心内注射人前列腺癌细胞以创建骨转移异种移植小鼠模型

摘要

在这里，我们提出了一种用于心内注射人前列腺癌细胞的方案，以生成具有骨转移病变的小鼠模型。

摘要

作为最常见的男性恶性肿瘤，前列腺癌（PC）的死亡率排名第二，主要是由于65%-75%的骨转移率。因此，了解前列腺癌骨转移的过程和相关机制对于开发新的治疗方法至关重要。为此，骨转移的动物模型是必不可少的工具。在这里，我们报告了通过心内注射前列腺癌细胞 来 生成骨转移小鼠模型的详细程序。生物发光成像系统可以确定前列腺癌细胞是否已准确注射到心脏中并监测癌细胞转移，因为它在监测转移性病变发展方面具有很大的优势。该模型复制播散癌细胞的自然发育，在骨骼中形成微转移，并模仿前列腺癌骨转移的病理过程。为进一步探索本病的分子机制和 体内 治疗效果提供了有效的工具。

引言

前列腺癌是112个国家中男性最常见的癌症，在人类发展指数^{较高的国家中}排名第二1^，2。前列腺癌患者的死亡大多是由转移引起的，约65%-75%的病例会发生骨转移^3，4。因此，迫切需要预防和治疗前列腺癌骨转移，以改善前列腺癌患者的临床结果。骨转移动物模型是探索前列腺癌骨转移各阶段涉及的多阶段过程和分子机制，从而确定治疗靶点和开发新疗法不可或缺^{的工具5。}

生成前列腺癌骨转移实验动物模型的最常见方法包括原位、骨干内（如胫骨内）和心内注射前列腺癌细胞。原位注射的骨转移模型是通过将前列腺癌细胞直接注射^到小鼠的前列腺中而生成的6^，7。该实验动物模型与前列腺癌骨转移具有非常相似的临床特征。然而，转移主要发生在腋窝淋巴结和肺，^{而不是骨8，9}。前列腺癌的胫内注射模型直接将前列腺癌细胞注射到胫骨中，骨（胫骨）肿瘤形成率高^10，11;但是，骨皮层和骨髓腔很容易受损。此外，胫骨注射方法不能刺激前列腺癌骨转移的病理过程，其中癌细胞通过循环定植骨骼。为了研究癌细胞骨转移率较高的循环、血管外渗和远处转移，已经开发出一种通过将前列腺癌细胞直接注射到小鼠左心室的心内注射技术⁸，^12，13。这使其成为骨转移研究的有价值的动物模型⁸。心内注射法显示骨转移率约为75%⁹，^14，远高于原位注射法。因此，心内注射是生成前列腺癌骨转移动物模型的理想方法。

这项工作旨在描述建立前列腺癌骨转移小鼠模型的过程，让读者可视化模型的建立。目前的工作提供了详细的过程，预防措施和说明性图片，以通过在无胸腺小鼠中心内注射人前列腺癌细胞 来 生成骨转移异种移植模型。该方法为进一步探索前列腺癌骨转移的分子机制和 体内 治疗效果提供了有效的工具。

研究方案

6至8周龄雄性BALB / c无胸腺小鼠（n = 10）在12小时光照/黑暗循环条件下，在无特异性（SPF）动物室中单独通风的小鼠笼子（5只小鼠/笼）中，自由获得SPF饲料和无菌水。小鼠在实验前适应性喂养一周。所有动物实验均经上海中医药大学动物福利委员会批准。

1. 细胞制备

1. 在前列腺癌细胞注射当天，用预冷无菌PBS（pH 7.4）洗涤在10cm细胞培养皿中培养的80%-90%汇合荧光素酶标记的PC-3细胞（PC-3-荧光素酶）。用 1.5 mL 的 0.25% 胰蛋白酶胰蛋白酶消化 3 分钟，并在用含有 10% 血清的 6 mL F-12 培养基淬灭胰蛋白酶后将细胞收集到 15 mL 离心管中。
   注意:PC-3-荧光素酶细胞系在转染pLV-荧光素酶载体¹⁵后来源于PC-3细胞系。
2. 使用自动细胞计数仪，通过将20μL细胞悬液转移到细胞计数板上来计算细胞浓度（参见 材料表）。
3. 在室温（RT）下以800× g 离心细胞5分钟。
4. 使用移液管弃去上清液并将细胞沉淀重悬于F-12培养基中（参见 材料表），最终细胞密度为1 x 10⁷ 个细胞/ mL。
5. 始终将细胞保持在冰上，直到注射。
6. 将细胞带到手术室并在2小时内完成细胞注射。
   注意:准备额外的细胞悬液（通常根据需要加倍体积）以确保准确的注射剂量（例如，避免注射器内的死区）。

2. 人前列腺癌细胞心内注射手术

注意:用于心脏内注射的手术设备是1 mL注射器（图1）。在整个过程中提供热支持，直到动物从麻醉中恢复。

1. 将鼠标放在SPF动物室中。使用无菌柜内的灭菌设备执行所有程序。
2. 在2 L / min氧气流速下使用2%异氟醚和98%氧气麻醉小鼠。
   注意:在小鼠的眼睛上涂抹少量眼科软膏，以避免麻醉期间干燥。在通风良好的区域进行整个手术。确保在细胞注射前通过捏住鼠标的脚趾来深度麻醉鼠标。如果反应（例如抽搐或抽搐）仍然存在，请等待更多时间让麻醉生效。
3. 将鼠标置于超位，并固定垂直伸展远离中线的两条上肢（图2A）。
4. 用手术胶带将鼠标从腹部向下固定。避免用力按压和移位内脏（图2B）。
   注意:保持地形解剖结构（即用胶带固定）至关重要，因为心内注射是盲目的（即，心脏上的准确注射部位是肉眼看不见的）。
5. 用70%乙醇棉签消毒胸部皮肤。
6. 通过触诊前胸壁中部，识别胸骨中最低端凹陷处的小鼠剑突。通过从前胸壁中间向上触诊，识别手掌上缘中央凹陷处的小鼠颈静脉切迹。
7. 用记号笔标记剑突和颈静脉切口的最下点（图2A）。在这两个地标的中间做第三个标记，在第三个肋间隙的心脏上方稍微向右（动物的左边）做第三个标记。
   注意:注射部位位于中线左侧1-2毫米，注射点在小鼠的第三和第四肋骨之间（图2A）。
8. 将 200 μL 细胞悬液加载到 1 mL 注射器中。
   注意:如图 2C所示，在注射器中保留气泡，以确保血液脉动。上样前必须彻底混合细胞悬液。
9. 垂直插入26 G针头穿过注射部位（图2D）。
10. 将握住注射器的手稳定放在桌子上，或用另一只手保持稳定。确保注射器的长轴垂直于注射部位，并将注射器皮下插入约2mm。
11. 当针尖正确插入左心室时，针毂和/或细胞悬液中可见鲜红色血脉动。如果血液脉动不可见，则针尖不在心脏中。缩回并更换针头（以防针头内的血液凝固停止血液搏动）。再次插入针头。
12. 注射细胞。在40-60秒内非常缓慢地注入细胞悬液（100μL），并保持握住注射器的手始终稳定。
    注意:密切关注注射器中的细胞悬液，不要将注射器内的气泡注入心脏。
13. 用干棉签对注射部位施加压力15秒，以确保针头缩回时止血。
14. 将鼠标放回干净的笼子并监测动物，直到它从麻醉中完全恢复。
15. 在注射后24小时内用 体内 生物发光系统对小鼠进行成像，以确保癌细胞已进入体循环。
    注意:正确注射的癌细胞通过左心室 进入 动脉循环，这可以通过全身可见的生物发光信号看到（例如，见 图3A）。
16. 进行 体内 生物发光成像。
    1. 打开仪器和计算机。当仪器和计算机上的电源指示灯变亮时，打开软件，然后打开 图像采集 窗口。
    2. 在设备窗格中识别连接到计算机的 活体 成像系统。将要成像的鼠标以仰卧位放入成像室中。然后关闭成像室的门。
    3. 在"图像采集"窗口中提供的"设置"窗格中设置参数。
       1. 使用 镜头>变焦> 1 倍、镜头>对焦> 108 和 镜头>光圈> F 2.8 设置参数以使图像清晰。
       2. 在"滤镜与光线"中设置拍摄通道 :滤镜与光线> 滤镜>发光、滤镜与灯光>>关闭和 滤镜与光线>光强度>中间。
       3. 设置要拍摄的图像类型: 成像>类型>单帧、成像>曝光时间> 500 ms、成像> HDR 模式>低增益模式。单击" 获取 "按钮以获取图像。
17. 通过 体内 生物发光可视化转移性癌症生长。
    注意:在可视化的每个时间点，腹膜内将200μL荧光素底物注入20g小鼠（150mg / kg）中，并在麻醉前等待15分钟（2%异氟醚与98%氧气在诱导室中混合）。将鼠标放在生物发光成像系统平台上。通过含有2%异氟醚的鼻罩维持麻醉。

3.病理检查

1. 细胞注射四周后，通过吸入CO₂ 然后颈椎脱位处死小鼠。
2. 将鼠标固定在仰卧位。用手术剪刀从腹部到胸部做一个垂直切口（约6厘米），暴露并粗略检查腹部和胸部的所有器官是否有癌变和/或病理变化。
   注意:对于心脏内癌细胞注射研究，心脏附近纵隔的癌症病变表明癌细胞注射错误（未注射到左心室的细胞）;因此，这些小鼠不包括在最终的数据收集中。
3. 用剪刀切除转移性肿瘤。使用卡尺测量肿瘤的长直径（a）和短直径（b），使用公式V = 1/2××b²计算肿瘤体积（V），并使用电子秤称量肿瘤。
4. 将肿瘤组织固定在10%福尔马林溶液中，然后包埋在石蜡中。或者，在液氮中快速冷冻肿瘤。
5. 切除有转移性病变的骨骼（后肢、椎骨和/或肋骨）。去除皮肤和肌肉后，将每只小鼠的标本固定在含有20mL 10%福尔马林溶液的50mL管中24小时，然后在10%EDTA溶液中脱钙14天，频繁更换缓冲液（每3天）。
6. 将标本嵌入石蜡中，并对样本进行常规组织学检查¹⁶.

结果

生物发光成像在监测心内注射模型的转移性病变发展方面具有巨大的优势。癌细胞注射后不久（24小时内），使用生物发光成像来可视化进入一般循环的癌细胞（图3A）。当癌细胞被正确注射到动脉循环中时，全身都会看到明显的生物发光信号。来自仅在注射部位（心脏）显示生物发光信号的小鼠数据应从最终数据收集中排除。细胞注射后2周观察到后肢的转移性病变（

讨论

心内注射人前列腺癌细胞产生骨转移是探索前列腺癌骨转移的功能和机制以及评价治疗效果的理想小鼠模型。研究表明，骨损伤最有可能发生在胫骨近端和股骨远端¹⁷，这可能是由于它们的高血管化和代谢活性。

由于骨转移是乳腺癌患者中经常观察到的转移性病变，因此通过心内注射乳腺癌细胞产生的骨转移模型也常用于乳腺癌研究^18?...

材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 mL syringes and needles	Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd	20200411	The cells were injected into the ventricles of mice
Anesthesia machine	Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd	R500IP	Equipment for anesthetizing mice
Automatic cell counter	Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd	IC1000	For counting cells
BALB/c athymic mice	Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd.	Male	6-8 week old, male mice
Bioluminescence imaging system	Shanghai Baitai Technology Co., Ltd	Vieworks	For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase
Centrifuge tube (15 mL, 50 mL)	Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd	430790, Corning
EDTA solution	Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd	G1105	For decalcification of bone tissure
F-12 medium	Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd	21700075, GIBCO	Cell culture medium
Formalin solution	Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd	BL539A	For fixing the specimen of each mouse
Isoflurane	Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd	VETEASY	For anesthesia
Lipofectamine 2000	Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd	11668027, Thermo fisher	Plasmid transfection reagent
PC-3 cell line	Cell Bank of Chinese Academy of Sciences	TCHu 158	Prostate cancer cell line
Phosphate-buffered saline	Beyotime Biotechnology	ST447	Wash the human osteosarcoma cells
Trypsin (0.25%)	Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd	25200056, Gibco	For detaching the cells
Vector (pLV-luciferase)	Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd	VL3613	Plasmid for transfection
X-ray imaging system	Brook (Beijing) Technology Co., Ltd	FX PRO	For obtaining x-ray images to detect tumor growth
μCT80	Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd	Scanco Medical AG,Switzerland	For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction,  and μCT Ray V3.4A model visualization software.