后单击" 运行" 以开始氧气_、CO2 和活动测量（图 3A）。
       注:测量的执行可以在软件左下角的框中实时跟踪（红色矩形， 图3B）。 图 3B 中的红色矩形显示系统以 #3 的间隔测量笼 #1，即第 3 次测量。在一个笼子中进行一次测量大约需要1分钟。因此，连接12个保持架时，大约每12分钟可以测量一次氧气消耗量。建议连续测量至少48小时。
   11. 通过单击" 实验 "，然后单击"停止"来 停止 实验（图3C）。
   12. 打开笼子，称量老鼠和食物。收集粪便以计算48-72小时测量期间排泄的卡路里和脂质的数量。
       注意:粪便可以储存在-20°C以供以后分析。这些笼子不能有效地用于收集尿液。
   13. 依次单击 "实验"，然后单击" 导出"，然后将 所有主题导出 为 CSV 文件（图 3D）。
       注意:为了便于ANCOVA分析，必须输出原始氧气消耗量（_VO2）和_CO2产生量（VCO2）值，而不按体重进行标准化。
5. 数据分析和质量控制
   1. 在导出的CSV表（图3D）（从步骤1.4.13开始）中，使用_在2-3天内每12分钟测量一次的氧气消耗量（_{VO2）和CO2产生量}（VCO2）的原始值，这些值由软件自动列出并包含时间戳，即测量时的小时和日期。
      注意:如果添加体重或瘦体重值，_{VO2 和} VCO2 值将自动校正。
   2. 在导出的 CSV 工作表中，使用呼吸交换比的原始值（RER:_VCO2/_VO2），这些值由软件根据其时间戳自动计算和列出。
      注意:接近1的值表示小鼠主要氧化碳水化合物，而接近0.7的值表示小鼠主要氧化脂肪。在无氧运动期间，RER高于1可能发生，因为身体会排出更多的_CO2 来补偿由乳酸引起的酸中毒。RER 高于 1 表示应力。导出的 CSV 文件还包含能量消耗 （EE） 或每只小鼠每分钟卡路里产生的热量的原始值，在 2-3 天内每 12 分钟测量一次。此处，所有列出的值都包含时间戳。
   3. 由于 ANCOVA 需要每个鼠标单个 EE 值，因此在 09:00-16:00 之间记录的 EE 值（对于浅色（日）相位，在 19:00-04:00 之间记录的 EE 值对于每只小鼠和白天的黑暗（夜间）相位。
      注意:这可以使用Excel或Graph Pad手动完成。选择这些两次窗口可避免对与明暗相变相关的中间、渐进和不稳定的 EE 值求平均值。
   4. 对于 48 小时的时间段，使用 Excel 或图形垫计算每个鼠标的两个日光值和两个暗相值的平均值。
   5. 要量化总体力活动，请使用 Excel 或 Graph Pad 对在代谢笼中测量并在 CSV 文件中列出的每只小鼠的 x、y 和 z 光束断裂计数求和。
      注意:x，y，z 总活动是通过首先计算每个鼠标和周期的每个 X，Y，Z 的平均值来计算的。然后，确定每个鼠标和周期的每个平均X，Y，Z值的总和，以绘制 如图5E所示的数据（即2天的平均值）。
   6. 或者，表示显示每个测量值随时间变化的数据，该数据生成曲线，说明从浅色到暗循环过渡期间 EE 的变化。
      注意:请参阅有关如何以及何时执行ANCOVA分析的讨论部分，补充文件1中提供了用于计算_VO2，VCO2和EE的不同公式。

2. 测量产热脂肪细胞消耗能量的能力

1. 设置测量和小鼠治疗。有关监测氧气消耗的实验制剂的详细信息，请参见步骤1，因为脂肪细胞中的产热能力由步骤2.1.1-2.2.2的氧气消耗间接确定。
   注意:该方案需要小鼠麻醉和使用β-3受体激动剂CL-316，243进行急性治疗（见 材料表），快速评估BA产热能力。
   1. 进行身体成分分析并称量小鼠。打开CLAMS，将温度设置为30°C（热中性），然后等待2小时，让整个系统预热。
   2. 设置其余的测定条件，包括轻，将小鼠ID分配给每个笼子，并在组之间没有观察到体重差异的情况下添加相应笼中每只小鼠的体重值。
   3. 按照步骤 1.4.2-1.4.7 校准氧气/_CO2 检测器。
   4. 在软件中启动实验。
   5. 向每只小鼠注射戊巴比妥（60-120mg / kg），并将每只小鼠置于其指定的代谢笼中（步骤2.1.2）。
      注意:维持小鼠在热中性（30°C）下睡眠所需的戊巴比妥剂量随小鼠品系和基因型而变化。建议测试50至120mg / kg的不同戊巴比妥剂量，并选择在30°C下2-3小时内保持小鼠麻醉的剂量。 有效的麻醉对于消除身体活动对能量消耗的贡献至关重要。
   6. 为了确保麻醉，在戊巴比妥注射后观察小鼠，直到它们完全睡着并且其降低的耗氧率变得稳定。
   7. 在注射CL-316，243之前，等待获得至少3个稳定的连续耗氧率。
      注意:在等待氧气消耗稳定的同时，为每只小鼠准备CL-316，243（1mg / kg）的注射器。
   8. 打开 1 号笼子，在 1 号笼中进行一次 VO2 和 _VCO2 测量后立即皮下注射 CL-316，₂₄₃ 。注射后立即将鼠标放回笼子#1。
      注:测量结果在软件的左下角实时显示（图3B，红色矩形）。
   9. 等待测量笼子#2（图3B，红色矩形），然后按照步骤2.1.8对笼子#2进行。
      注意:测量后立即注射CL-316，243可以保持注射之间的时间常数。例如，如果有12只小鼠/笼子在运行，测量结果依次收集在单个笼子中，每个笼子的收集持续55秒，那么您应该每分钟注射一只小鼠。有了这些注射速率，所有12个笼子中注射后12分钟后将进行第一次测量。
   10. 继续能量消耗测量，直到能量消耗值稳定，连续测量5-6次，通常在注射后90-180分钟。
       注意:小鼠可以在实验期间从麻醉中醒来。这些小鼠需要从分析中移除。因此，事先测试戊巴比妥剂量将提高研究的效率。
   11. 停止能量消耗测量，但将小鼠保持在30°C的笼子里，直到它们醒来。
   12. 在小鼠完全清醒后，检查小鼠的健康状况并将其返回初始笼中。
   13. 使用设备软件将每个鼠标的数据导出为 CSV 文件，如第 1.4.13 节所述。
2. 数据分析
   注意:数据分析由 Excel 或 Graphpad 执行
   1. 绘制随时间稳定且恒定的_VO2，_VCO2和EE的3-5个连续值，因为这些是代表小鼠完全麻醉时代谢率的值。
   2. 然后，绘制注射后获得的第一个和随后的连续_VO2，VCO2和EE测量值。
      注:EE的绝对值和注射诱导的EE的倍增表明BA产热功能⁷。

结果

图4 显示了使用CLAMS系统的代谢笼获得的_VO2，_VCO2，产热/能量消耗（EE），呼吸交换比（RER）和X，Y，Z体力活动值。CLAMS系统提供的_VO2 和_VCO2 是每分钟的气体体积（mL），可以通过在开始测量之前在CLAMS软件中输入这些重量值来除以体重或瘦体重值。但是，如果观察到小鼠组之间的体重差异，则不得输入体重值，因为需要ANCOVA分析并且Oxymax软件无...

讨论

多年来，间接量热法一直用于评估全身能量消耗⁴。本文中描述的该协议提供了一种使用代谢笼测量基础代谢率和测定 体内 BA产热能力的直接方法。

这里描述的间接量热法证实，将能量消耗值除以体重值可能会产生误导。例如，它可以得出结论，在所有肥胖小鼠模型中，能量消耗系统性地降低。然而，在一些肥胖的小鼠模型中，总能量消耗可能更高，...

材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
CLAMS-Oxymax System	Columbus Instruments	CLAMS-center feeder-ENC	Including enviromental enclosure and Zirconia oxygen sensor
Desktop PC with Oxymax Software	HP/Columbus	N/A	PC needed to be purchased separately
Drierite jug (Calcium Sulfate with Cobalt Chloride Indicator)	Fisher Scientific	23-116681	Needed to dry the gas entering the oxygen sensor, humidity can damage the sensor
NMR for body composition	Echo-MRI	Echo-MRI 100	Measure lean and fat mass in alive mice. It is necessary for ANCOVA analyses.
CL-316-243	Sigma	C5976	Injected to the mice subcutaneously to activate thermogenesis
High fat diet	Research Diets	D12266B	Provided to the mice prior and during measurements
Pentobarbital/Nembutal	Pharmacy at DLAM	N/A	Anesthesia for the mice
Primary standard grade gas (tank and regulator)	Praxair	NI CD5000O6P-K/PRS 2012-2331-590	20.50% Oxygen, 0.50% CO2 balanced with nitrogen used for calibration